Name: evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
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This study was funded by the Department of Surgery University of Vermont, Danish Council for Independent Research, and by the Odense University Hospital.

동물들은 제도적 지침에 따라 University of Vermont Animal Care Facility에 보관되었습니다. 모든 동물 실험은 실험 동물의 관리와 사용을 위해 National Institutes of Health 안내서에 따라 수행되었습니다. 1. Intravesical Tube Implantation <ol><li> 외과 수술을위한 튜빙 및기구 준비 <ol><li> 삽입 용 카테터를 만들기 위해 PE-10 튜브 7cm 조각을 자릅니다. </li><li> 끝이 개방 된 화염쪽으로 천천히 전진하여 PE10 튜브의 한쪽 끝에 플레어를 만듭니다. 참고 : 플레어가 발생하자마자 튜브를 신속하게 회수하십시오. </li><li> PE10 튜브 외부의 플레어 끝에서 4.5, 5 및 5.5 cm의 아교 총에 낮은 열 설정을 사용하여 범용 핫 아교 세 방울을 바릅니다. 이것은 동물의 등에 튜브를 고정하는 데 도움이됩니다. ( 그림 1 ) </li><li> 70 %의 물에 담가서 소독하십시오.에탄올로 세척 한 후 사용하기 전에 멸균 0.9 % NaCl로 세척하십시오. 공기 방울이 시스템에 유입되지 않도록 튜브를 채우십시오. </li><li> 30 게이지 플러그를 만들어 허브에서 30 게이지 바늘을 손으로 조작하여 PE10 카테터 끝 부분을 밀봉합니다. 마지막에 뜨거운 접착제 한 방울을 바르십시오. 씰이 방수되었는지 확인하십시오. ( 그림 2 ) </li><li> 다음과 같은 미세 수술 도구를 사용하십시오 : Dumont # 7 곡선 microforceps 두 쌍, Dumont # 5 곡선 microforceps, 21G 바늘, ultrafine 직선 hemostat, 마이크로 가위, 작은 해부 가위 및 마이크로 바늘 홀더. </li><li> 절차를 시작하기 전에 모든기구를 소독하십시오. </li></ol></li><li> 동물의 준비 <ol><li> 동물을 마취 한 후 먼저 복부의 아래쪽 절반을 면도 한 다음 동물을 수그러 뜨려 면도기를 뒤집어 70 % 알코올로 베타 인으로 뒤에서 닦으십시오. 눈가에 베타 연고를 바르면 건조하지 않습니다. 다음으로, 직선형의 무딘 가위와 Dumont # 7 곡선 microforce의 쌍을 사용하여 견갑골 사이에 1.5cm 길이의 피부 절개를하고 멸균 용 커튼으로 덮인 난방 패드 (37 ° C) 위에 동물을 위로 놓습니다. </li><li> 마지막으로 복부를 알코올과 베타 딘으로 닦으십시오. </li></ol></li><li> 외과 적 시술 참고 : 확대경이 3.15X ~ 20X 인 수술 용 현미경으로 모든 수술 절차를 수행하십시오. 동물을 살균 커튼에 올려 놓은 후 살균 장갑을 착용하십시오. 전체 수술을 통해 멸균 절차를 계속 사용하십시오. <ol><li> 유도 상자에 동물을 넣고 산소 캐리어 (1 L / 분)와 2 % 흡입 isoflurane를 사용하여 마취. 동물의 머리를 노우즈 콘에 넣고 2 % 흡입 된 이소 플루 란을 산소 운반선 (1 L / 분)과 함께 사용하여 절차 전반에 걸쳐 마취를 유지하십시오. 부정을받은 후 수술을 시작하십시오.발가락 - 꼬집음 시험으로부터의 응답. </li><li> 한 쌍의 똑 바른 무딘 가위와 Dumont # 7 곡선 microforce을 사용하여 피부를 통해 1.5cm 하강, 중간 선 복부 절개를하십시오. 그 다음, 선형 방광의 돔과 상반부를 노출시키기 위해 선형 알바와 근육을 따라 근막을 통해 일치하는 절개 부를 만듭니다. Dumont # 7 곡선 마이크로 포셉 한 쌍을 사용하여 각 조직층에 상향 견인력을 적용하여 방광 손상을 피하십시오. 따뜻한 생리 식염수를 떨어 뜨려 복부 내장을 건조로부터 보호하십시오. </li><li> 동물을 옆으로 돌려 목덜미의 절개 부위에 접근하십시오. 절개를 통해 좁은 지혈을 피하로 밀어냅니다. 피하 채널은 뒤에서 시작해서 옆을 따라 계속해야합니다. </li><li> 악기의 끝이 흉곽 바닥에 도달하면 팁을 정중선과 복부쪽으로 돌리십시오 (복벽 근육을 뚫을 때 약간의 갑자기 튀어 나옵니다). 팁이 근육 층 아래의 복부 절개에 노출 될 때까지 지혈 재를 계속 전진시킵니다. ( 그림 3 ) </li><li> 지혈제로 튜브의 &quot;비 발화&quot;끝 부분을 잡고 천천히 공구를 후퇴시켜 목 뒤쪽의 절개를 통해 튜브의 끝을 당겨 빼내십시오. 튜브의 플레어 끝을 방광의 돔 바로 위에 놓 이도록 조정하십시오. </li><li> 6-0 모노 필라멘트 봉합사 (비 흡수성)를 느슨하게 묶어 방광 돔 꼭대기에 올려 놓습니다. 이 넥타이는 나중에 튜브를 방광에 고정시키는 데 사용됩니다. </li><li> 보풀이없는 천의 작은 롤을 복부와 방광 뒤에 두어 안정시키고 높이십시오. </li><li> 방광으로 PE10 카테터의 플레어 끝 부분을 삽입 할 준비를하십시오. <ol><li> 비 지배적 인 손에서 Dumont # 7 곡선 microforce로 방광의 돔을 잡고 카테터가 방광에 위치 할 때까지이 그립을 유지하십시오. </li><li> 21 게이지 바늘 사용o 돔 꼭대기에 생검을하십시오. 부드럽게 카테터가 구멍을 쉽게 통과 할 수 있도록 # 5 곡선 microforce의 폐쇄 쌍으로 cystotomy를 프로브. </li><li> 방광 돔을 비 지배적 인 손에 쥐고 PE10 카테터의 플레어 끝 부분을 방광에 넣으십시오 (방광 목을 아래로 밀어 방광이 튀어 나오지 않도록하십시오). </li><li> 방광과 튜브의 돔 주위에 6-0 모노 필라멘트 봉합사를 넥타이가 튜빙의 앞쪽에 위치하도록 묶으십시오. 인위적으로 방광 용량을 줄이려면 봉합사를 최대한 방광에 묶어야합니다. ( 그림 4 ) </li><li> 또는 다음과 같이 지갑 줄 봉합을 사용하여 카테터를 고정하십시오. 6-0 모노 필라멘트를 사용하여 방광의 돔에 느슨한 지갑 줄 봉합을하십시오. cystotomy를 수행하고 카테터를 삽입 1.3.8.1 - 1.3.8.3 단계를 수행하십시오. 지갑 줄 봉합을 묶어서 튜브를 고정시킵니다. ( 도 5 )</li></ol></li><li> 튜브의 말단부에 30 게이지 바늘로 0.5 ML 인슐린 주사기를 첨부하여 방광에 튜브의 개통과 인감을 테스트합니다. 요도 구멍에 물방울이 나타날 때까지 천천히 0.9 - 0.1 % NaCl 0.1 - 0.2 mL로 방광을 채운 다음 방광을 흡인으로 없앱니다. 방광을 채우거나 비울 수있는 것이 중요합니다. </li><li> 돔에서 누출이 발생하지 않은 경우, 한 쌍의 곡선 형 마이크로 포셉으로 방광을 받치고 플레어가 방광 돔의 안쪽에 닿을 때까지 부드럽게 튜브를 잡아 당깁니다. </li><li> 닫히기 전에 작은 티슈 롤을 꺼내고 방광이 정상 위치에 있는지 확인하십시오. </li><li> 6-0 달리기 봉합으로 두 층 (근육과 피부)의 복벽을 닫습니다. 앞 복부 근막 (직근의 전벽)의 가장자리 만 봉합하여 직근 복근을 근사하는 것이 좋습니다. </li><li> 동물들에게 튜브를 고정하려면 부드럽게 ro동물을 배에 태우십시오. interscapular 절개로 금속 앵커의 피하 부분을 삽입합니다. ( 그림 12 ) 6-0 봉합사를 사용하여 수직 매트리스 봉합사로 튜브와 앵커를 둘러싼 다. </li><li> 튜브가 빠지지 않도록 접착제 거품이 피부의 위와 아래에 남아 있는지 확인하십시오. 튜브를 피부 위에서 약 2cm 정도 잘라냅니다. </li><li> 소변이 누출되지 않도록 30 게이지 플러그 (1.1.5 단계)를 튜브 끝 부분에 부드럽게 삽입하십시오. </li></ol></li><li> 0.5 ML 0.9 % NaCl 피하 수화에 대한 주사. 수술 직후 수술후 진통제를주고 48 시간 동안 유지하십시오. <ol><li> 적외선 램프 아래에있는 새장에 동물을 넣으십시오. 동물이 새장 주위를 자유롭게 움직일 때까지 일정한 관찰을 유지하십시오. </li></ol></li><li> 동물을 매일 모니터링하고 기록하기 전에 5 일 동안 회복되도록하십시오. </li></ol> 2. 깨어있는 낭종ometry 녹음 <ol><li> 기록 프로그램, 압력 변환기 및 주입 펌프 준비. <ol><li> 동물을 마취하기 전에 PE50 튜빙을 사용하여 주입 펌프, 압력 변환기 및 22G 스위블을 연결하십시오. ( 그림 6 ) </li><li> 컴퓨터에서 시스템 압력을 보정하고 녹음 준비를하기 위해 녹음 프로그램 (예 : 재료 표 참조)을 엽니 다. 보정 및 녹음 중에 동일한 설정을 사용해야합니다. <ol><li> 실온 0.9 % NaCl 10 - 15 mL가 들어있는 20 mL 주사기를 채우고 주입 펌프에 넣습니다. 0.6 mL / h의 속도로 주입하도록 펌프를 프로그래밍하십시오. </li><li> 동물의 방광 또는 기록 케이지의 바닥과 같은 높이에서 압력 변환기를 고정시킵니다. </li><li> 22 게이지 스위블을 압력 변환기 끝에 연결하십시오 (PE50 - 튜빙 - 압력 변환기로 스위블하십시오) 참고 : 스위블은 튜브가 꼬이거나 꼬이는 것을 방지하기 위해 사용됩니다.동물이 움직입니다. </li><li> 시린지 펌프를 전진시켜 시스템을 통해 0.9 % NaCl을 세척하십시오. 보정하기 전에 모든 기포를 제거하십시오. </li><li> 기록 프로그램이 실행 중일 때 압력계 (cm / H2O)를 눈금자를 사용하여 보정하십시오. 천천히 PE50 테더 끝을 0에서 30cm로 이동하십시오. 필요한 경우 0을 조정하십시오. 참고 : 0cm 표시는 녹음 케이지 및 압력 변환기의 바닥과 동일한 높이에 있어야합니다. </li></ol></li><li> 녹음 케이지 중앙 위의 22 게이지 회전대를 정지시킵니다. 케이지 바닥이 케이지 아래에 위치한 저울의 수집 장치로 소변을 떨어 뜨릴 수 있도록하십시오. 테어의 높이를 조절하여 마우스가 튜브를 무리하게 당기거나 스트레칭하지 않고 케이지 주변을 자유롭게 움직일 수 있도록하십시오. ( 도 7 ) </li><li> 작업이 끝나면 시스템과 외장 PE50 튜브가 0.9 % NaCl로 가득 차고 모든 기포가 제거되었는지 확인하십시오. </li></ol></li><li> 예습녹음을위한 동물의 aration <ol><li> isoflurane 2 %를 흡입하여 동물에게 마취시키고 복부에 놓습니다. 30 게이지 플러그를 제거하고 PE10 테 더 (방광 카테터)를 PE50 테더의 끝으로 밀어 넣습니다. 뜨거운 접착제를 사용하여 방수 밀봉을하십시오. </li><li> 마취를 끄고 소변을 분석 용 저울 위에 놓인 수집 장치에 직접 떨어 뜨릴 수있는 평행선 바닥을 사용하여 동물을 기록 상자에 넣으십시오. ( 도 7 ) </li><li> 동물이 새장에 들어갔을 때 기록을 시작하되 주입을 시작하지 마십시오. 마취에서 완전히 회복 될 때까지 동물을 관찰하십시오. 방광 압력이 안정되면 0.6 mL / h의 속도로 0.9 % NaCl 주입을 시작하십시오. 참고 : 변경 사항이있을 때 녹음 프로그램에 메모하십시오. 주입 시작, 중단 또는 불규칙이 언제 발생했는지에 대한 기록을 갖는 것이 중요합니다. </li><li> 시스템에 누출이 있는지 점검하고 동물이 쉽게 누출되는지 확인하십시오물과 음식에. </li><li> 재현 할 수있는 배뇨주기가 3 회 발생할 때까지 조용한 방에서 계속 녹음하십시오. 참고 : 동물은 녹음 과정을 완전히 방해받지 않아야합니다. 바람직하게는 동작을 관찰하기 위해 원격 비디오 모니터링을 사용하십시오. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

intravesical tubing의 최적의 재료와 크기 튜빙의 직경이 압력 기록에 미치는 영향을 결정하기 위해, 우리는 다른 미세 유체 튜브를 테스트했습니다. PE50 (0.58 mm ID), 폴리 우레탄 PU027 (0.4 mm ID), PE25 (0.46 mm ID) 및 PE10 (0.28 mm ID). 각 튜브에 대해 1 mL / h로 작동하는 주입 펌프로 압력을 기록하면서 튜브를 0에서 30 cm까지 수직으로 빠르게 이동 시켰습니다. 초기 생체 내 실험은 PE50 튜빙을 ?...

Filling cystometry (FC)는 방광 충진이 완만 한 동안 압력을 기록하기 위해 카테터를 방광에 삽입하는 진단 방법입니다. 1927 년에 처음으로 하부 요로 기능을 평가하는 임상 진단 방법으로 소개되었지만 널리 사용되었습니다. 연구 응용에서 FC는 건강하고 질병이있는 동물 모델에서 방광 기능을 테스트하고 약리학 적 약제의 효과를 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 설치류 동물 모델은 일반적으로 하부 요로 기능을 조사하는 데 사용됩니다. 2 이 포유류 그룹에서 FC는 처음에는 쥐에서 사용하기 위해 개발되었습니다. 3 방광 내로 튜브를 이식하고 FC를 수행하는 방법은 수용 가능한 수준의 재현성을 가진 많은 연구자들에 의해 잘 기술되고 사용되고있다. 4 트랜스 제닉 및 노크 아웃 균주의 이용 가능성은 수많은 연구 분야에서 쥐를 중요한 종으로 만들고 있으며,하부 요로 기능 장애의 분야를 포함한다. 마우스 방광 측정법을 수행하는 데 사용 된 방법론은 실험실 간 차이가있어 결과를 비교하기가 어렵습니다. 5 생체 외 모델과 비교하여 FC는 하부 요로 조직을 보존하여 배뇨 순환의 저장 및 배뇨 단계를 평가하는 동안 방광과 유출구 사이의 조정 된 기능을 평가할 수 있습니다. 이전의 연구에 따르면 흔히 사용되는 수많은 마취제가 배뇨 수축을 억제합니다. 소변 방광 평활근 수축 (우레탄, 알파 - 클로 라로 오스, 케타민 및 크 실라 진)을 보존하고 동물이 허약 해지도록하는 약제는 기능성 방광 기능을 현저히 감소시키고 신경 전달을 억제합니다. 6 , 7 , 8 , 9 기술적으로 더 도전적이지만, FC는동물을 걷는 것은 배뇨 반사의 기능적 완전성을 보존합니다. 하부 요로 기능은 수술후 방광 벽 팽창, 통증 및 불편 함으로 인한 스트레스 및 환경 영향을 포함한 여러 요인에 의해 영향을받습니다. 튜브 이식시 조직 손상을 최소화하는 외과 기술을 사용하고 튜브 이동을 줄이는 동시에 동물이 자유롭게 움직일 수있게하는 녹음 방법을 사용하면 정확하고 재현성있는 녹음을 얻는 데 필수적입니다. 적절하게 수행되면, 생체 내 자유롭게 움직이는 동물의 FC는 생리적 방광 기능을 확실하게 반영하는 데이터를 제공 할 수 있습니다. 10 자유롭게 움직이는 동물의 FC는 다음 매개 변수에 대한 데이터를 제공 할 수 있습니다. 기초 또는 기준 압력 : 두 개의 저혈압 사이의 최소 압력. Intermicturition pressure : 두 개의 배뇨 사이의 평균 압력. 임계 압력 : Intravesical 압력 imm배뇨 전에 ediately. 최대 압력 : 배뇨 사이클 중 최대 방광 압력. 자발적인 활동 (또는 평균 intermicturition 진동 압력) : intermicturition 압력 마이너스 기초 압력. 보이드가없는 수축 : 유체 방출과 관련이없는 충진 단계에서 방광 내 압력이 증가합니다. 방광 순응도 : 방광 용량을 임계 압력에서 기저 압력을 뺀 값으로 나눈 값. 배뇨 빈도 : 단위 시간당 배뇨 횟수. Intermicturition interval : 두 개의 최대 배뇨 압력 사이의 기간. 방광 용량 : 주입량을 배뇨 횟수로 나눈 값. 이러한 매개 변수 및 표준화 된 용어에 대한 자세한 설명은 이전에 출판되었습니다. 11 FC는 연속 또는 단일주기의 관내 주입 방법을 사용하여 수행 할 수 있습니다. 지속적인 방광 측정법은 여러 번의 방수 순환을 기록하고재현성에. 방광 용량 측정의 정확도는 잔여 부피가 알려지지 않아 제한적입니다. 또한, 자유롭게 움직이는 생쥐에서 작은 배설물 (30 ~ 184 μL 사이의 변형률 및 성별에 따라 다름)을 수집하는 것은 어렵습니다. 이 방법을 사용하여 기공 량을 기록하는 것은 마취 된 준비에 비해 덜 정확하지만 방광 기능에 대한 마취제의 억제 효과를 피할 수 있다는 점에서 우수합니다. 방광 용량을 평가하기 위해 단일주기 낭종 측정법을 사용해야합니다. 이 방법에서 방광은 주입 전에 흡입에 의해 비워지고 용량은 최대 압력에 대한 시간으로 곱한 주입 속도의 함수로 계산됩니다. 작은 설치류에서 체외 측정법을 수행하는 기술이 발표되었지만 쥐에서 수술이 수행되었으며 우레탄 마취 하에서 마우스 방광 측정이 수행되어야한다고 권고했다. 10 이 의사 소통의 목표는o 방광의 돔에 intravesical tube를 이식하는 데 사용되는 미세 수술 기술과 깨어지며 자유롭게 움직이는 마우스에서 지속적인 방광 충만 및 배뇨 중 하부 요로 기능, 생체 내 기록 실험에 사용되는 실험 설정을 설명합니다. 또한, 생체 내 FC를 수행하는 방법뿐만 아니라 튜빙 길이, 직경 및 재료가 기록에 어떻게 영향을 주는지 실험 하기 위해 수행되었습니다. 이 실험 프로토콜은 이전에 발표 된 기술을 요약하고 실험 결과를 기반으로 많은 수정을 제안합니다.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene (PE) 10 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>Fits 30G connectors/plugs</td></tr><tr><td>Polyethylene (PE) 50 tubing</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>Fits 22G connectors/plugs</td></tr><tr><td>22 G single channel stainless steel swivel</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>High Carbon Steel Utility Extension Spring (9/64&quot; OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>Protects PE50 tubing - Cut to length</td></tr><tr><td>22 G connector</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Professional Hot Melt Adhesive Glue Gun</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>Use low temperature setting (100 &amp;deg;C) - Any hot melt glue gun with an adjustable temperature range will work</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 all purpose glue stick</td><td>Surebonder</td><td></td><td>Any all purpose hot glue will work</td></tr><tr><td>Dumont #5 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 curved microforceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>Mini dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>Micro mosquito forceps (12.5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting scissors - straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Needle Holder</td><td>World Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, 1 L/min flow rate</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon black monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Bladder tie</td></tr><tr><td>6-0 Vicryl violet braided, absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Muscle suture, running</td></tr><tr><td>6-0 Prolene blue monofilament, non-absorbable suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Skin suture, vertical mattress, buried interrupted</td></tr><tr><td>KD Legato 210 infuse/withdraw pump</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1.5 mL/hr</td></tr><tr><td>Disposable pressure transducer</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>Pressure Amplifier</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 data acquisition interface</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&amp;nbsp;</td><td>Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td><td>PC pressure recording software</td></tr><tr><td>Leica MZ6 surgical operating microscope (3.2 - 20X)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Magnification</td></tr></tbody></table>

evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model

Awake filling cystometry는 자유롭게 움직이는 생쥐에서 방광 기능을 평가하기 위해 오랫동안 사용되어 왔지만 사용 된 특정 방법은 실험실마다 다릅니다. 이 연구의 목적은 깨어 있고 자유롭게 움직이는 마우스에서 방광 내강을 이식하는 데 사용 된 미세 수술 절차와 방광 압력을 기록하기위한 실험 기술을 설명하는 것이 었습니다. 또한, 수술 데이터뿐만 아니라 튜브 유형과 크기가 낮은 요로 기능과 녹음 감도에 영향을 보여주는 실험 데이터가 제공됩니다. 압력 기록에 대한 튜브 지름의 영향은 폴리에틸렌 및 폴리 우레탄 튜브 내에서 상이한 내경을 가지고 평가되었다. 결과적으로 두 재료의 최고 성능 튜브를 수컷 C57BL / 6 마우스 방광의 돔에 외과 적으로 이식 하였다. 수술 후 2, 3, 5, 7 일 동안 건강한 손상되지 않은 동식물에 12 시간 동안 밤새 배뇨 횟수가 기록되었다. 수확시 bladders w총 관찰을 사용하여 부종의 징후를 평가 한 후 병리학 적 분석을 위해 처리했다. 가장 큰 방광 팽창 정도가 2 및 3 일에 관찰되었으며, 이는 방광 기능이 현저하게 손상된 행동 배뇨 데이터와 상관 관계가 있었다. 5 일째, 방광 조직학 및 배뇨 빈도가 정상화되었다. 우리 연구에서 제공 한 문헌 및 증거에 근거하여, 우리는 깨어있는 마우스의 intravesical pressure와 void volume의 생체 내 기록을 위해 다음과 같은 단계를 제안합니다 : 1) 수술 현미경과 미세 수술 도구를 사용하여 수술 수행 2) 폴리에틸렌 -10 3) 수술 후 5 일째 방광 팽창이 해소되었을 때 방광 조영술을 시행하십시오.

tube occlusion 동안 시스템 내 압력 상승과 하강의 일관성에서 튜빙 재료와 직경 사이에는 유의 한 차이가 없었다. 폴리에틸렌 (PE)과 폴리 우레탄 (PU) 재료 모두에서 방광 내벽 팽창 포스트 삽관 튜브 삽입은 유의 적이었다. 2 일째, 심한 점막하 부종이 발생했습니다. 그것은 방광의 단면을 반으로 차지하여 루멘이 막혔습니다. 5 일째, 부종이 완전히 완결되어 점막 부분에 염?...

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Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

이 연구는 자유롭게 움직이는 마우스에서 깨어있는 낭종 측정법을 수행하기위한 수술 절차 및 실험 기술을 설명합니다. 또한 최적화 및 표준화를 지원하는 실험적 증거를 제공합니다.

마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

evaluating-procedure-for-performing-awake-cystometry-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

12.5K 조회수.  University of Vermont.  이 연구는 자유롭게 움직이는 마우스에서 깨어있는 낭종 측정법을 수행하기위한 수술 절차 및 실험 기술을 설명합니다. 또한 최적화 및 표준화를 지원하는 실험적 증거를 제공합니다. 

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A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified to secrete human Prostate Specific Antigen (PSA), and the procedure for the confirmation of tumor implantation. In brief, mice are anesthetized using injectable drugs and are made to lay in the dorsal position. Urine is vacated from the bladder and 50 &#181;L of poly-L-lysine (PLL) is slowly instilled at a rate of 10 &#181;L/20 s using a 24 G IV catheter. It is left in the bladder for 20 min by stoppering the catheter. The catheter is removed and PLL is vacated by gentle pressure on the bladder. This is followed by instillation of the murine bladder cancer cell line (1 x 105 cells/50 &#181;L) at a rate of 10 &#181;L/20 s. The catheter is stoppered to prevent premature evacuation. After 1 h, the mice are revived with a reversal drug, and the bladder is vacated. The slow instillation rate is important, as it reduces vesico-ureteral reflux, which can cause tumors to occur in the upper urinary tract and in the kidneys. The cell line should be well re-suspended to reduce clumping of cells, as this can lead to uneven tumor sizes after implantation.
This technique induces tumors with high efficiency. Tumor growth is monitored by urinary PSA secretion. PSA marker monitoring is more reliable than ultrasound or fluorescence imaging for the detection of the presence of tumors in the bladder. Tumors in mice generally reach a maximum size that negatively impacts health by about 3 - 4 weeks if left untreated. By monitoring tumor growth, it is possible to differentiate mice that were cured from those that were not successfully implanted with tumors. With only end-point analysis, the latter may be mistakenly assumed to have been cured by therapy.

This protocol describes the generation of murine orthotopic bladder tumors in female C57BL/6J mice and the monitoring of tumor growth.

쥐 동소 이식 방광 종양 모델 및 종양 탐지 시스템

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified ...

연구

암 연구학

Flat-floored Air-lifted Platform: A New Method for Combining Behavior with Microscopy or Electrophysiology on Awake Freely Moving Rodents

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a living animal&#8217;s brain. Moreover, the lengthy recovery from anesthesia limits the frequency of repeated recording/imaging episodes in longitudinal studies. Hence, new methods that would allow stable recordings from non-anesthetized behaving mice are expected to advance the fields of cellular and cognitive neurosciences. Existing solutions range from mere physical restraint to more sophisticated approaches, such as linear and spherical treadmills used in combination with computer-generated virtual reality. Here, a novel method is described where a head-fixed mouse can move around an air-lifted mobile homecage and explore its environment under stress-free conditions. This method allows researchers to perform behavioral tests (e.g., learning, habituation or novel object recognition) simultaneously with two-photon microscopic imaging and/or patch-clamp recordings, all combined in a single experiment. This video-article describes the use of the awake animal head fixation device (mobile homecage), demonstrates the procedures of animal habituation, and exemplifies a number of possible applications of the method.

This method creates a tangible, familiar environment for the mouse to navigate and explore during microscopic imaging or single-cell electrophysiological recordings, which require firm fixation of the animal&#8217;s head.

평면 바닥의 공기 해제 플랫폼 : 새로운 방법이 깨어에 현미경 또는 전기 생리학과 행동을 결합하여 자유롭게 설치류 이동

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a ...

행동분석학

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

각종 설치류 모델에 Cystometric 분석을 사용하여 방광 증원을위한 Biomaterials 평가

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

생체공학

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

작은 쥐의 Cystometry의 사용 : 방광 Chemosensation의 연구

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

의학

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized by increased urgency and frequency of urination, as well as nocturia and general pelvic pain, especially upon bladder filling or voiding. Despite years of research, the cause of IC/BPS remains elusive and treatment strategies are unable to provide complete relief to patients. In order to study nervous system contributions to the condition, many animal models have been developed to mimic the pain and symptoms associated with IC/BPS. One such murine model is urinary bladder distension (UBD). In this model, compressed air of a specific pressure is delivered to the bladder of a lightly anesthetized animal over a set period of time. Throughout the procedure, wires in the superior oblique abdominal muscles record electrical activity from the muscle. This activity is known as the visceromotor response (VMR) and is a reliable and reproducible measure of nociception. Here, we describe the steps necessary to perform this technique in mice including surgical manipulations, physiological recording, and data analysis. With the use of this model, the coordination between primary sensory neurons, spinal cord secondary afferents, and higher central nervous system areas involved in bladder pain can be unraveled. This basic science knowledge can then be clinically translated to treat patients suffering from IC/BPS.

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized in part by pelvic pain. In order to study nervous system contributions to the condition, a physiological model of urinary bladder pain is used in mice and rats.

쥐의 방광 통증 모델로 방광 팽창 유발 내장 운동 응답

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

생체 내 설치류에서 팽창 유발 요로 상피 ATP 방출의 내강 측정

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

반복된 측정에 대 한 수 있도록 전극 이식된 카 테 터와 깨어 있는 쥐에 Cystometric 및 외부 요도 괄약근 측정

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

생물학

시아노아크릴레이트 피부 장벽을 사용한 깨어 있는 쥐의 정확한 요역동학 측정

Optimizing Mouse Urodynamic Techniques for Improved Accuracy

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions like neurogenic bladder post-traumatic spinal cord injury (SCI). However, conducting cystometry recordings in mice presents notable challenges. When mice are in a prone and restricted position during recording sessions, urine tends to be absorbed by the fur and skin, leading to an underestimation of voided volume (VV). The goal of this study was to enhance the accuracy of cystometry and external urethral sphincter electromyography (EUS-EMG) recordings in awake mice. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the urethral meatus and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements. Results show that after applying the cyanoacrylate, the sum of VV and RV remained consistent with the infused saline volume, and there were no wet areas observed post-experiment, indicating successful prevention of urine absorption. Additionally, the method simultaneously stabilized the electrodes connected with the external urethral sphincter (EUS), ensured stable electromyography (EMG) signals, and minimized artifacts caused by the movement of the awakened mouse and manipulation of the experimenter. Methodological details, results, and implications are discussed, highlighting the importance of improving urodynamic techniques in preclinical research.

저자 스포트라이트: 신경인성 방광이 있는 깨어 있는 마우스에서 정확한 소변 측정을 위한 향상된 요역동학적 방법

This protocol provides a guide for waterproofing the skin with cyanoacrylate to prevent urine absorption by fur and skin. It includes instructions for applying the glue to the skin, implanting a bladder catheter, and electrodes for cystometry and external urethral sphincter electromyography recordings in awake mice.

정확도 향상을 위한 마우스 요역동학 기술 최적화 

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions ...

마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가

요약

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쥐 동소 이식 방광 종양 모델 및 종양 탐지 시스템

평면 바닥의 공기 해제 플랫폼 : 새로운 방법이 깨어에 현미경 또는 전기 생리학과 행동을 결합하여 자유롭게 설치류 이동

각종 설치류 모델에 Cystometric 분석을 사용하여 방광 증원을위한 Biomaterials 평가

작은 쥐의 Cystometry의 사용 : 방광 Chemosensation의 연구

쥐의 방광 통증 모델로 방광 팽창 유발 내장 운동 응답

생체 내 설치류에서 팽창 유발 요로 상피 ATP 방출의 내강 측정

반복된 측정에 대 한 수 있도록 전극 이식된 카 테 터와 깨어 있는 쥐에 Cystometric 및 외부 요도 괄약근 측정

정확도 향상을 위한 마우스 요역동학 기술 최적화

정확도 향상을 위한 마우스 요역동학 기술 최적화

정확도 향상을 위한 마우스 요역동학 기술 최적화