우리는 Drs에 감사드립니다. 이 시스템을 설정하는 자신의 도움이 도움 로버트 Gereau, 헨리 라이 라라 오지 그릇. 우리는 또한이 작품에 대한 자금 출처를 인정하고 싶습니다 (BJK - 스캔에 의한 통증 초기 경력 연구 그랜트의 연구를위한 국제 협회 | INGER &amp; 옌스 Bruun은 및 듀 케인 대학 Hunkele 두려워한 질병 기금 디자인 재단).

다음 프로토콜은 듀 케인 대학에서 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인과 건강의 국립 연구소에서 가이드 라인과 일치하고있다. 무균 기술을 사용하여 와이어 전극과 방광 카테터 1. 외과 주입 (총 시간 5 ~ 10 분) <ol><li> 다음 항목은 이전부터 수술 준비를해야합니다 : <ol><li> 적극적으로 (자료 목록) 체온의 추가 제어를위한 낮은 소비 전력 가열 램프에 자동 시스템을 연결 모니터링하고 배터리로 작동하는 전기 패드 및 동물의 신체 온도 프로브와 온도 제어 시스템을 사용하여 37.5 ± 0.5 ° C로 체온을 조절합니다. </li><li> 이소 플루 란 마취에 필요한 장비는 압축 공기 (초기 최저 용) (예를 들어 100 % O 2), 이소 플루 란 기화기, 이소 플루 란, 이소 플루 란 유도 챔버, 코 콘, 배기 시스템을 포함한다. </li><li> 일을 조립전자 적절한 수술 도구, IV 카테터, 전극 (자료 목록) </li></ol></li><li> 2~3% 이소 플루 란 (isoflurane)에서 유도 챔버에서 마취 상태를 유도한다. 바로 잡는 반​​사가 (0-1 분) 손실 된 경우 실에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 2-2.5 %의 이소 플루 란과 코 콘에 마우스를 놓습니다. 전체 마취를 확인하기 위해 발가락을 꼬집어. 동물의 응답이 없어야합니다. 타이머를 시작합니다. </li><li> 마우스의 눈은 안과 연고 1 방울을 넣습니다. </li><li> 그래서 등쪽면이 아래를 향하도록 마우스를 켭니다. </li><li> 요도를 통해 방광에 카테터를 삽입합니다. </li><li> 카테터에 기름칠을하기 위해 수술 윤활유에 카테터를 찍어. <ol><li> 부드럽게 동물의 몸에 수직이 뾰족한 집게와 요도구를 개최합니다. 집게의 2 차 세트와 카테터를 잡고 천천히 동물의 몸에 수직 각도에서 요도 카테터 끝을 삽입합니다. </li><li> 카테터를 요도 ~ 1-2mm 들어갔 때 보러 본체에 평행하도록 부드럽게 카테터를 조정할머리를 향해 목표. 이 운동은 치골을 방지 할 필요가있다. </li><li> 부드럽게 쥐의 몸으로 카테터를 밀어 넣습니다. 카테터가 원활하게 저항없이 체강 내에 슬라이딩한다. 카테터를 강요하지 마십시오. 카테터가 원활하게 들어가 있지 않는 경우, 수직 카테터의 위치로 복귀하고, 다시 시작. </li><li> 카테터가 완전히 방광에 삽입으로 부드럽게 방광 내용을 추방하기 위해 마우스의 복부를 아래로 밀어 넣습니다. 카테터 구멍에 종이 타월의 작은 조각을 밀어 카테터에서 모든 소변을 제거합니다. 종이 타월이 소변을 적신 때 교체하십시오. (아래 프로토콜 3을 참조하십시오.) 방광 팽창 실험 중에 포함 나머지 프로토콜을 통해 지속적으로 소변을 제거 </li></ol></li><li> (지상으로). 왼쪽 복부 근육과 가슴에 하나 실버 와이어에 두 개의 은색 와이어를 삽입 <ol><li> 카테터의 오른쪽에있는 영역 측면을 소독하기 위해 알코올이나 요오드를 사용하여 (몸의 동물의 왼쪽). </li><li> 왼쪽 복부 근육을 노출합니다. <ol><li> 집게로 왼쪽 복부 근육 주변의 피부를 잡아. 매체 수술 가위로 작은 1~2센티미터의 절개를합니다. </li><li> 절개로 가위의 끝을 삽입하고 부드럽게 2cm로 절개를 확장합니다. </li><li> 상사 근 복부 근육을 노출 상부의 밴드를 이동하는 집게를 사용합니다. 이 지역에있는 주요 혈관 중 하나를 추출 / 베이지 않도록주의하십시오. </li></ol></li><li> 반에서 세 실버 와이어를 구부려. 근육의 작은 물린을 날카로운 21 G 바늘을 사용합니다. 그리고, 근육을 통해 바늘을 밀어 넣습니다. 근육에 삽입 할 때 내부 장기에 구멍 근육에 불필요한 손상을 유발하지 않도록주의하십시오. </li><li> 21 G 바늘의 구멍에 하나 실버 와이어의 끝을 스틱. 부드럽게 근육 물린 통해 실버 와이어를 그리는 근육을 통해 다시 바늘을 빼냅니다. 바늘이 근육이없는 경우 와이어의 루프와 닿을 때까지 부드럽게 근육을 통해 실버 와이어를 당겨근육 물린. </li><li> 단계를 반복 1.7.3-1.7.4 두 번째 근육 와이어에. 이 와이어는 먼저 근육 와이어에서 ~ 0.5 cm를 배치해야합니다. 그것은 두 개의 와이어가 삽입 후 만지지 않는 것이 중요합니다. </li><li> 마음에 열등 가슴에 세 번째 실버 와이어 (접지)를 넣습니다. <ol><li> 피부의 작은 물린을 (그것은 절개를하거나 피부를 면도 할 필요가 없습니다)과 피부를 통해 바늘을 밀어 날카로운 21 G 바늘을 사용합니다. </li><li> 상술 한 바와 같이 실버 와이어를 삽입하고 피부를 통해 당기십시오. </li></ol></li></ol></li><li> 습기를 유지하고 가능한 한 많이 노출 된 근육을 통해 피부를 당겨 노출 된 근육에 37.5 ° C 살균 미네랄 오일의 작은 금액을 놓습니다. </li><li> 이후의 단계에서 유체 수준을 유지하기 위해 생리 식염수를 피하 0.5 ㎖를 주입한다. </li><li> 체온이 쉽게 유지 될 수 있도록 부드럽게면에 동물을 굴립니다. </li></ol> 2. 부분 마취 스텝 다운 절차 (토타L 시간 ~ 75 분) 다음 마취 프로토콜은 듀 케인 대학에서 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인과 건강의 국립 연구소에서 가이드 라인과 일치하고있다. <ol><li> 즉시 제 후 나는 (위), 1.5 %의 낮은 이소 플루 란이 완료됩니다. 15 분 동안이 수준에서 잡아. </li><li> 니더 이소 플루 란 마취 동물 부분적되도록. <ol><li> 0.125 %의 낮은 이소 플루 란 매 15 분 동물 전시 굴곡 발가락 핀치에 응답하지만 목소리를하거나 이동하지 않습니다 때까지. </li><li> 수준으로 인해 마취 설정의 차이에 따라 다를 수 있지만 일반적으로 0.8 ~ 1.0 %의 이소 플루 란의 수준은 최적입니다. 마취가 적절한 수준에있을 때 발성 및 / 또는 보행은 매우 드문 이벤트입니다. </li></ol></li></ol> . 3 근전도 (EMG) 등급을 매긴 압력 (15 ~ 75 mmHg로)와 방광 팽만 (총 시간 - 변수가 실험에 따라 다름) 동안 기록 <ol&gt; <li> 설치 EMG 기록 및 방광 팽창에 대한 다음과 같은 항목 : <ol><li> 설치 앰프, 디지타이저 및 레코딩 소프트웨어를. 이 설정에서, 디지타이저 (3.1.2 절 아래를 참조 압력과 자극 마커 입력) 증폭기는 하나의 입력과 압력 조절기에 대한 두 개의 입력이 있습니다. 정확한 하드웨어 및 소프트웨어 설치가 (특정 지침에 대한 자료 목록을 참조) 사용자 정의 할 수 있습니다. </li><li> 설치 동물에 공기압의 특정 버스트를 전달하는 시스템. 이 시스템은 다음과 같은 프로토콜 &quot;정해진 압력 조정기&quot;로 지칭된다. 그것은 공기 압력의 디지털화, 재판 길이의 조절, 간 시험 간격 자동화, 시험 번호의 제어 등의 자동화 된 압력 전달이 가능하고, 발병 디지털 신호를 (시간 초과 압력 레귤레이터의 회로도 앤더슨 등. 14 참조) 자극. </li></ol></li><li> 앰프에 마우스 (2 복부 와이어 + 1 접지선)에서 모든 리드 와이어를 연결하고디지타이저 및 디지타이저 소프트웨어에 기록 EMG 신호를 시작합니다. 디지타이저 소프트웨어에서 선택한 어떤 시간 &quot;쓰기&quot;합니다. </li><li> 방광 카테터에서 종이 타월을 제거합니다. (시간 초과 압력 레귤레이터.) 공기 튜브에 카테터를 연결 </li><li> 60 mmHg로의 팽창 압력에 하나 20 초 시험을 제공합니다. <ol><li> 60 mmHg로에 유량 조절기를 설정합니다 (아날로그 혈압계를 사용하여 검사 압력.) </li><li> 20 초 팽창 압력 펄스 뒤에 20 초 prepressure 간격 (이것은 디지타이저 소프트웨어에 기록 2V의 자극 신호가 될 것이다) 제공하도록 정해진 압력 조정기를 설정한다. </li><li> 시험 (prepressure 간격 + 압력 팽창 시험)를 시작합니다. 실제 압력 시험이 시작되면, 시스템에 연결된 3 혈압계를 사용하여 압력을 재확인한다. </li><li> 압력 팽창 시험하는 동안, 강한 EMG 신호 (&gt; 0.5 V)는 20 초 동안 팽창 가능성이 후 관찰해야한다. 동물 abdomi가 발생할 수 있습니다NAL 이동하지만, 동물은 목소리를하거나 이동하지 않아야합니다. 드물지만, 비정상적인 움직임이나 발성이 관찰되는 경우, 이소 플루 란의 수준을 높일 수 있습니다. </li></ol></li><li> 1 일 60 mmHg로의 팽창은 1 ~ 2 분의 intertrial 간격으로 적절한 EMG 신호 단계를 반복 3.4 두 번 이상 생성하는 경우. </li><li> 세 60 mmHg로 시험에서 강한 신호를 수신하면, 실험 distentions을 수행합니다. <ol><li> 많은 연구는 낮은 압력 (10 ~ 15 mmHg로)에서 시작하여 10 ~ 15 mmHg로 증가에서 유해 압력 (75 ~ 80 mmHg로)까지 작동 등급을 매긴 distensions를 사용합니다. 다른 압력에서 예를 추적 아래 대표적인 결과를 참조하십시오. </li><li> 일반 시험은 20 초 prepressure 간격, 20 초 압력 팽창 시험, 그리고 1 ~ 2 분 간격 intertrial 있습니다. </li><li> 각 압력에서 세 distentions를 수행 한 후 (각 압력 하나의 내장 운동의 응답을 얻기 위해) 세 가지 실험을 통해 평균. 다른 방법으로, P IN각 압력에서 다섯 distensions을 erform 높고 낮은 시험을 폐기하고 나머지 세 가지 응답을 평균. </li></ol></li><li> 일단 실험 distensions는, 녹음을 중지 실험 파일을 저장하고, 승인 된 방법을 사용하여 동물을 희생 완료됩니다. </li></ol> 원시 EMG의 흔적 4. 분석 <ol><li> 내장 운동 반응 (즉, EMG 녹음)의 분석을 쉽게 온보드 디지타이저 소프트웨어를 사용하거나 타사 프로그램 (자료 목록)을 통해 수행된다 다음은 여러 프로그램을 사용하거나 수동 분석을 사용하여이 데이터를 분석하는 데 사용할 수있는 일반적인 지침입니다 . </li><li> EMG, 압력을 수출하고, 디지타이저 소프트웨어의 자극 신호 데이터는 다음과 같이 <ol><li> 실험 파일을 엽니 다. </li><li> &quot;파일&quot; &quot;내보내기로 클릭합니다.&quot; </li><li> 파일 이름을 클릭하십시오 &quot;, 스프레드 시트 텍스트 (. TXT)&quot;파일 형식으로 변경 &quot;저장.&quot; </li><li> PO에서P 창에 출력 샘플 속도 변경」(1000)를, &quot;시작 모멘트 데이터 수집을 시작 시간을 변경하는 종료 시간 변경&quot;MaxTime ()를. &quot;&quot;타임 시프트 출력을 표시하는 박스를 선택하므로 첫번째 라인이다 0.0 초, OK &quot;를 클릭합니다&quot;. &quot; </li><li> 이제 데이터가 다양한 프로그램에서 열 수있는 텍스트 파일로 내 보냅니다. 이 파일은 네 개의 열 (타이머, VMR (EMG), 압력, 자극)을 포함해야합니다. </li></ol></li><li> 시험 된 각각의 실험 동물의 경우, 다음과 같은 수학적 연산을 수행한다. <ol><li> 각 시점의 절대 값을 계산하여 설정 한 전체 데이터 EMG 신호를 정류. </li><li> 실험의 배경 섹션 동안 평균 EMG 응답을 확인합니다. </li><li> 배경 보정 데이터 세트를 얻기 위해 실험의 모든 정류 데이터 점에서이 평균 배경 EMG 응답을 뺍니다. </li><li> 각 20 초 이전의 곡선 (AUC)에서 지역을 결정배경 보정 데이터 세트의 압력 간격. </li><li> 배경 보정 데이터 세트의 각 20 초 압력 팽창 시험의 AUC를 결정합니다. </li><li> 전체 실험에​​서 가장 낮은 prepressure 간격 AUC에 의해 (단계 4.3.5에서 얻은) 각 압력 팽창 시험 AUC를 나눈다 (단계 4.3.4에서 얻어진.). 이것은 각각의 완전한 압력 팽창 시험에 대한 표준화 및 배경 수정 AUC입니다. </li></ol></li><li> 각각의 실험 동물의 경우, 하나의 압력에서 평균 체류 정규화 실험은 볼트의 정규화 VMR * 초 (Vsec)을 얻었다. </li><li> 실험 설계에 따라 데이터의 적절한 통계를 수행합니다. </li></ol>

<ol>
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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

환자는 종종 일반 통증 치료 (15)에 응답하지 않는 고통을 쇠약 때문에 인간, 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS)는 중요한 임상 문제를 나타냅니다. 이해 궁극적 만성 통증 방광 치료 중요한 과제 중 하나는 유해 방광 팽창에 대한 반응에 관여하는 신경 정상적인 프로세스를 이해하는 것이다. 이러한 문제를 극복하기 위해, 방광 통증 동물 모델이 필요하다. 이 모델은, 재생 가능한 ...

만성 통증은 공식적으로 약 3 개월, 또는 정상 조직의 치유 시간 1 이상 지속되는 통증으로 정의된다. 통증이 유형의 사람들이 의사의 치료 2를 추구하는 구동하는 주된 이유 중 하나이며 매년 3 6천3백50억달러 달러까지 비용이 있습니다. 현재 만성 통증 대처 전략은 오래된 것으로 간주됩니다; 의료의 발전, 비 스테로이드 성 소염 진통제 (비 스테로이드 성 항 염증 약물)과 아편의 수십 년 후 의사에 의해 처방의 기본 치료는 여전히있다. 그러나 이러한 치료는 모두 특별히 정확한 통증 사건의 원인에 집중 반대로 몸 진통 효과를 제공하는 동일한 방식으로 고통의 모든 다른 유형을 표적으로한다. 더 나은 만성 통증으로 고통받는 사람들을 돕기 위해, 연구의 관심은 만성 통증의 가장 흔한 원인과 관련된 원인 및 가능한 통증 관련 치료쪽으로 이동해야한다. 이 manuscri의 목표PT는 더 간질 성 방광염 / 괴로운 방광 증후군 (IC / BPS)으로 알려진 상태를 이해하기 위해 사용 모델을 설명하는 것이다. IC / BPS는 사람, 40 (4)의 나이에 주로 여성의 수백만에 영향을 미치는 쇠약 상태입니다. IC / BPS의 정확한 원인은 그러나 유행은 유전학 5, 특정 다이어트, 높은 스트레스 수준 6에 연결되어 있습니다, 알 수없는 . IC / BPS의 증상을 포함 하나 이에 국한되지 않습니다 : 소변을 긴급 증가, 배뇨 빈도 증가, 아프고, 피어싱, 또는 방광의 충만과 배뇨시 통증을 레코딩하고, 야간 빈뇨 7. 이러한 조건을 경험 환자는 더 높은 스트레스 수준이 8 더 걱정이다. 이것은 원래의 스트레스 수준을 증가시키고 증가 통증, 스트레스의 결과를 증가했다. 연구는 우울증과 불안 수준은 소변 통증을 완화 다음 치료, 따라서 효과적으로 긍정적 인 피드백주기를 깨고 감소하는 것으로 나타났습니다 <sup&gt; 9. IC / BPS에 대한 새로운 치료법을 발견의 과제 중 하나는 방광 통증의 기초 과학의 이해의 소수이다. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 많은 동물 모델은 IC / BPS와 관련된 통증과 증상을 모방하기 위해 개발되었습니다. 전통적으로, 방광염 등 겨자유, 아세톤, 리포 폴리 사카 라이드, 염산, 및 방광 시클로 같은 각종 화학 물질의 도입과 함께 동물에서 재현되었다. 그러나 외래 에이전트 따라서 이러한 모델의 유효성에 의문을 제기, IC / BPS 환자의 무균 소변에 존재하지 않습니다. 비뇨기과 고통의 또 다른 쥐 모델은 방광의 팽창 (UBD) 10. 이 모델에서, 특정 압력의 압축 공기가 설정된 시간 동안 어 웨이크 또는 가볍게 마취 동물의 방광에 전달된다. 절차 전반에 걸쳐, 상사 근 복부 근육 기록 전기 액티브있는 전선(근전도 (EMG)와 함께) 근육에서 ITY. 이 활동은 내장 운동 반응 (VMR)로 알려져 있고, 통각 (10)의 신뢰성, 재현성 측정입니다. 건강한 지원자에있는 유사 중공 장기 팽창 (예를 들면 방광, 직장이) 불편의 감정과 고통을보고 11, 12의 상당한 증가, 종종 IC / BPS를 진단하는 데 사용되는 특성을 생성합니다. 따라서, 자극 또는 억제, 전기 약리학 및 optogenetic 방법과 함께, UBD 방광 통각 통증의 양쪽 말초 및 중추 신경계의 성분을 이해하는데 유용하고 올바른 모델이다. 현재 일반적인 마우스 변형, C57BL/6J의 여성 회원에서 우리의 실험실에서 사용 된 바와 같이, 우리는 UBD하는 절차를 설명합니다. 때문에 남성의 카테터 삽입 과정에서 어려움이 절차는 주로 암컷 생쥐에서 수행된다. 이 프로토콜은 네스 &lt;으로 개발 한에서 적응되었습니다EM&gt; 등. 10 이전에 우리의 랩 13에서 발표했다. (1) 방광 카테터 및 기록 전극 수술 (2) 부분 마취의 유도 (3) 방광 팽창 및 VMR 녹화, 원시 VMR / EMG의 흔적 (4) 데이터 분석 : 다음 프로토콜은 마취 된 동물이 모델의 네 가지 기본 구성 요소에 대해 설명합니다 . 때문에 유기체의 선택, 마취의 깊이와 유도, 체온에 UBD-VMR 절차에 미묘한 차이는 아래에 설명되어 있습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군으로 고생 (IC / BPS), 특히 방광 충전 또는 증가에 따라 긴급 및 주파수 배뇨뿐만 아니라 야간 빈뇨 및 일반 골반 통증을 특징으로 쇠약 상태 배뇨. 수 년간의 연구에도 불구하고, IC / BPS의 원인이 애매 남아 및 치료 전략은 환자에게 완전한 구제를 제공 할 수 없습니다. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 많은 동물 모델은 IC / BPS와 관련된 통증과 증상을 모방하기 위해 개발되었습니다. 하나의 쥐 모델은 방광의 팽창 (UBD)입니다. 이 모델에서, 특정 압력의 압축 공기를 일정 시간 동안 가볍게 마취 동물의 방광에 전달된다. 절차 전반에 걸쳐, 상사 근 복부 근육에있는 전선은 근육의 전기적 활동을 기록합니다. 이 활동은 내장 운동 반응 (VMR)로 그리고 난 알려져있다통각의 SA 신뢰성과 재현성 측정. 여기서는 수술 조작 생리 기록 및 데이터 분석을 포함 마우스에서이 기술을 수행하는 데 필요한 단계를 설명한다. 이 모델의 사용으로, 기본 감각 신경, 척수 차 구 심성, 방광 통증에 관여 높은 중추 신경계 영역 사이의 조정이 풀어 수 있습니다. 이 기초 과학 지식은 임상 적으로 IC / BPS으로 고통받는 환자를 치료하기 위하여 번역 될 수있다.

전체 UBD-VMR 설정의 그림은 그림 1A에서 볼 수 있습니다. 압력 증가 단계는 원시 VMR (즉 EMG) (도 1b). 디지타이저 소프트웨어를 사용하여 기록시 관찰되어야 것의 VMR, 압력 및 자극 마커 신호는도 2에서 볼 수있는 증가를 유도한다. 보이는 베스트 채널 그림 2는 (V에서) EMG 추적이다. EMG 추적의 배경 신호는 꾸준하고 낮은 진폭 (&lt;0.2 V)해야한다. ...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS), 골반 통증에 의해 부분적으로 특징 쇠약 상태에서 고통. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 방광 통증의 생리 학적 모델은 생쥐와 쥐에 사용됩니다.

쥐의 방광 통증 모델로 방광 팽창 유발 내장 운동 응답

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K 조회수.  Duquesne University.  미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS), 골반 통증에 의해 부분적으로 특징 쇠약 상태에서 고통. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 방광 통증의 생리 학적 모델은 생쥐와 쥐에 사용됩니다. 

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Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

마우스 블레더 월 주입

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

연구

의학

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Murine 방광 암의 Orthotopic 모델

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

작은 쥐의 Cystometry의 사용 : 방광 Chemosensation의 연구

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Orthotopic 방광 종양 모델 및 Intravesical saRNA 트리 트먼트의 평가

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

유전자 전달 연구 동소 방광암 모델

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

면역 본래대로 사람 MUC1 유전자 변형 마우스의 침략 과도 셀 방광 암의 유도 : 면역 요법 개발을위한 모델

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

쥐과 동 소성 방광 이종 이식의 최소 침습 설립

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

마우스의 신경 병증 성 통증의 좌골 신경의 바지를 접 모델

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

하부 요로 약리학을 평가하는 방법으로 방광 평활근 스트립 수축성

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

효능 평가<em&gt; H. 파이로리</em동소 이식 쥐 모델에서 방광암의 치료를위한 치료 도구로&gt; 단백질 HP-NAP

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...