이 데이터는 Neuroscience Research를위한 NIH Blueprint를 지원하는 16 개의 NIH 연구소 및 센터가 후원하는 Human Connectome Project, WU-Minn 컨소시엄 (Principal Investigators : David Van Essen 및 Kamil Ugurbil, 1U54MH091657)에 의해 부분적으로 제공되었습니다. 워싱턴 대학의 맥도넬 시스템 신경 과학 센터 (McDonnell Center for Systems Neuroscience) 그림 2A와 2D는 Rhoton 컬렉션 57 (http://rhoton.ineurodb.org/?page=21899)의 허가를 받아 재현되었습니다.

고인은 기술적으로 인간 대상이 아니지만 사망자는 인구로 여기에 포함됩니다. 인간 피험자는 45 CF 46에 의해 &quot;살아있는 인간 15 , 16 &quot;으로 정의됩니다. 1. 시편 준비 <ol><li> 포르말린 고정 된 5 개의 뇌 (10 개의 반구)와 2 개의 전체 인간의 머리를 검사하십시오. </li><li> Klingler의 방법 17에 따라 시험편을 적어도 2 개월 동안 10 % 포르말린 용액에 고정시킨다. </li><li> Klinger의 방법 17 에 따라 모든 시험편을 -16 ℃에서 2 주 동안 동결시킨다. </li><li> 수돗물에서 시험편을 해동합니다. </li><li> 사체의 머리에 확장 된 전두 측두 두 절개술을 시행하여 뇌를 노출시킵니다. <ol><li> 시체 머리를 3 핀 두개골 클램프 ( 재료 표 )에 놓습니다. </li><li> 메스로 전두 측두 절개 부위를 절개하십시오.</li><li> 메스, 집게 및 가위를 사용하여 피부와 근육을 제거하십시오. </li><li> 경질 막에 도달 할 때까지 두개골에 하나 이상의 구멍을 뚫습니다. 소형 감속기가 장착 된 드릴과 79,000 rpm으로 14 mm cranial perforator 어태치먼트 ( 재료 표 )를 사용하십시오. </li><li> 뼈 플랩을 자르고 2.1 mm 핀 모양의 버 (burr) 어태치먼트가있는 2 mm x 15.6 mm 플루트 형 라우터를 사용하여 80,000 rpm의 속도로 드릴하십시오 ( 재료 표 ). </li></ol></li><li> 경질, arachnoid 및 피아 mater을 제거하고 6X 40X 배율 5 , 18 ( 재료 표 )에서 현미경으로 microdissector를 사용하여 해부. </li></ol> 2. 섬유 해부 기술 참고 : 수술 용 현미경으로 6 배에서 40 배까지 모든 절개를하십시오. <ol><li> 각 hemisphe에 단계적 방식으로 섬유 해부를 수행다시 측면에서 내측으로 그리고 내측에서 외측으로. <ol><li> 팬 필드 해부 ( 재료 테이블 )를 사용하여 대뇌 피질을 소독하고 모든 정면 피질 조직을 제거하여 인접한 자이 (gyri) 5 , 13 을 상호 연결하는 U- 섬유 또는 intergyral 섬유 인 짧은 연관 섬유 영역을 노출시킵니다. </li><li> 현미경 ( 재료 테이블 ) 아래 부드럽게 트리밍하여 panfield 해부 및 외과 마이크로 후크로 짧은 연결 섬유를 제거하고 동일한 반구의 먼 지역을 상호 연결하는 긴 연결 섬유를 노출 시키십시오. </li><li> 외과 마이크로 후크와 팬 필드 해부 (panfield dissector)를 사용하여 표면 결합 섬유를 제거하기 위해 긴 결합 섬유 안으로 깊숙이 들어가십시오. 현미경 ( 재료 테이블 )에서 각 섬유 번들을 제거하여 투영 교차 섬유를 노출시킵니다. </li><li> SMA 컴플렉스의 각 연결보기문헌 2 , 8 , 18 , 19 , 20 , 21 에서 이전에 정의 된 지형 학적 해부학에 따라. </li></ol></li><li> 해부 기간 동안 10 % 포름 알데히드 용액 ( 재료 표 )에서 해부 중에 사용 된 모든 표본 (머리 전체와 두뇌)을 유지하십시오. </li></ol> 3. 3D 사진 기법 <ol><li> 표본 사진 촬영 중에는 검정색 플랫폼을 사용하십시오. </li><li> 3D 사진 기술 22을 따르십시오. <ol><li> 각 표본을 설계된 검정색 플랫폼에 놓습니다. </li><li> 표본을 전면에서 볼 수있는 장면을 선택하고 카메라 화면의 중심점에 가까운 표본의 모든 지점에 카메라를 초점을 맞추어 한 번 촬영하십시오 (악기 탭르). 18 ~ 55mm f / 3.5-5.6 SLR 렌즈 또는 100mm f / 2.8L 매크로 렌즈를 사용하고 조리개를 F29, ISO 100로 설정하십시오. </li><li> 카메라 화면의 가장 오른쪽 지점이 위의 초점 지점과 같을 때까지 카메라를 약간 왼쪽으로 돌립니다. 화면의 가운데 점이 표본의 원래 초점 점과 겹칠 때까지 카메라를 오른쪽으로 밉니다. 이 시점에서 카메라 초점을 맞추고 다른 장면을 촬영하십시오. </li><li> 카메라의 거리와 축을 일정한 값으로 촬영되는 표본에 유지하십시오. </li></ol></li><li> 3D 이미지 생성 프로그램 (Material Table)을 사용하여 3D 이미지를 만듭니다. <ol><li> 3D 소프트웨어 프로그램을 엽니 다. </li><li> &quot;파일에서 스테레오 이미지 열기&quot;를 선택하십시오. </li><li> 두 이미지 (왼쪽 및 오른쪽)를 선택하고 왼쪽 이미지가 왼쪽 슬롯에 있고 오른쪽 이미지가 오른쪽 슬롯에 있는지 확인하십시오. </li><li> &quot;Half color anaglyph RL / 2&quot;옵션을 선택하고 JPEG 형식으로 애너 글리프를 생성하십시오. </li></ol&gt; </li></ol> 4. DTI 기술 <ol><li> 참조 된 웹 사이트에서 Human Connectome Project 확산 데이터 23 을 다운로드하여 사전 처리 된 확산 데이터를 수집합니다. 참고 : 데이터는 사전 처리되어 다운로드되며 다음 절차로 구성됩니다. 확산 데이터는 다중 방사 센서가있는 스핀 에코 평면 이미징 (EPI) 시퀀스를 사용하는 수정 된 3T MRI 장치 (기기 테이블)를 사용하여 일반 자원 봉사자에게 수집되었습니다. 밴드 이미지 가속기 ( 24 , 25 , 26 , 27 , 28)를 포함 한다. 관련 시퀀스 매개 변수는 다음과 같습니다. TR = 5,520ms; TE = 89.5 ms; FOV = 210 x 180 mm; 매트릭스 = 168 x 144; 슬라이스 두께 = 1.25 mm (보셀 크기 1.25 x 1.25 x 1.25 mm); 멀티 밴드 인자 = 3; 및 b 값 = 1,000 s / mm2 (95 방향), 2,000 s / mm2 (96 방향) 및 3000 s / mm22 (97 방향). 그런 다음 FreeSurfer 29 및 FSL 30 을 사용하여 데이터를 처리했습니다. 과정은 와전류 보정, 모션 보정, 강도 정규화, 자화율 왜곡 보정 및 기울기 비선형 성 보정 28 , 31 , 32 , 33을 포함 합니다. 해당 T1 가중치 MP-RAGE 이미지도 다운로드 패키지에 포함되어 있습니다. 절차는 Human Connectome Project 절차 매뉴얼 23에 문서화되어 있습니다. </li><li> Diffusion Spectrum Imaging (DSI) Studio 34 를 사용하여 확산 된 데이터를 후 처리하여 일반화 된 q 샘플링 이미징 (GQI) 알고리즘 35 를 사용하여 예상되는 복셀 방향 확산 분포 함수 (ODF)를 생성합니다. <ol><li> 다운로드 한 데이터 세트를 sel로 소프트웨어에로드하십시오.&quot;STEP1 : 오픈 소스 이미지&quot;를 조작하고 data.nii.gz 파일을 선택하십시오. </li><li> &quot;STEP2 : Reconstruction&quot;버튼을 선택하십시오. 뇌 마스크를 확인한 후 &quot;2 단계&quot;로 진행하여 재구성 방법으로 &quot;GQI&quot;를 선택하십시오. &quot;길이 비율&quot;이 &quot;1.0&quot;인 &quot;r ^ 2 가중치&quot;를 선택하십시오. 나머지 선택 항목은 기본값으로 두십시오. </li><li> &quot;재구성 실행&quot;을 선택하십시오. </li></ol></li><li> 섬유 추적을 간소화하기 위해 관심 지역에 적합한 씨앗을 놓습니다. <ol><li> &quot;Region Window&quot;에서 &quot;Atlas&quot;버튼을 클릭하여 상부 종단 대뇌층 (SLF)의 씨앗을 배치하십시오. &quot;Brodmann&quot;을 선택하고 &quot;Region 6&quot;과 &quot;Region 7&quot;을 추가하십시오. 지역 창에서 &quot;지역 6&quot;유형을 &quot;시드&quot;로 설정하고 &quot;지역 7&quot;유형을 &quot;포함 지역&quot;(ROI)으로 설정하십시오. <ol><li> 지역 창에서 &quot;새 지역&quot;을 선택하고 수동으로 ROI를 그립니다.관상 면상의 상완 전두엽의 가장 후방에 위치한다. 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li></ol></li><li> 지역 창에서 &quot;새 지역&quot;을 사용하고 관상면의 중간 정면 이이 흰색 물질의 후면 부분에 &quot;시드&quot;영역을 그리는 방법으로 SLF II의 씨앗을 배치하십시오. &quot;Atlas&quot;(4.3.1 단계)와 Brodmann 지역 9, 10, 46, 39 및 19를 사용하여 ROI를 선택하십시오. 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 트래킹을 수행하십시오. </li><li> 지역 창에서 &quot;Atlas&quot;(4.3.1 절과 동일)를 사용하고 &quot;지역 40&quot;의 &quot;Atlas ...&quot;에서 Brodmann지도와 ROI의 &quot;Region 40&quot;을 선택하여 SLF III의 시드를 &quot;시드&quot;영역과 배치합니다. &quot;및&quot;지역 44 &quot; 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li><li> 지역 창에서 &quot;새 지역&quot;을 사용하여 목구멍 섬유의 씨앗을 놓고 th를 포함한 시상면에 &quot;씨앗&quot;을 그립니다전자 코퍼스. 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li><li> 지역 창에서 &quot;새 지역&quot;을 사용하고 관상 동맥의보기에 중간 cingulate 이랑에 &quot;씨앗&quot;영역을 그려 cingulate 섬유에 대한 씨앗을 놓으십시오. &quot;새로운 영역&quot;을 사용하여 두 개의 ROI를 그려보십시오. 하나는 더 앞쪽에있는 표층에 있고 다른 하나는 관상면 아래에있는 후부의 cingulate gyrus에 있습니다. 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li><li> 지역 창에서 &quot;새 지역&quot;을 사용하고 &quot;아틀라스 ...&quot;기능을 사용하여 코로나 라다 타의 ROI를 사용하여 골동품에 &quot;씨앗&quot;을 그려서 두루 피질 섬유의 씨앗을 놓으십시오. 아틀라스를 &quot;JHU-WhiteMatter-labels-1mm&quot;으로 선택하십시오. <ol><li> &quot;Anterior_corona_radiata&quot;, &quot;Posterior_corona_radiata&quot;및 &quot;Superior_corona_radiata&quot;를 선택하여 추가하십시오. &quot;New Region&quot;을 사용하여 축면에서 폐허의 수준보다 열등한 평면을 통과하는 모든 섬유에 대한 회피 영역을 그립니다.&quot;4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li></ol></li><li> 지역 창에서 &quot;Atlas ...&quot;기능의 &quot;seed&quot;를 사용하여 대뇌 피질 구역의 씨앗을 놓습니다. &quot;JHU-WhiteMatter-labels-1mm&quot;을 선택하고 &quot;Corticospinal_tract&quot;영역을 추가하십시오. 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li><li> 지역 창에서 &quot;Atlas ...&quot;기능의 &quot;seed&quot;영역을 사용하고 &quot;Region 44&quot;및 &quot;Region 45&quot;에서 Brodmann atlas 및 &quot;Region 6&quot;ROI를 선택하여 정면 경사면 (FAT)의 시드를 배치하십시오. &quot; 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li><li> &quot;Atlas ...&quot;기능을 사용하여 &quot;지역 6&quot;에 &quot;종자&quot;와 함께 frontostriatal tract (FST)의 종자를 놓습니다. &quot;HarvardOxfordSub&quot;지도에서 &quot;caudate&quot;, &quot;putamen&quot;및 &quot;globus pallidus&quot;에 새 영역을 삽입하고 영역 창의 유형을 &quot;end&quot;로 설정합니다.&quot; 참고 : FST에 대한 광섬유 추적은 추적 세션 ( 즉, 지역 6 및 꼬리 표식, 지역 6 및 피 가멘, 그리고 마지막으로 지역 6 및 영사에 따라 지역 6 시드 및 하나의 피하 조직 시드를 선택하여 수행됩니다 pallidus). <ol><li> 각 조합에 대해 4.4 단계에서 설명한대로 광섬유 추적을 수행하십시오. </li></ol></li></ol></li><li> 위의 각 조합에 대해 광섬유 추적을 수행하십시오. <ol><li> &quot;옵션&quot;창에서 qa 종료 지수 0.08, 각도 임계 값 75, 스텝 크기 0.675, 스무딩 0.2, 최소 길이 20 mm 및 최대 길이 200 mm와 같이 추적 매개 변수를 설정하십시오. 씨앗 방향을 &quot;모두&quot;로 선택하고 시드 위치를 &quot;Subvoxel&quot;로 설정하고 씨드 닝을 &quot;설정&quot;으로 임의 화합니다. 유선 (Euler) 추적 알고리즘으로 삼선 방향 보간법을 사용하십시오. 위의 각 지역 조합에 대해 &amp; #.34, Fiber Tracts &quot;창. 참고 : 추적의 무작위화된 특성으로 인해 &quot;허위 섬유&quot;가 식별되고 선택적으로 제거되며, &quot;New Region&quot;으로 손으로 그려진 회피 영역이 있습니다. </li></ol></li><li> Affine은 DSI-Studio의 &quot;조각 -&gt; T1 / T2 이미지 삽입&quot;기능을 사용하여 Human Connectome Project 데이터 세트에 제공된 뇌 추출 T1 가중 3D MP-RAGE 스캔을 확산 데이터에 등록합니다. &quot;Slices -&gt; Isosurface 추가&quot;를 선택하여 뇌의 표면 렌더링을 생성하십시오. 665의 &quot;임계 값&quot;을 사용하십시오. </li></ol>

저자는 장비 및 의약품을 포함하여 경쟁적인 금전적 이해 관계가없고 자금 및 지원의 출처가 없음을 선언합니다.

백색 물질 통로의 중요성과 연구 기법 대뇌 피질은 인간의 삶의 250 만년과 관련된 주요 신경 구조로 받아 들여집니다. 대략 200 억 개의 뉴런이 형태 학적 및 세포의 명세에 기초하여 다양한 부분으로 분리되어있다. 각 피질 부분의 구조는 감각 운동과 감각 운동, 복잡한 추론과 같이 기능적으로 하위 그룹으로 분류됩니다. 영장류의 모든 행동은 신경 시스템의 대뇌 피질 및 피?...

Brodmann이 묘사 한 14 개의 전두엽 중 전두엽 운동 피질 앞에있는 시동 전엽과 전두엽 영역은 전두엽이인지, 행동, 학습, 운동 등에 중요한 역할을한다는 사실에도 불구하고 오랫동안 조용한 모듈로 간주되어 왔습니다. 및 음성 처리. pre-motor / frontal module은 내측으로 확장되는 pre-SMA와 SMA proper (Brodmann Area, BA 6)으로 구성된 보조 모터 영역 (SMA) 복합체 이외에도 AD 6, 8, 뇌의 외측 표면에있는 안와 전두엽 피질 (BA 11)의 일부뿐만 아니라 전두엽 (BA 10)과 전 측두엽 (BA 47) 피질을 포함한다. SMA 복합체는 기능 및 연결에 의해 정의되는 중요한 해부학 적 영역입니다. 이 부위의 절제와 손상은 SMA로 알려진 심각한 임상 적 결손을 일으 킵니다.증후군. SMA 증후군은 SMA 복합체 3 이 포함 된 전두 신경 교종에서 특히 관찰되는 중요한 임상 적 증상입니다. SMA 복합체는 대뇌 변연계, 기저핵, 소뇌, 시상, 대 측성 SMA, 상엽 (superior parietal lobe) 및 섬유로를 통해 전두엽과 연결되어 있습니다. 이러한 백색질 연결에 대한 손상의 임상 적 효과는 피질보다 더 심할 수 있습니다. 이는 대뇌 피질 손상의 결과가 높은 피질 소성 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 로 인해 시간이 지남에 따라 개선 될 수 있기 때문입니다. 따라서 SMA 지역 해부학 및 백질 물질 경로가 중요하다.특히 신경아 교종 수술에 대한 이해. 백색질 경로의 해부학에 대한 포괄적 인 이해는 신경 외과 적 병변의 광범위한 스펙트럼 치료에 중요합니다. 미세 수술에서 얻어진 해부학 적 결과에 대한 3 차원 문서의 최근 연구를 통해 지형 학적 해부학 및 뇌의 백질 경로 13 , 14 의 상호 관계를보다 잘 이해할 수있었습니다. 따라서 본 연구의 목적은 사체 표본과 자기 공명 영상 (MRI) 기관 절제술에 대한 섬유 절제술의 조합을 사용하여 SMA 복합체 (pre-SMA 및 SMA 적절한)의 백색질 연결을 조사하고 모든 방법을 설명하는 것이었다 기술과 그 상세한 문서화의 원칙을 설명합니다. 연구 계획 및 전략 실험을 수행하기 전에,섬유 해부의 기본 원리, 해부학 전후에 시편에 적용해야 할 절차, 해부 및 DTI로 밝혀진 SMA 부위 간의 모든 연결이 수행되었습니다. 이전의 SMA 및 SMA- 적절한 부위의 해부학 적 국소화 및 분리에 대한 이전의 연구 및 이들의 연결부의 지형 학적 해부학에 대한 검토가 이루어졌다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>%4 Paraformaldehyde Solution</td>
			<td>AFFYMETRIX, Inc.&#160;</td>
			<td>2046C208</td>
			<td>used to fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezer</td>
			<td>INSIGNA</td>
			<td>NS-CZ70WH6</td>
			<td>used to freez</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Panfield Dissector</td>
			<td>AESCULAP</td>
			<td>FD305</td>
			<td>used to dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Micro Scissor</td>
			<td>W. Lorenz</td>
			<td>&#160;04-4238</td>
			<td>used to miscrodissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Micro Hook</td>
			<td>V. Mueller&#160;</td>
			<td>NL3785-009</td>
			<td>used to miscrodissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICRO VESSEL STRETCHER/DILATOR</td>
			<td>W. Lorenz</td>
			<td>&#160;04-4324</td>
			<td>used to miscrodissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emax2 SC 2000 Electric Console</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>SC2102</td>
			<td>used to craniatomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill Set</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>NS-CZ70WH6</td>
			<td>used to craniatomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20-1000 operating microscope</td>
			<td>Moeller-Wedel,Germany</td>
			<td>FS 4-20</td>
			<td>used to miscrodissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Canon EOS 550D 18 MP CMOS APS-C Digital SLR Camera</td>
			<td>Canon Inc.</td>
			<td>DS126271</td>
			<td>used to take photos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EF 100mm f/2.8L IS USM Macro Lens</td>
			<td>Canon Inc.</td>
			<td>4657A006</td>
			<td>used to take photos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MR-14EX II Macro Ring Lite (Flash)</td>
			<td>Canon Inc.</td>
			<td>9389B002</td>
			<td>used to take photos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tripod</td>
			<td>Lino Manfrotto</td>
			<td>322RC2</td>
			<td>used to take photos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAYFIELD Infinity Skull Clamp</td>
			<td>Integra Inc.</td>
			<td>A0077</td>
			<td>used to fix the head</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modified Skrya 3T &#34;Connectome&#34; Scanner</td>
			<td>Siemens Company, Inc.</td>
			<td>&#160;A911IM-MR-15773-P1-4A00</td>
			<td>used to scan DTI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XstereO Player</td>
			<td>Yury Golubinsky</td>
			<td>Version 3.6(22)</td>
			<td>used to create anaglyphs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EF-S 18-55mm f/3.5-5.6 IS II SLR Lens</td>
			<td>Canon Inc.</td>
			<td>2042B002</td>
			<td>used to take photos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>6B INVENT&#160;</td>
			<td>7-104-L</td>
			<td>used to make incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compact&#160; Speed Reducer&#160;</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>CSR60</td>
			<td>used to make burr hole&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>14 mm Cranial Perforator&#160;</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>CPERF-14-11-3F</td>
			<td>used to make burr hole&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mm x 15.6 mm Fluted Router&#160;</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>A-CRN-M</td>
			<td>used to make craniotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.1 mm Pin-shaped Burrs</td>
			<td>Anspach Companies</td>
			<td>03.000.130S</td>
			<td>used to make craniotomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fiber connections of the supplementary motor area revisited: methodology of fiber dissection, dti, and three dimensional documentation

이 연구의 목적은 사체 표본에 대한 섬유 해부 기술과 자기 공명 (MR)의 조합을 사용하여 보조 운동 영역 (SMA) 복합체 (pre-SMA 및 SMA 적절한)의 백색질 연결 검사를위한 방법론을 보여주는 것이다. ) tractography. 이 프로토콜은 또한 인간 두뇌의 백색 물질 해부, 확산 텐서 (ductal) 텐서 트 레토 그래피 이미징 및 3 차원 문서화를위한 절차를 설명합니다. 인간의 두뇌에 대한 섬유 해부 및 3D 문서화는 미네소타 대학, 신경 외과학 및 신경 외과학 실험실에서 수행되었습니다. 5 개의 사후 인간 뇌 견본과 2 개의 전체 머리가 Klingler의 방법에 따라 준비되었다. 뇌 반구를 수술 현미경으로 측면에서 내측으로 그리고 내측에서 외측으로 단계적으로 해부하고 모든 단계에서 3D 영상을 촬영했습니다. 모든 해부 결과는 확산 텐서이미징. 연고 섬유 (짧은, 우수한 종단 연골과 전두엽), 투상 섬유 (대뇌 피질 연골, 종양, 전두 측두엽) 및 위 정맥 섬유 (말단 섬유)를 포함한 Meynert의 섬유로 분류에 따른 조사는 또한 실시했다.

SMA 복합체는 상전이의 후부에 위치하고 있습니다. SMA 복합물의 경계는 후 중심부의 전 중심 고랑, 측부 하벽의 상측 정점 고관절 및 대퇴 - 하위부 - 고관절 - 내측 고관절입니다. SMA 복합체는 전방 SMA 전방과 후방 18 SMA로 구성됩니다. 이들 두 부분 ( 18) ( 도 1A 및 B ) 사이의 백색 물질 연결 및 기능면에서 차이가?...

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Fiber Connections of the Supplementary Motor Area Revisited: Methodology of Fiber Dissection, DTI, and Three Dimensional Documentation

이 연구의 목적은 인간의 사체 두뇌에 대한 섬유 해부 기술의 각 단계, 해부학의 3D 문서화 및 해부학 적으로 해부 된 섬유 경로의 확산 텐서 이미징을 보여주는 것입니다.

재조합 모터 영역의 광섬유 연결 : 광섬유 해부, DTI 및 3 차원 문서화 방법론

The purpose of this study is to show the methodology for the examination of the white matter connections of the supplementary motor area (SMA) complex ...

fiber-connections-supplementary-motor-area-revisited-methodology

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.2K 조회수.  University of Minnesota.  이 연구의 목적은 인간의 사체 두뇌에 대한 섬유 해부 기술의 각 단계, 해부학의 3D 문서화 및 해부학 적으로 해부 된 섬유 경로의 확산 텐서 이미징을 보여주는 것입니다. 

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

의 거대한 섬유 패스에서 Electrophysiological 레코딩 D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

연구

신경과학

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

성인 전체 마운트 준비 Drosophila</em장 섬유 염료 주입을위한> 복부 신경 코드

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

를 사용하여 화합물 Bioactivity위한 이점 Nanoinjection 및 화면에 대한 전기 생리학 분석 Drosophila melanogaster 거대 섬유 시스템

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Dissection and Culture of Mouse Dopaminergic and Striatal Explants in Three-Dimensional Collagen Matrix Assays

Midbrain dopamine (mdDA) neurons project via the medial forebrain bundle towards several areas in the telencephalon, including the striatum1. Reciprocally, medium spiny neurons in the striatum that give rise to the striatonigral (direct) pathway innervate the substantia nigra2. The development of these axon tracts is dependent upon the combinatorial actions of a plethora of axon growth and guidance cues including molecules that are released by neurites or by (intermediate) target regions3,4. These soluble factors can be studied in vitro by culturing mdDA and/or striatal explants in a collagen matrix which provides a three-dimensional substrate for the axons mimicking the extracellular environment. In addition, the collagen matrix allows for the formation of relatively stable gradients of proteins released by other explants or cells placed in the vicinity (e.g. see references 5 and 6). Here we describe methods for the purification of rat tail collagen, microdissection of dopaminergic and striatal explants, their culture in collagen gels and subsequent immunohistochemical and quantitative analysis. First, the brains of E14.5 mouse embryos are isolated and dopaminergic and striatal explants are microdissected. These explants are then (co)cultured in collagen gels on coverslips for 48 to 72 hours in vitro. Subsequently, axonal projections are visualized using neuronal markers (e.g. tyrosine hydroxylase, DARPP32, or &beta;III tubulin) and axon growth and attractive or repulsive axon responses are quantified. This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of mesostriatal and striatonigral axon growth and guidance during development. Using this assay, it is also possible to assess other (intermediate) targets for dopaminergic and striatal axons or to test specific molecular cues.

Explants from the midbrain dopamine system and striatum are used in a collagen matrix assay for the in vitro analysis of mesostriatal and striatonigral pathway development. In this assay axonal outgrowth and guidance can be manipulated and quantified. It can also be modified for assessing other regions or molecular cues.

마우스 Dopaminergic 및 3 차원 콜라겐 매트릭스 Assays의 Striatal Explants의 해부와 문화

Midbrain dopamine (mdDA) neurons project via the medial forebrain bundle towards several areas in the telencephalon, including the striatum1. ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

뇌 조직의 만성 Optogenetic의 자극을위한 광섬유 주입

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

마우스의 조영 증강 MRI에 의한 시신경 섬유 무결성의 생체 내 이미징

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of abdominal ganglia (A1 to A6). This chain of ganglia includes the part of the central nervous system (CNS) that drives coordinated locomotion of the pleopods (swimmerets): the swimmeret system. It is known for over five decades that in crayfish each swimmeret is driven by its own independent pattern generating kernel that generates rhythmic alternating activity 1-3. The motor neurons innervating the musculature of each swimmeret comprise two anatomically and functionally distinct populations 4. One is responsible for the retraction (power stroke, PS) of the swimmeret. The other drives the protraction (return stroke, RS) of the swimmeret. Motor neurons of the swimmeret system are able to produce spontaneously a fictive motor pattern, which is identical to the pattern recorded in vivo 1.
The aim of this report is to introduce an interesting and convenient model system for studying rhythm generating networks and coordination of independent microcircuits for students&#8217; practical laboratory courses. The protocol provided includes step-by-step instructions for the dissection of the crayfish&#8217;s abdominal nerve cord, pinning of the isolated chain of ganglia, desheathing the ganglia and recording the swimmerets fictive motor pattern extracellularly from the isolated nervous system.
Additionally, we can monitor the activity of swimmeret neurons recorded intracellularly from dendrites. Here we also describe briefly these techniques and provide some examples. Furthermore, the morphology of swimmeret neurons can be assessed using various staining techniques. Here we provide examples of intracellular (by iontophoresis) dye filled neurons and backfills of pools of swimmeret motor neurons. In our lab we use this preparation to study basic functions of fictive locomotion, the effect of sensory feedback on the activity of the CNS, and coordination between microcircuits on a cellular level.

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

왕새우의 Swimmeret 시스템 : 신경 코드 및 모터 패턴의 세포 외 녹음의 해부를위한 실무 가이드

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

Protocol for Three-dimensional Confocal Morphometric Analysis of Astrocytes

As glial cells in the brain, astrocytes have diverse functional roles in the central nervous system. In the presence of harmful stimuli, astrocytes modify their functional and structural properties, a condition called reactive astrogliosis. Here, a protocol for assessment of the morphological properties of astrocytes is presented. This protocol includes quantification of 12 different parameters i.e. the surface area and volume of the tissue covered by an astrocyte (astrocyte territory), the entire astrocyte including branches, cell body, and nucleus, as well as total length and number of branches, the intensity of fluorescence immunoreactivity of antibodies used for astrocyte detection, and astrocyte density (number/1,000 &#181;m2). For this purpose three-dimensional (3D) confocal microscopic images were created, and 3D image analysis software such as Volocity 6.3 was used for measurements. Rat brain tissue exposed to amyloid beta1-40 (A&#946;1-40) with or without a therapeutic&#160;intervention was used to present the method. This protocol can also be used for 3D morphometric analysis of other cells from either in vivo or in vitro conditions.

Astrocytes in the CNS change their functional and structural properties in response to harmful stimuli. This report presents a protocol for assessment of three-dimensional astrocyte morphology in diseased conditions or after therapeutic interventions.

성상의 3 차원 공 촛점 형태 학적 분석을위한 프로토콜

As glial cells in the brain, astrocytes have diverse functional roles in the central nervous system. In the presence of harmful stimuli, astrocytes modify ...

Three-Dimensional Shape Modeling and Analysis of Brain Structures

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. We have developed a software package for accurate and robust shape modeling and group-wise analysis. Here, we introduce an pipeline for the shape analysis, from individual 3D shape modeling to quantitative group shape analysis. We also describe the pre-processing and segmentation steps using open software packages. This practical guide would help researchers save time and effort in 3D shape analysis on brain structures.

We introduce a semi-automatic protocol for shape analysis on brain structures, including image segmentation using open software, and further group-wise shape analysis using an automated modeling package. Here, we demonstrate each step of the 3D shape analysis protocol with hippocampal segmentation from brain MR images.

뇌 구조의 3차원 형상 모델링 및 분석

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

자유롭게 움직이는 동물의 신경 활동을 기록하는 다중 섬유 광도 측정법

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...