Name: a fluorescence-based assay of phospholipid scramblase activity
Uploaded: 2016-09-20T08:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
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This study was supported by the Velux Stiftung (A.K.M.), NIH grant EY024207 (A.K.M.) and the Austrian Science Fund (FWF) project J3686 (B.P.).

리포좀과 테오 1. 준비 <ol><li> 리포좀 형성 <ol><li> 유리 주사기를 사용하여, POPC 몰비 52.5 μmol 지질을 수득하는 둥근 바닥 플라스크에 (클로로포름, 25 ㎎ / ㎖) 160 μL의 POPG (클로로포름, 25 ㎎ / ㎖) 1435 μL의 POPC를 추가 POPG = 9 : 1. </li><li> (물 욕 용제이 볼륨이 필요 없음) 145 rpm의 회전 속도로 회전 증발기를 사용하여 30 분 동안 지질을 건조한 후, 실온에서 밤새 적어도 3 시간 또는 위해 진공 데시 케이 터로 플라스크를 전송할 (RT). </li><li> 의 50 mM HEPES pH 7.4의 100 mM의 NaCl을 10 mL의 건조 된 지질 막을 수화 부드럽게 균질 현탁액 혼탁 결과까지 플라스크를 소용돌이 그래피 (이하, 완충액 A라고 칭함); 주 :이 단계에서 지질 농도가 더 손실이 지금까지 발생하지 정상적으로 5.25 mm로 할 것으로 예상된다. </li><li> 주파수 O 실온에서 10 분 동안 수욕에서 초음파 처리 현탁액F 40 kHz에서. 이 솔루션은 다소 명확하게 볼 것이다. </li><li> 압출기를 사용하여 200 nm의 기공 크기를 갖는 멤브레인을 4 패스로 돌출하는 제 2 사이클에 이어 400 nm의 기공 크기를 가진 막을 통해 현탁액을 10 회 통과한다. 참고 얻어진 LUVs의 평균 직경은 ~ 175 ㎚이다. 필요한 경우, LUVs의 크기 및 동질성은 제조업체의 지시에 따라 동적 광산란에 의해 확인 될 수있다. </li><li> 섹션 1.2의 설명 참조) LUV 현탁액의 인지질 농도를 정량화. 참고 : 압출 동안 손실의, 농도는 일반적으로 약 3.6 밀리미터 때문입니다. </li><li> 즉시 사용하지 않을 경우 약 2 주 동안 4 ° C에서 LUVs를 저장합니다. </li></ol></li><li> 인지질 정량 주 : 인지질 재구성에 사용 LUV 현탁액의 농도뿐만 아니라, 최종적으로 생성되는 테오의 등을 결정하기 위해, 샘플의 분취 액이다 subje과염소산에 의해 산화 cted. 이 절차는 기준 (23)과 비교하여 비색 분석에 의해 정량화 무기 포스페이트 방출 인지질을 분해. <ol><li> 탈 이온화 증류수 인산 나트륨 40 mM의 스톡 용액 (NA 2 HPO 4)을 준비한다. </li><li> 4 mM의 교정 기준이 될 수있는 솔루션을 0.4mm의 작동을 얻기 탈 증류수 원액을 희석. </li><li> 작업 용액을 사용하여, 0 내지 50 μL의 최종 부피 80 nmol의 인산 나트륨 범위 13 × 100 ㎜ × 2 유리관의 표준 제조. </li><li> LUV 및 proteoliposome 샘플을 각각 정량 10 μl를 타고 13 × 100 ㎜ × 2 유리 튜브에 DDH 2 O 40 μl를 희석. 주 : LUVs와 테오의 지질 농도 범위이므로 2.5-5 μM, 시료 10 μL을 25-50 nmol의 지질 인을 함유한다.</li><li> 가열 블록에서 145 ° C에서 1 시간 동안 기준 샘플과 열 각각에 300 μL 과염소산 추가. 증발을 방지하기 위해 튜브에 구슬을 넣어. </li><li> 튜브는 실온으로 냉각하자 DDH 2 O 1 ㎖를 추가 </li><li> 갓 준비 12g / L의 몰리브덴 산 암모늄 및 50g / L의 아스 코르 빈산 나트륨과 소용돌이 각각 혼합하는 400 μl를 추가합니다. </li><li> 튜브 위에 구슬 100 ° C에서 10 분 동안 가열한다. 가열 블록의 튜브를 제거하고 실온으로 냉각하자. </li><li> 797 nm의 파장에서 분광 광도계로 블랭크 (0 nmol의 인산 나트륨을 함유하는 표준 시료)에 대하여 샘플의 흡광도를 측정한다. </li><li> 교정 표준 곡선에 대한 샘플의 인산 함량을 결정합니다. </li></ol></li><li> 옵신의 재구성 주 : 이들의 세제의 특성에 의존 할뿐만 아니라, 재구성을위한 최적의 팽윤 상태를 결정할 필요가있다LUVs의 지질 조성 및 농도. LUVs이 과정을 붓기에 자신의 광 산란 특성을 변경하면 리고와 레비 (24)와 Geertsma 등. (25)에 의해 검토로 흡광도 (그림 2)을 측정하여 모니터링 할 수 있습니다. <ol><li> 피펫 LUVs 800 μL (섹션 1.1에서, 압출 후의 지질 회수가 70 %이기 때문에, LUVs 예상 농도 3.6 mM의 인지질 인) 2 ㎖의 미세 원심 분리 튜브에. </li><li> A. DDM 버퍼에 용해 (/ V는 W)의 완충액 A 5.3 ㎕의 10 % 34.7 μl를 추가 </li><li> 엔드 오버 엔드 혼합하면서 실온에서 3 시간 동안 인큐베이션. </li><li> 한편, 폴리스티렌 비즈를 준비 : <ol><li> 샘플 당 구슬의 400 밀리그램을 사용하여 유리 비커에 그들을 밖으로 무게. </li><li> 물과 메탄올로 두 번 세 번 씻어 한 번 버퍼 A. 각 세척 단계의 사용을 위해 액 5 mL를 10 분 동안 천천히 저어. 참고 :이 폴리스티렌을 준비하는 것이 좋습니다예를 들어, 한 번에 여러 샘플을위한 비즈, 구슬 6g의 무게와 액체의 75 ㎖로 세척한다. 과량의 비드 며칠 동안 냉장고에 저장 될 수있다. </li></ol></li><li> 당 샘플 0.4 몰 %를 수득 NBD-PC 9.5 μL (1 밀리그램 / 클로로포름 용액 : 소포 불안정화의 마지막 30 분 동안 스크류 캡 유리관에서 NBD 표지 인지질 ( &#39;재구성 유리관&#39;)를 건조 총 인지질) 유리관에서 질소 기류하에 건조하고이어서 0.1 %의 45 μL (완충액 A의 w / v)의 용해에 DDM </li><li> 소포 불안정화 3 시간 1 ml의 최종 용적이 0.36 %를 함유하는 예를 용해-NBD 표지 된 인지질은 DDM - 가용화 된 단백질을 추가 버퍼 후 (W / V), 즉, 7 mm의 DDM. <ol><li> 이와 같이, (0.1 % DDM에 용해) NBD-PC 45 μL, 0.1 % DDM 60 μL 및 완충액 A 55 μL를 추가 (a 대조 시료로서 사용) 무 단백질 리포좀을 생성하는 단계; 테오에 대한 시험을 추가,PLE, 0.1 % DDM에서 (~ 110 NG / μL의 전형적인 스톡 용액으로부터) 단백질을 40 μL가 NBD-PC의 45 ㎕를 0.1 %의 DDM 20 μL 및 완충액 A 중 55 μl를 (0.1 % DDM에 용해) . 참고 : 또한의 순서로 나열되어야합니다. </li></ol></li><li> 실온에서 끝을 통해 추가 시간 종료에 대한 샘플을 섞는다. </li><li> 제조 된 폴리스티렌 비드 80 mg의 추가 엔드 오버 엔드 RT에서 1 시간 동안 혼합하여 시료를 배양한다. </li><li> 다음 폴리스티렌 비드의 추가 160 mg의 추가 엔드 오버 엔드 RT에서 추가로 2 시간 동안 혼합하면서 배양한다. </li><li> 신선한 폴리스티렌 비드 160 ㎎을 함유하는 유리 스크류 캡 튜브에 시료 (뒤에서 폐 폴리스티렌 비드를 떠나)을 전송하고 4 ℃에서 밤새 혼​​합한다. 주의 : 샘플을 옮기고 비드를 흡입을 방지하는 가장 쉬운 방법은 약간의 포지티브 압력 유리관의 바닥에 밀어 파스퇴르 피펫을 사용하는 것이다. 피펫의 팁은 단단히되면상기 튜브의 하단은, 다음 샘플 비드의 간섭없이 쉽게 배출 될 수있다. </li><li> 다음날 아침은 scramblase 활동 분석을위한 준비에 얼음에 구슬과 장소를 통해 전달하지 않고 미세 원심 분리 튜브에 샘플을 전송합니다. </li></ol></li></ol> 2. Scramblase 활동 분석 주 : 완충액 A로 희석 리포좀 또는 테오의 형광 강도는 형광 분광계 온산의 첨가시 시간에 따른 모니터링된다. 안정한 출발 강도를 얻기 위해서는, 형광은 끊임없이 교반 샘플 온산 추가하기 전에 적어도 50 초 (또는 안정된 신호가 얻어 질 때까지)에 대해 기록하고 온산를 추가 한 후 적어도 500 초 동안 이어진다. <ol><li> 미니 볶음 막대를 포함하는 플라스틱 큐벳에 버퍼 A의 1,950 μl를 추가합니다. </li><li> (리포좀) 제조 proteo의 50 μl를 추가하고 샘플이 형광 분광에 평형하자몇 초 동안 일정하게 교반 미터. </li><li> 한편 0.5 M 버퍼링 트리스 (두 샘플은 미세 원심 분리 관에 온산 20 mg의 달아 114에 용해 예에 대해 1 M 디티 오 나이트 용액을 제조 μL 빙냉 직접 사용하기 전에, 다음 얼음에 보관 0.5 M 트리스 견본). 참고 : 온산 솔루션을 새로 준비해야하고 준비 후 20 분을 사용할 수 없습니다; 다수의 측정이 이루어져야하는 경우 온산의 분취 량을 미리 칭량 바로 사용하기 전에 용해시킬 수있다. </li><li> 형광 모니터링을 시작합니다 (여기 470 nm의, 방출 53​​0 nm의, 폭 0.5 nm의 슬릿). </li><li> 기록 형광 (가능한 경우 큐벳 챔버의 뚜껑에 격막을 사용)를 시작한 후 큐벳 50 초에 1 M 디티 오 나이트 솔루션의 40 μl를 추가하고 추가로 400 ~ 600 초 동안 형광을 기록하는 것을 계속한다. </li><li> 제 3 항에 기재된 데이터를 분석한다. </li></ol> 삼.데이터 분석 <ol><li> 스크램블링의 속도론 <ol><li> 초기 형광을 정의하여 scramblase 활성 분석에 의해 얻어진 각 샘플의 형광을 추적 특성화 F I, 디티 추가 및 종점 형광 F가 도달하기 전에&gt; 400 초 후. F에서 I 전에 온산 첨가로 30 초 동안 형광의 평균값을 각 샘플에 대해 결정된다. </li><li> 형광 감소의 정도, R = 100에 해당하는 엔드 포인트 데이터를 결정 • F / F 난. 우리는 옵신 함유 테오에 대한 무 단백질 리포좀과 R의 P의 용어 R의 L를 사용합니다. </li></ol></li><li> 기능적 재구성 Scramblase의 분자량 결정 <ol><li> 하기 식에 따라 형광 감소 데이터를 변환 : P (≥1 scramblase) = (R P - R L) / (R 최대 - R의 L) (식 1) 노트: R 최대 충분한 단백질 시료 내의 모든 소포는 적어도 하나의 기능 scramblase을 보유하도록 재구성 될 때 얻어지는 최대 감소이고, p는 재구성 된 샘플의 특정 소포가 &#39;scramblase 활성&#39;될 확률이고, 즉, 적어도 하나의 기능을 가지고 scramblase. R 최대 대신 예상 100 % (실험&gt; 1 밀리그램 / 밀리몰의 PPR와 옵신 테오 대해 결정될 수 R 최대)의 일반적으로 82.5 % 3 반면 R의 L 값은 통상 45 % (3)이다. R 최대 같이 &lt;100 %는 소체의 서브 모집단 재구성 난치성 인 것으로한다. R의 최대 = 82.5 %를, 단백질을 수용 할 수없는 소포의 비율은 0.35이다. </li><li> 다음과 같이 포아송 통계에 의해 P (≥1 scramblase) 및 PPR (mg의 단백질 / 밀리몰의 인지질) 사이의 관계를 설명 : 전자 - P (≥1 scramblase는 1) = <s&gt; -m = 1까지 - 특급 (-PPR / α) (식 2) 참고 : 어디 mg의 단백질 / 밀리몰의 인지질 단위로 소포 및 α = 모노 지수 맞는 일정에 따라 scramblases의 m = 수입니다. </li><li> 소포의 분획 (논의 참조)에도 높은 PPR에 스크램블링에 기여하지 않기 때문에, 방정식을 수정 P (≥1 scramblase) = 1 - 특급 (-PPR * / α) (식 3) 주 : 여기서, f는,이 경우, PPR * = PPR / 0.65 (식 4)에서 소포 내화성 인구 또는 PPR * = PPR / (1-F). 참고 : 맞는 상수 α는 모노 지수 함수와 PPR * 대 P (≥1 scramblase)의 그래프를 피팅에 의해 결정된다. 옵신 (분자량 41.7 kDa의)는 기능적으로 175 나노 미터 직경의 소포로 재구성하면 단량체, α = 0.187 mg의 밀리몰 -1 (각 소포는 28 인지질 (26)이있다). 이 옵신 dimerizes 경우 종래 α는, scramblase 활성 소체를 수득 3을 재구성 할= 0.37 mg을 밀리몰 -1. PPR보다는 PPR *는 분석을 위해 사용되는 것 인 경우, 대응하는 α 값은 0.122 및 0.244 mg을 밀리몰 -1이 될 것이다. α에 대한 이러한 예측 값은 모든 옵신 분자가 기능적 능력이 있다고 가정합니다. 분자의 일부만 지질 스크램블 능력이면 α의 대응 값보다 큰 것이다. </li></ol></li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+reconstituted+P-glycoprotein+multidrug+transporter+is+a+flippase+for+glucosylceramide+and+other+simple+glycosphingolipids.">The reconstituted P-glycoprotein multidrug transporter is a flippase for glucosylceramide and other simple glycosphingolipids.</a> Biochem. J. 389, 517-526 (2005).</li><li>Marek, M., G&#252;nther-Pomorski, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assay+of+Flippase+Activity+in+Proteoliposomes+Using+Fluorescent+Lipid+Derivatives.">Assay of Flippase Activity in Proteoliposomes Using Fluorescent Lipid Derivatives.</a> Methods Mol. Biol. 1377, 181-191 (2016).</li><li>Coleman, J. A., Kwok, M. C. M., Molday, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+purification,+and+functional+reconstitution+of+the+P4-ATPase+Atp8a2,+a+phosphatidylserine+flippase+in+photoreceptor+disc+membranes.">Localization purification, and functional reconstitution of the P4-ATPase Atp8a2, a phosphatidylserine flippase in photoreceptor disc membranes.</a> J. Biol. Chem. 284, 32670-32679 (2009).</li><li>Coleman, J. A., Quazi, F., Molday, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mammalian+P4-ATPases+and+ABC+transporters+and+their+role+in+phospholipid+transport.">Mammalian P4-ATPases and ABC transporters and their role in phospholipid transport.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1831, 555-574 (2013).</li><li>Romsicki, Y., Sharom, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholipid+flippase+activity+of+the+reconstituted+P-glycoprotein+multidrug+transporter.">Phospholipid flippase activity of the reconstituted P-glycoprotein multidrug transporter.</a> Biochemistry. 40, 6937-6947 (2001).</li><li>Zhou, X., Graham, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstitution+of+phospholipid+translocase+activity+with+purified+Drs2p,+a+type-IV+P-type+ATPase+from+budding+yeast.">Reconstitution of phospholipid translocase activity with purified Drs2p, a type-IV P-type ATPase from budding yeast.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106, 16586-16591 (2009).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

scramblase 활동 분석은 옵신는 인지질의 scramblase 활동이이 결정하기 위해 원래 우리를 활성화. 분석은 또한 우리 특이성을 테스트하여 옵신의 scramblase 활성을 특성화하도록 허용 (우리는도 1a에 NBD-PC에 대해 표시 나에로 아실 체인 NBD 표지 NBD - 포스파티딜 에탄올 아민 등의 NBD 표지 된 리포터 지질의 다양한 사용 헤드 그룹, NBD-핑고 마이 엘린 또는 NBD-의 포스파티딜 2) ?...

감광체 로돕신 (문헌 1 예 검토)는 원형 G 단백질 - 결합 수용체가 발견되는 인지질 제 scramblase이고 생화학 2,3- 검증. Scramblases는 transbilayer 인지질 운동의 본질적으로 느린 속도를 증가 인지질 수송있는 양방향의 생리 학적으로 적절한 수준으로, ATP 독립적 인 방식 4-6. 그 동작의 예는 소포체와 항시 스크램블링은 물론 당화 경로 (5)의 다양한 멤브레인 항상성 및 성장에 필요한 박테리아 세포질 막에서 발견 될 수있다. 이 역할 여기서 규제 인지질 사멸 세포의 표면에 포스파티딜 세린 (PS)을 노출시키기 위해 필요한 스크램블링 식세포 7 - 신호 &quot;나 먹을&quot;단백질 인자의 생산을 촉진하는 활성화 된 혈소판에 응고 된 표면을 제공한다혈액 응고에 필요한 s의. 감광체 디스크 세포막, 로돕신의 스크램블링 활성을 ATP 의존적 단방향 지질에 의해 생성 된 이중층 두 막 전단지 간 인지질 불균형을 상쇄 제안 ABCA4 4,8,9 10-12 flippase되었다. 로돕신은 세포막에서의 PS 노출에 필요한 2+ 의존적 scramblases가 (기준 검토 (2), TMEM16 단백질 가족의 구성원이 CA로 확인되었다 광 수용체 디스크에 scramblase로보고 될 때까지 scramblases의 생리적 중요성에도 불구하고, 자신의 정체성이 애매 남아 13) 및 지질 II는 펩티도 글리 칸 합성 (14)에 필요한 scramblase으로 박테리아 단백질 FtsW 제안 하였다. 이 발견은 방법론 describ를 사용하여 결과 테오의 리포좀의 정제 된 단백질의 재구성 및 scramblase 활동의 데모를 기반으로 한여기 에드. 다른 잠재적 scramblases 15-21 - 펩티도 글리 생합성에 연루 MurJ와 AMJ 단백질, WzxE 및 관련 단백질이 O 항원 전구체를 스크램블링에 연루, MprF 단백질은 세균 세포질 막에 걸쳐 아미 노아 실화 포스파티딜를 이동시키다하는 데 필요한, 그리고 Xkr8 가족 구성원이 제안되었다 그 사멸 세포의 표면에 노출되도록 PS는 - 생화학 시험 될 남아있다. 이 식별 scramblase 활동을 특징 강력한 분석의 중요성을 강조한다. 여기서는 형광 계 분석을 이용하여 얻어진 테오에 큰 단일 층 소포 (LUVs)로 정제 옵신의 재구성, 감광체 로돕신의 아포 단백질, 및 scramblase 활동 이후의 분석을 설명한다. 이종 표현과 옵신 정화용 문학에서 사용할 수있는 몇 가지 잘 설명 프로토콜은 따라서 우리는하지 않습니다있다이 프로토콜에 대해 설명; 우리는 약 100 NG에 FLAG 태그가, 내열성 옵신 수득 고렌 외. (3)에 설명 된 프로토콜을 사용 / 0.1 %에 μL (w / v)의 dodecylmaltoside (DDM). 재구성은 팽창하지만, 용해되지 않도록 충분한 세제 LUVs 처리함으로써 달성된다. 이러한 조건 하에서, 막 단백질 - 단백질 세제 미셀의 형태로 공급이 - 리포좀에 통합되며 테오 결과 세제 분리 한 리포솜 멤브레인으로 재구성된다. (0.1 % (w / v)의 DDM으로 정제 된 단백질로서 수득) 옵신을 재구성하기 LUVs은 POPC (1- 팔미 토일 -2- oleoyl- SN -glycero -3- 포스 포 콜린) 및 POPG의 혼합물 (1- 제조 팔미 토일 -2- oleoyl- SN -glycero -3- [포스 라 세미 (1 글리세롤)]) 및 옵신 및 NBD-PC를 첨가하기 전에 포화 DDM. 세제는 폴리스티렌 비드와 함께 샘플을 처리하여 제거한다. 아가씨 = &quot;jove_content는&quot;&gt; 형광 계 분석의 기초가되는 원리는도 1b에 도시된다. LUVs 대칭 NBD-PC 또는 다른 NBD 형광 표지 된 인지질 기자 (도 1a)의 미량으로 재구성된다. 온산 추가에, NBD의 니트로 기와 같은 막 impermeant가 음이온은 LUVs의 외측 소엽에서 NBD-PC 분자 렌더링 비 형광 비 형광 아미노기로 환원된다. 도 NBD-PC 분자 나 온산 실험 (&lt;10 분)의 시간 - 스케일 막을 통과 할 수있는 바와 같이, 이는 형광 신호의 50 % 감소를 초래한다. 리포좀은 scramblase로 재구성되는 경우, 내부 전단에 NBD-PC 분자들이 감소 외부로 신속 스크램블링 할 수있다. 이것은 이상적인 경우 (도 1C)에서 형광의 총 손실을 초래한다. 에스 / ftp_upload / 54635 / 54635fig1.jpg &quot;/&gt; . 그림 1 : scramblase 활동 분석의 도식 표현은 분석은 형광 NBD 표지 기자 지질을 사용; NBD-PC가 표시된다 (A). 대형 단일 층 소포는 NBD-PC의 미량으로 재구성된다. 재구성은 외부 및 내부 전단지에 균등하게 분산 NBD-PC와 함께, 대칭 소포를 생성합니다. 온산 (S 2 O 4 2-) 화학적으로 비 형광 아미노 그룹에 NBD의 니트로 그룹을 줄일 수 있습니다. 온산 (B, 위쪽) 무 단백질 리포좀의 치료는 감소 외측 전단만을 NBD-PC 분자 보낸 형광의 50 % 감소를 일으키는 : 디티 마이너스로 하전되고, NBD-PC 분자와 반응 할 수있는 멤브레인을 통과 할 수없는 내부 전단지입니다. 옵신 함유 테오 (B, 아래)의 온산 치료 즉, scramblase 활동 테오, F의 100 % 손실 결과같은 옵신 luorescence는 내부와 외부 사이에 전단 NBD-PC의 이동을 용이하게한다. (C)는 온산과 무 단백질 리포좀 옵신 - 함유 테오 처리하여 얻어진 형광 이상화 트레이스를 나타낸다. 형광 손실률은 온산 의해 NBD의 화학적 환원 스크램블링은 화학 반응의 속도 이상인 속도로 발생하고, 그 속도 - 제한임을 나타내는 두 경우 모두 동일하다. 실제 실험에서 얻은 흔적을 그림 3에 나타내었다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54635/54635fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 우리가 설명 된 방법은 다른 단백질 정제뿐만 아니라 세제 마이크로 솜 (22)을 추출하여, 예를 들어, 얻어진 막 단백질의 혼합물을 재구성하고 분석하는데 사용될 수있다.

<table><tbody><tr><td>1-palmitoyl-2-oleoyl-&lt;em&gt;sn&lt;/em&gt;-glycero-3-phosphocholine</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850457C</td><td>POPC</td></tr><tr><td>1-Palmitoyl-2-oleoyl-&lt;em&gt;sn&lt;/em&gt;-glycero-3-phospho-rac-(1-glycerol) (sodium salt)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>840457C</td><td>POPG</td></tr><tr><td>1-palmitoyl-2-{6-[7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl)amino]hexanoyl}-&lt;em&gt;sn&lt;/em&gt;-glycero-3-phosphocholine</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>810130C</td><td>NBD-PC</td></tr><tr><td>4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid</td><td>VWR Scientific</td><td>EM-5330</td><td>HEPES</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S7653-1KG</td><td>NaCl</td></tr><tr><td>Dodecyl-&amp;beta;-D-maltoside</td><td>Anatrace</td><td>D310 5 GM</td><td>DDM</td></tr><tr><td>Fluorimeter cuvettes</td><td>sigma</td><td>C0918-100EA</td><td>cuvettes</td></tr><tr><td>Spectrofluorometer</td><td>Photon Technology International, Inc.</td><td>fluorimeter</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydrosulfite technical grade, 85%</td><td>Sigma</td><td>157953-5G</td><td>dithionite</td></tr><tr><td>GraphPad Prism 5 software</td><td></td><td></td><td>Prism</td></tr><tr><td>Tris Base</td><td>VWR</td><td>JTX171-3</td><td>Tris</td></tr><tr><td>LIPEX 10 ml extruder&amp;nbsp;</td><td>Northern Lipids, Inc.</td><td></td><td>Extruder</td></tr><tr><td>Whatman, Drain disc, PE, 25 mm</td><td>Sigma</td><td>28156-243</td><td>Disc support</td></tr><tr><td>Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes, 0.4 &amp;micro;m, 25 mm diameter</td><td>Sigma</td><td>WHA110607</td><td>400 nm membrane</td></tr><tr><td>Whatman Nucleopore Track-Etched Membranes, 0.2 &amp;micro;m, 25 mm diameter</td><td>Sigma</td><td>WHA110606</td><td>200 nm membrane</td></tr><tr><td>sodium phosphate</td><td>Sigma</td><td>S3264-500G</td><td></td></tr><tr><td>VWR Culture Tubes, Disposable, Borosilicate Glass, 13 x 100 mm</td><td>VWR Scientific</td><td>47729-572</td><td>glass tubes</td></tr><tr><td>Perchloric acid</td><td>Sigma</td><td>30755-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Molybdate Tetrahydrate</td><td>Sigma</td><td>A-7302</td><td>ammonium molybdate</td></tr><tr><td>(+)-Sodium L-ascorbate</td><td>Sigma</td><td>A7631-25G</td><td>sodium ascorbate</td></tr><tr><td>Bio-Beads SM2 adsorbents</td><td>Bio Rad</td><td>1523920</td><td>polystyrene beads</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;2.0 ml Microtubes clear</td><td>VWR Scientific</td><td>10011-742</td><td>Reconstitution tubes</td></tr><tr><td>Reconstitution glass tube</td><td>VWR Scientific</td><td>53283-800</td><td>Reconstitution glass tubes</td></tr><tr><td>Zetasizer&amp;nbsp;</td><td>Malvern&amp;nbsp;</td><td></td><td>DLS</td></tr></tbody></table>

a fluorescence-based assay of phospholipid scramblase activity

Scramblases는 양방향 ATP 독립적 인 방식으로 막 이중층에 걸쳐 인지질을 이동시키다. 첫 번째 scramblase 식별 및 생화학, 감광체 로돕신의 아포 단백질을 옵신했다 확인합니다. 로돕신은 빛의 인식을 담당하는 망막의로드 시각 디스크 막에 지역화 G 단백질 결합 수용체이다. 로돕신의 scramblase 활동이 리간드 11- 시스 레티 날, 즉에 의존하지 않는다는 아포 단백질의 옵신도 scramblase으로 활성화됩니다. 스크램블링 구조적 및 규제 인지질 세포 생리에있어 중요한 역할을하지만, 몇 인지질 scramblases 지금까지 옵신 또한 확인되었다. 여기에서 우리는 옵신의 scramblase 활동의 형광 기반의 분석을 설명합니다. 옵신은 포스파티딜콜린, 포스파티딜 형광 NBD 표지 PC (1-P의 추적 량으로 구성된 대규모 단일 층 리포좀에 재구성almitoyl -2- {6- [7- 니트로 2-1,3-benzoxadiazole -4- 일) - 아미노] - 헥사 노일} - SN -glycero -3- 포스 포 콜린). Scramblase 활성 소포의 내부 전단에 위치 NBD-PC 분자들이 형광 화학적 막을 교차 할 수있는 환원제에 의해 제거되어 외주 전단에 액세스 할 수있는 정도를 측정함으로써 결정된다. 우리는 설명 방법은 일반적인 적용을 다른 막 단백질의 scramblase 활동을 확인하고 특성화하기 위해 사용될 수있다.

우리는 형광 기반의 분석을 사용하여 scramblase 활동의 특성을 LUVs에 옵신의 재구성에 대해 설명합니다. 우리는 스크램블링 옵신 - 중재 포스 포리 피드 속도에 하한치를 배치하고 옵신 기능적 소포로 재구성되는 올리고머 상태를 결정하는 결과를 분석한다. 최적의 재구성 조건을 식별하기 위해, 경험적으로 그들이 단백질의 ?...

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A Fluorescence-based Assay of Phospholipid Scramblase Activity

We describe a fluorescence-based assay to measure phospholipid scrambling in large unilamellar liposomes reconstituted with opsin.

인지질 Scramblase 활동의 형광 기반의 분석

Scramblases translocate phospholipids across the membrane bilayer bidirectionally in an ATP-independent manner. The first scramblase to be identified and ...

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

13.8K 조회수.  Weill Cornell Medical College. We describe a fluorescence-based assay to measure phospholipid scrambling in large unilamellar liposomes reconstituted with opsin. 

비디오: A Fluorescence-based Assay of Phospholipid Scramblase Activity

Single-molecule Super-resolution Imaging of Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate in the Plasma Membrane with Novel Fluorescent Probes

Phosphoinositides in the cell membrane are signaling lipids with multiple cellular functions. Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate (PI(4,5)P2) is a determinant phosphoinositide of the plasma membrane (PM), and it is required to modulate ion channels, actin dynamics, exocytosis, endocytosis, intracellular signaling, and many other cellular processes. However, the spatial organization of PI(4,5)P2 in the PM is controversial, and its nanoscale distribution is poorly understood due to the technical limitations of research approaches. Here by utilizing single molecule localization microscopy and the Pleckstrin Homology (PH) domain based dual color fluorescent probes, we describe a novel method to visualize the nanoscale distribution of PI(4,5)P2 in the PM in fixed membrane sheets as well as live cells.

PI(4,5)P2 regulates various cellular functions, but its nanoscale organization in the cell plasma membrane is poorly understood. By labeling PI(4,5)P2 with a dual-color fluorescent probe fused to the Pleckstrin Homology domain, we describe a novel approach to study the PI(4,5)P2 spatial distribution in the plasma membrane at the nanometer scale.

소설 형광 프로브와 플라즈마 막에서 포스파티딜 이노시톨 -4,5- 비스 포스페이트의 단일 분자 슈퍼 해상도 이미징

Phosphoinositides in the cell membrane are signaling lipids with multiple cellular functions. Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate (PI(4,5)P2) is a ...

연구

생화학

Defining Substrate Specificities for Lipase and Phospholipase Candidates

Microorganisms produce a wide spectrum of (phospho)lipases that are secreted in order to make external substrates available for the organism. Alternatively, other (phospho)lipases may be physically associated with the producing organism causing a turnover of intrinsic lipids and frequently giving rise to a remodeling of the cellular membranes. Although potential (phospho)lipases can be predicted with a number of algorithms when the gene/protein sequence is available, experimental proof of the enzyme activities, substrate specificities, and potential physiological functions has frequently not been obtained. This manuscript describes the optimization of assay conditions for prospective (phospho)lipases with unknown substrate specificities and how to employ these optimized conditions in the search for the natural substrate of a respective (phospho)lipase. Using artificial chromogenic substrates, such as p-nitrophenyl derivatives, may help to detect a minor enzymatic activity for a predicted (phospho)lipase under standard conditions. Having encountered such a minor enzymatic activity, the distinct parameters of an enzyme assay can be varied in order to obtain a more efficient hydrolysis of the artificial substrate. After having determined the conditions under which an enzyme works well, a variety of potential natural substrates should be assayed for their degradation, a process that can be followed employing distinct chromatographic methods. The definition of substrate specificities for new enzymes, often provides hypotheses for a potential physiological role of these enzymes, which then can be tested experimentally. Following these guidelines, we were able to identify a phospholipase C (SMc00171) that degrades phosphatidylcholine to phosphocholine and diacylglycerol, in a crucial step for the remodeling of membranes in the bacterium Sinorhizobium meliloti upon phosphorus-limiting conditions of growth. For two predicted patatin-like phospholipases (SMc00930 and SMc01003) of the same organism, we could redefine their substrate specificities and clarify that SMc01003 is a diacylglycerol lipase.

Many predicted (phospho)lipases are poorly characterized with regard to their substrate specificities and physiological functions. Here we provide a protocol to optimize enzyme activities, search for natural substrates, and propose physiological functions for these enzymes.

리파제 및 포스 후보자에 대한 기질 특이성을 정의

Microorganisms produce a wide spectrum of (phospho)lipases that are secreted in order to make external substrates available for the organism. ...

Click-Chemistry Based Fluorometric Assay for Apolipoprotein N-acyltransferase from Enzyme Characterization to High-Throughput Screening

Lipoproteins from proteobacteria are posttranslationally modified by fatty acids derived from membrane phospholipids by the action of three integral membrane enzymes, resulting in triacylated proteins. The first step in the lipoprotein modification pathway involves the transfer of a diacylglyceryl group from phosphatidylglycerol onto the prolipoprotein, resulting in diacylglyceryl prolipoprotein. In the second step, the signal peptide of prolipoprotein is cleaved, forming an apolipoprotein, which in turn is modified by a third fatty acid derived from a phospholipid. This last step is catalyzed by apolipoprotein N-acyltransferase (Lnt). The lipoprotein modification pathway is essential in most &#947;-proteobacteria, making it a potential target for the development of novel antibacterial agents. Described here is a sensitive assay for Lnt that is compatible with high-throughput screening of small inhibitory molecules. The enzyme and substrates are membrane-embedded molecules; therefore, the development of an in vitro test is not straightforward. This includes the purification of the active enzyme in the presence of detergent, the availability of alkyne-phospholipids and diacylglyceryl peptide substrates, and the reaction conditions in mixed micelles. Furthermore, in order to use the activity test in a high-throughput screening (HTS) setup, direct readout of the reaction product is preferred over coupled enzymatic reactions. In this fluorometric enzyme assay, the alkyne-triacylated peptide product is rendered fluorescent through a click-chemistry reaction and detected in a multiwell plate format. This method is applicable to other acyltransferases that use fatty acid-containing substrates, including phospholipids and acyl-CoA.

Presented here is a sensitive fluorescence assay to monitor apolipoprotein N-acyltransferase activity using diacylglyceryl peptide and alkyne-phospholipids as substrates with click-chemistry.

효소 특성화에서 고처리량 스크리닝까지 아포지단백질 N-아실트랜스퍼라제에 대한 클릭 화학 기반 형광 분석

Lipoproteins from proteobacteria are posttranslationally modified by fatty acids derived from membrane phospholipids by the action of three integral ...

Fluorescence Recovery after Merging a Droplet to Measure the Two-dimensional Diffusion of a Phospholipid Monolayer

We introduce a new method to measure the lateral diffusivity of a surfactant monolayer at the fluid-fluid interface, called fluorescence recovery after merging (FRAM). FRAM adopts the same principles as the fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) technique, especially for measuring fluorescence recovery after bleaching a specific area, but FRAM uses a drop coalescence instead of photobleaching dye molecules to induce a chemical potential gradient of dye molecules. Our technique has several advantages over FRAP: it only requires a fluorescence microscope rather than a confocal microscope equipped with high power lasers; it is essentially free from the selection of fluorescence dyes; and it has far more freedom to define the measured diffusion area. Furthermore, FRAM potentially provides a route for studying the mixing or inter-diffusion of two different surfactants, when the monolayers at a surface of droplet and at a flat air/water interface are prepared with different species, independently.

We present a new technique to measure the lateral diffusion of a surface active species at the fluid-fluid interface by merging a droplet monolayer onto a flat monolayer.

액적 병합 후 형광 복구 인지질 단분자막 이차원 확산을 측정하도록

We introduce a new method to measure the lateral diffusivity of a surfactant monolayer at the fluid-fluid interface, called fluorescence recovery after ...

생체공학

Fluorescent Leakage Assay to Investigate Membrane Destabilization by Cell-Penetrating Peptide

Cell-penetrating peptides (CPPs) are defined as carriers that are able to cross the plasma membrane and to transfer a cargo into cells. One of the main common features required for this activity resulted from the interactions of CPPs with the plasma membrane (lipids) and more particularly with components of the extracellular matrix of the membrane itself (heparan sulphate). Indeed, independent of the direct translocation or the endocytosis-dependent internalization, lipid bilayers are involved in the internalization process both at the level of the plasma membrane and at the level of intracellular traffic (endosomal vesicles). In this article, we present a detailed protocol describing the different steps of a large unilamellar vesicles (LUVs) formulation, purification, characterization, and application in fluorescence leakage assay in order to detect possible CPP-membrane destabilization/interaction and to address their role in the internalization mechanism. LUVs with a lipid composition reflecting the plasma membrane content are generated in order to encapsulate both a fluorescent dye and a quencher. The addition of peptides in the extravesicular medium and the induction of peptide-membrane interactions on the LUVs might thus induce in a dose-dependent manner a significant increase in fluorescence revealing a leakage. Examples are provided here with the recently developed tryptophan (W)- and arginine (R)-rich Amphipathic Peptides (WRAPs), which showed a rapid and efficient siRNA delivery in various cell lines. Finally, the nature of these interactions and the affinity for lipids are discussed to understand and to improve the membrane translocation and/or the endosomal escape.

The fluorescence leakage assay is a simple method that enables the investigation of peptide/membrane interactions in order to understand their involvement in several biological processes and especially the ability of cell-penetrating peptides to disturb phospholipids bilayers during a direct cellular translocation process.

세포 관통 펩타이드에 의한 막 불안정화를 조사하기 위한 형광 누설 분석

Cell-penetrating peptides (CPPs) are defined as carriers that are able to cross the plasma membrane and to transfer a cargo into cells. One of the main ...

Fluorescence-Based Measurements of Phosphatidylserine/Phosphatidylinositol 4-Phosphate Exchange Between Membranes

Several members of the evolutionarily conserved oxysterol-binding protein (OSBP)-related proteins(ORP)/OSBP homologs (Osh) family have recently been found to represent a novel lipid transfer protein (LTP) group in yeast and human cells. They transfer phosphatidylserine (PS) from the endoplasmic reticulum (ER) to the plasma membrane (PM) via PS/phosphatidylinositol 4-phosphate (PI(4)P) exchange cycles. This finding allows a better understanding of how PS, which is critical for signaling processes, is distributed throughout the cell and the investigation of the link between this process and phosphoinositide (PIP) metabolism. The development of new fluorescence-based protocols has been instrumental in the discovery and characterization of this new cellular mechanism in vitro at the molecular level. This paper describes the production and the use of two fluorescently labelled lipid sensors, NBD-C2Lact and NBD-PHFAPP, to measure the ability of a protein to extract PS or PI(4)P and to transfer these lipids between artificial membranes. First, the protocol describes how to produce, label, and obtain high-purity samples of these two constructs. Secondly, this paper explains how to use these sensors with a fluorescence microplate reader to determine whether a protein can extract PS or PI(4)P from liposomes, using Osh6p as a case study. Finally, this protocol shows how to accurately measure the kinetics of PS/PI(4)P exchange between liposomes of defined lipid composition and to determine lipid transfer rates by fluorescence resonance energy transfer (FRET) using a standard fluorometer.

Here, we describe protocols using fluorescent lipid sensors and liposomes to determine whether a protein extracts and transports phosphatidylserine or phosphatidylinositol 4-phosphate in vitro.

형광 기반 측정 인스파디딜세린/포스파디딜리노시톨 4-인산염 교환 막 간

Several members of the evolutionarily conserved oxysterol-binding protein (OSBP)-related proteins(ORP)/OSBP homologs (Osh) family have recently been found ...

Gramicidin-based Fluorescence Assay; for Determining Small Molecules Potential for Modifying Lipid Bilayer Properties

Many drugs and other small molecules used to modulate biological function are amphiphiles that adsorb at the bilayer/solution interface and thereby alter lipid bilayer properties. This is important because membrane proteins are energetically coupled to their host bilayer by hydrophobic interactions. Changes in bilayer properties thus alter membrane protein function, which provides an indirect way for amphiphiles to modulate protein function and a possible mechanism for "off-target" drug effects. We have previously developed an electrophysiological assay for detecting changes in lipid bilayer properties using linear gramicidin channels as probes 3,12. Gramicidin channels are mini-proteins formed by the transbilayer dimerization of two non-conducting subunits. They are sensitive to changes in their membrane environment, which makes them powerful probes for monitoring changes in lipid bilayer properties as sensed by bilayer spanning proteins. We now demonstrate a fluorescence assay for detecting changes in bilayer properties using the same channels as probes. The assay is based on measuring the time-course of fluorescence quenching from fluorophore-loaded large unilamellar vesicles due to the entry of a quencher through the gramicidin channels. We use the fluorescence indicator/quencher pair 8-aminonaphthalene-1,3,6-trisulfonate (ANTS)/Tl+ that has been successfully used in other fluorescence quenching assays 5,13. Tl+ permeates the lipid bilayer slowly 8 but passes readily through conducting gramicidin channels 1,14. The method is scalable and suitable for both mechanistic studies and high-throughput screening of small molecules for bilayer-perturbing, and potential "off-target", effects. We find that results using this method are in good agreement with previous electrophysiological results 12.

We introduce a fast fluorescence-based assay that monitors the rate of fluorescence quenching as a measure of gramicidin channel activity. The gramicidin channels are used as molecular force transducers to monitor changes in lipid bilayer properties as sensed by bilayer spanning proteins.

그램이시딘 기반의 형광 분석, 지질 이중층의 속성을 수정하는 작은 분자 잠재 결정

Many drugs and other small molecules used to modulate biological function are amphiphiles that adsorb at the bilayer/solution interface and thereby alter ...

생물학

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting (LIMACS): a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification procedures. As an alternative, lipids can be coated on flat surfaces as used for lipid ELISA and Plasmon resonance spectroscopy. However, surface coating lipids do not form microdomain structures, which may be important for the lipid binding properties. Further, these methods do not allow for the purification of larger amounts of proteins binding to their target lipids.
 To overcome these limitations of testing lipid protein interaction and to purify lipid binding proteins we developed a novel method termed lipid vesicle-mediated affinity chromatography using magnetic-activated cell sorting (LIMACS). In this method, lipid vesicles are prepared with the target lipid and phosphatidylserine as the anchor lipid for Annexin V MACS. Phosphatidylserine is a ubiquitous cell membrane phospholipid that shows high affinity to the protein Annexin V. Using magnetic beads conjugated to Annexin V the phosphatidylserine-containing lipid vesicles will bind to the magnetic beads. When the lipid vesicles are incubated with a cell lysate the protein binding to the target lipid will also be bound to the beads and can be co-purified using MACS. This method can also be used to test if recombinant proteins reconstitute a protein complex binding to the target lipid. 
 We have used this method to show the interaction of atypical PKC (aPKC) with the sphingolipid ceramide and to co-purify prostate apoptosis response 4 (PAR-4), a protein binding to ceramide-associated aPKC. We have also used this method for the reconstitution of a ceramide-associated complex of recombinant aPKC with the cell polarity-related proteins Par6 and Cdc42. Since lipid vesicles can be prepared with a variety of sphingo- or phospholipids, LIMACS offers a versatile test for lipid-protein interaction in a lipid environment that resembles closely that of the cell membrane. Additional lipid protein complexes can be identified using proteomics analysis of lipid binding protein co-purified with the lipid vesicles.

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting LIMACS: a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

To test the interaction of a protein with its target lipid we used MACS and Annexin V-conjugated magnetic beads and lipid vesicles synthesized from the target lipid and Annexin V-binding phosphatidylserine. Proteins bound to the target lipid are co-purified and analyzed after elution from the beads.

자기 활성 셀 정렬 (LIMACS)를 사용하여 지질 소포 - 중재 동질 크로마 토그래피 : 단백질 지질 상호 작용을 분석하는 소설 방법

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification ...

SNARE-mediated Fusion of Single Proteoliposomes with Tethered Supported Bilayers in a Microfluidic Flow Cell Monitored by Polarized TIRF Microscopy

In the ubiquitous process of membrane fusion the opening of a fusion pore establishes the first connection between two formerly separate compartments. During neurotransmitter or hormone release via exocytosis, the fusion pore can transiently open and close repeatedly, regulating cargo release kinetics. Pore dynamics also determine the mode of vesicle recycling; irreversible resealing results in transient, &#34;kiss-and-run&#34; fusion, whereas dilation leads to full fusion. To better understand what factors govern pore dynamics, we developed an assay to monitor membrane fusion using polarized total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy with single molecule sensitivity and ~15 msec time resolution in a biochemically well-defined in vitro system. Fusion of fluorescently labeled small unilamellar vesicles containing v-SNARE proteins (v-SUVs) with a planar bilayer bearing t-SNAREs, supported on a soft polymer cushion (t-SBL, t-supported bilayer), is monitored. The assay uses microfluidic flow channels that ensure minimal sample consumption while supplying a constant density of SUVs. Exploiting the rapid signal enhancement upon transfer of lipid labels from the SUV to the SBL during fusion, kinetics of lipid dye transfer is monitored. The sensitivity of TIRF microscopy allows tracking single fluorescent lipid labels, from which lipid diffusivity and SUV size can be deduced for every fusion event. Lipid dye release times can be much longer than expected for unimpeded passage through permanently open pores. Using a model that assumes retardation of lipid release is due to pore flickering, a pore &#34;openness&#34;, the fraction of time the pore remains open during fusion, can be estimated. A soluble marker can be encapsulated in the SUVs for simultaneous monitoring of lipid and soluble cargo release. Such measurements indicate some pores may reseal after losing a fraction of the soluble cargo.

Here, we present a protocol to detect single, SNARE-mediated fusion events between liposomes and supported bilayers in microfluidic channels using polarized TIRFM, with single molecule sensitivity and ~15 msec time resolution. Lipid and soluble cargo release can be detected simultaneously. Liposome size, lipid diffusivity, and fusion pore properties are measured.

편광 TIRF 현미경에 의해 감시 미세 유동 흐름 전지에 닿는 지원 이중층 단일 테오의 SNARE 매개 퓨전

In the ubiquitous process of membrane fusion the opening of a fusion pore establishes the first connection between two formerly separate compartments. ...

신경과학

pH Modulation Assay on Supported Lipid Bilayers to Detect Protein-Phosphoinositide Interactions

Source: Shengjuler, D., et al., <a href="https://app.jove.com/v/55869">PIP-on-a-chip: A Label-free Study of Protein-phosphoinositide Interactions.</a> J. Vis. Exp. (2017)
In this video, we demonstrate protein-phosphoinositide interactions in a microfluidic pattern using the pH modulation assay, using pH-sensitive fluorescent dye tagged to phosphatidylethanolamine lipid of a supported lipid bilayer, called a microfluidic platform. The modulations in pH after protein binding to phospholipid cause fluorescence quenching.