이탈리아 보건부는이 연구를 지원했습니다 (RC 2013-BIO 15). 그녀는 훌륭한 기술 지원을 해주신 Barbara Micheli에게 감사드립니다.

이 프로토콜에서는 정상적인 심 초음파 검사의 매개 변수에도 불구하고 기술적 또는 기능적 이유로 기관 이식에서 제외 된 다기관 기증자로부터의 다기관 외과 (4 ~ 12 시간의 냉증 허혈 시간, 평균 6 ± 2 시간) 동안 인간의 심장을 수집합니다. 그들은 대동맥 및 폐동맥 판막의 은행 업무를 위해 Monzino Cardiologic Centre (Milan, Italy) 밀라노 심장 혈관 조직 은행으로 보내집니다. 승모판 후엽은 임상 목적으로 사용되지 않으므로 기증자의 친척으로부터 정보에 입각 한 동의를 얻은 후 대동맥 및 폐동맥 판막 분리시 수집됩니다. 이식 및 연구를위한 조직은 부모의 동의가 있어야 수집됩니다. 동의서에서 그들은 윤리적위원회의 지침에 따라 인간의 임상 적 사용 ( 즉, 미생물 학적, 기능적 및 혈청 학적 문제)에 적합하지 않은 경우에만 연구를위한 심장 조직의 사용을 허가합니다 (또는 사용하지 않음).몬 지노 심장 센터. 1. 승모판 준비 <ol><li> 장기 explantation (4 ~ 12 시간의 냉증 허혈 시간) 후 최대한 빨리 인간 승모판을 수확. </li><li> 클린 룸에서 차가운 (4 ° C) 용액 ( 즉, 염분 용액 또는 균형 잡힌 Eurocollins 또는 위스콘신)이 담긴 운반 백에서 심장을 제거합니다. 버킷에 넣고 밸브 준비를 위해 바이오 안전성 캐비닛 (biohazard vertical air flow, 클래스 A, GMP (Good Manufacturing Practices) 분류)에 넣으십시오. </li><li> 캐비닛에 멸균 일회용 드레이프에 심장을 놓습니다. 멸균 일회용 메스를 사용하여 정점에서 약 4cm 떨어진 좌우 심실의 레벨에서 심장을 주축에 수직으로 완전히 자릅니다. </li><li> 왼쪽 가슴 지붕을 표시하는 오름차순 대동맥과 폐동맥을 이동하십시오. </li><li> 멸균 된 오토 클레이브 가능한 포셉과 피크를 사용하여좌측 심방 루프는 승모판이 보이도록 만들고 위대한 승모 전단 (전방)과 작은 승모 전단 (후방)을 식별 할 수 있도록합니다. 참고 : 전 측방 및 후방 측방 판막은 전방 판막과 후방 경계의 경계를 정의합니다. </li><li> 무균 autoclavable 가위와 비 외상성 집게를 사용하여, 전체 승모판 주위의 좌심방과 심실 벽 두께를 해부 . </li><li> mitro-aortic valve continuity를 확인하십시오. 참고 : 좌심실에는 전체 승모판과 코드가 포함되어 있습니다. </li><li> 후부 승모판 판 전단에서 앞쪽 승모판 전단지를 분리하고, 심실 (삽입)과 함께 삽입을 따라 후부 전단지를 절단. </li><li> 생리 식염수에서 후방 전단지를 씻으십시오. 전단지를 작은 조각 (&lt;1cm 2 )으로 자른 다음 개별적으로 알루미늄 호일로 포장하십시오. 액화 질소로 그들을 고정하십시오. 주의 : 액체 질소를 사용할 때는 조직의 안전 절차를 따르십시오. <ol><li> 절차가 끝나면 70 % 이소 프로필 알콜 용액과 6 % 과산화수소 용액으로 캐비닛 테이블을 살균하십시오. </li></ol></li></ol> 2. 단백질 추출 <ol><li> 집게를 사용하여 액체 질소에 저장된 시료를 채취하고 즉시 알루미늄 호일에 싸서 드라이 아이스에 놓습니다. 시료를 옮길 때 시료를 녹이지 마십시오. </li><li> 분쇄하기 전에 분쇄기 시스템 ( 예 : CryoGrinder)의 도자기 / 지르코늄 모르타르와 유봉을 액체 질소가 들어있는 듀어 플라스크 (~ 500 mL)에 넣음으로써 시료와 함께 냉장하십시오. 주의 : 액체 질소를 사용할 때는 조직의 안전 절차를 따르십시오. </li><li> 박격포와 유봉을 드라이 아이스가 들어있는 폴리스티렌 상자에 넣으십시오. 알루미늄 호일에서 샘플을 꺼내어 박격포에 넣으십시오. </li><li> 갈아 입히기그는 유봉을 회전시키기 위해 스크루 드라이버를 사용하여 박격포에 대 한 큰 유봉을 샘플링한다. 연삭 과정 중에 샘플을 사전 냉각 된 주걱 끝과 섞는다. <ol><li> 작은 유봉으로 반복하십시오. </li></ol></li><li> 튜브를 뒤집어서 모르타르 위에 올려 놓고 시료를 튜브로 옮기려면 함께 뒤집어서 이전에 계량 한 튜브 ( 예 : 15 mL 원심 튜브)에 지상 샘플을 옮기십시오. 박격포에서 모든 재료를 회수하려면 사전 냉각 된 주걱을 사용하십시오. <ol><li> 샘플을 옮길 때 샘플이 녹지 않도록 샘플을 드라이 아이스에 보관하십시오. </li></ol></li><li> 샘플 순 중량을 계산하십시오. </li><li> 각 시료 다음에 박격포와 유봉을 깨끗이하고 고압 증기 멸균 또는 200 ° C에서 2 시간 가열하여 오염 제거하십시오. </li><li> 원심 분리기 튜브에서 분쇄 한 시료를 균질 기의 유리 튜브로 옮긴다. </li><li> 여과 된 요소 쇄석 추가유리 조직에 분말 조직 10mg 당 200uL의 우레아 완충액 (8M 우레아, 2M 티오 우레아, 4 % w / v CHAPS, 20mM 트리스 및 55mM 디티 오 트레이 톨)을 넣었다. 참고 : 원심 분리 관에 남아있는 잔유 가루 시료는 계산 된 부피의 우레아 완충액의 일부를 사용하여 회수 할 수 있습니다. </li><li> 붕규산 유리 몰탈과 폴리 테트라 플루오로 에틸렌 (PTFE) 유봉이 장착 된 교반기를 사용하여 시료를 균질화하십시오. 비틀린 동작 (1,500 rpm)으로 샘플을 천천히 10 번 누르십시오. </li><li> 상층 액을 회수하고 깨끗한 1.7 mL 원심 분리 튜브로 옮긴다. 다시 신선한 우레아 완충액으로 나머지 시료를 추출하고 첫 번째 추출 중에 사용 된 부피의 절반을 더하십시오. </li><li> 2.10 단계를 반복하십시오. </li><li> 상등액을 회수하고 2.11 단계의 상등액과 합칩니다. 30 분 동안 튜브 rotator에 결합 된 뜨는을 놓으십시오. </li><li> 튜브를 13,000 xg 및 4 ° C에서 30 분간 원심 분리하십시오. </li><li> 상청액을제조자의 지시에 따라 Bradford 단백질 분석을 사용하여 단백질 농도를 측정한다. 샘플을 사용할 때까지 -80 ° C에 보관하십시오. </li></ol>

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이 프로토콜의 한 가지 중요한 단계는 액체 질소를 사용하여 시료를 동결시키고 그라인더 시스템을 냉각시키는 것입니다. 액체 질소를 사용하면 생물학적 분해를 방지하고 분말 파우더를 효율적으로 사용할 수 있지만 안전한 취급을위한 특수 교육이 필요합니다. 이 프로토콜에는 작은 시료를 표준 박격포와 유봉에서 복구하기가 어렵 기 때문에 시료 분쇄를위한 분쇄기 시?...

최근의 증거는 mRNA 합성 후 발생하는 많은 조절 기작의 역할에 대한 이해를 변화시켰다. 사실, 번역, post-transcriptional 및 proteolytic 프로세스는 단백질의 풍부와 기능을 조절할 수 있습니다. transcript level이 protein abundance의 주된 결정 인자라고 가정 할 때, mRNA 농도가 상응하는 단백질의 그것들에 대한 proxies라고 말하는 dogma는 부분적으로 수정되었다. transcript level은 단지 단백질의 양을 부분적으로 예측할 뿐이며, post-transcriptional events 세포 1 , 2 내의 단백질을 조절합니다. 또한, 단백질은 궁극적으로 세포의 기능을 지시하고 따라서 autocrine, paracrine 및 내분비 요인에 대한 응답으로 역동적 인 변화를 겪을 수있는 표현형을 지시합니다. 혈액 매개 매개체; 온도; 약물 치료; 질병이 생기다.ment. 따라서, 단백질 수준에 초점을 맞춘 표현 분석은 proteome을 특성화하고 질병 병인의 일부로 발생하는 중대한 변화를 밝혀내는 데 유용합니다 3 . 따라서 기존의 기술적 어려움에도 불구하고 건강과 질병 상태를 명확히하기 위해 프로테오믹스가 제시하는 기회는 엄청납니다. proteomics가 기여할 수있는 연구 분야 중 특히 유망한 분야 : 모든 수준 ( 즉, 전체 세포 또는 조직, 세포 내 구획 및 생물학적 유체)에서 단백질 발현의 변화 여부 확인; 질병의 진단 및 예후에 유용한 새로운 바이오 마커의 확인, 확인 및 확인; 약물 효과 및 독성 평가뿐만 아니라 치료 목적으로 사용될 수있는 새로운 단백질 표적의 확인 4 . 복잡성 포착프로테옴은 기술적 도전을 나타냅니다. 현재의 프로테오믹스 도구는 변경된 단백질 수준의 확인, 정량화 및 검증을 위해 대규모의 높은 처리량 분석을 수행 할 수있는 기회를 제공합니다. 또한, 가장 풍부한 단백질로 인한 간섭을 피하기위한 분획 화 및 농축 기술의 도입은 가장 풍부한 단백질을 포함시킴으로써 단백질 확인을 향상 시켰습니다. 마지막으로 proteomics는 단백질 기능의 중요한 조절 자로서 점차적으로 출현하는 번역 후 변형의 분석에 의해 보완되었다. 그러나 분석중인 생물 표본의 시료 준비 및 단백질 회수는 여전히 proteomic 워크 플로우의 제한 단계로 남아 있으며 가능한 함정 가능성을 높입니다. 사실, 최적화되어야하는 대부분의 분자 생물학 기술에서 첫 번째 단계는 조직 균질화이온 및 세포 용해, 특히 증폭 방법이 존재하지 않는 저농도 단백질의 분석에 유용합니다. 또한, 단백질의 화학적 특성은 자체 복구에 영향을 줄 수 있습니다. 예를 들어, 고도로 소수성 인 단백질의 분석은 isoelectric focusing 동안 쉽게 침전되기 때문에 매우 어렵습니다. 반면에 trans-membrane 단백질은 거의 용해되지 않습니다 (참고 문헌 5에서 검토). 또한, 조직 조성의 가변성은 보편적 인 추출 방법을 개발하는데 중요한 장벽이된다. 마지막으로, 거의 모든 임상 표본의 수량이 제한되어 있기 때문에 최소 샘플 양에서 최대 회수 및 재현성으로 단백질 준비를 할 수 있어야합니다. 이 작품은 proteomic 분석을위한 매우 도전 샘플을 나타내는 정상적인 인간의 심장 승모판에서 단백질 추출을위한 최적화 된 프로토콜을 설명합니다. 정상적인 승모판은좌심방과 심장 좌심실 사이에있는 렉스 구조 ( 그림 1 ). 심방에서 심실까지의 혈류를 조절하고 역류를 방지하며 전신에 적절한 수준의 산소 공급을 보장하여 적절한 심 박출량을 유지하는 데 중요한 역할을합니다. 그러나, 세포질이 적고 구성 요소가 거의없는 &quot;비활성&quot;조직으로 주로 간주됩니다 (주로 세포 외 기질에 있음). 이는 정상 상태에서 상주 판막 간질 세포 (VIC)가 낮은 단백질 생합성 률로 정지 상태를 나타 내기 때문입니다. 그러나 병리학 적 상태에서는 해면질 내의 VIC 수가 증가하고 단백질 합성이 다른 기능적 및 표현형 변화와 함께 활성화된다는 것이 입증되었습니다. 따라서, 최소한의 데이터를 사용할 수 있다는 것은 놀라운 일이 아닙니다.문헌은 병리학 승모판의 분석에 초점을 맞추고 있는데, 증가 된 수의 활성화 된 VIC가 확인 된 단백질의 상대적으로 많은 수를 설명 할 수있다. 결론적으로, 본 프로토콜은 승모판 막 단백질 성분의 연구를 통해 승모판 막 질환의 원인이되는 병원성 기전을 이해하는 데 도움이 될 수있다. 실제로, 근본적인 병리학 적 과정에 대한 더 깊은 이해는 혈류 역학적 인 고려 사항에 대한 현재의 적응증이있는 판막 질환의 임상 관리를 개선하는 데 도움이 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Saline solution</td><td></td><td></td><td>0.9 % NaCl</td></tr><tr><td>Eurocollins A</td><td>SALF</td><td>30874046</td><td>Balanced organ&#039;s transport medium. Combine 400 mL of Eurocollins A with 100 mL Eurocollins B to obtain balanced medium Eurocollins</td></tr><tr><td>Eurocollins B</td><td>SALF</td><td>30874022</td><td>Balanced organ&#039;s transport medium. Combine 400 mL of Eurocollins A with 100 mL Eurocollins B to obtain balanced medium Eurocollins</td></tr><tr><td>Wisconsin</td><td>Bridge life</td><td>RM/N 4081</td><td>Balanced organ&#039;s transport medium</td></tr><tr><td>Biohazard vertical flow air</td><td>Burdinola</td><td></td><td>Class A GMP classification</td></tr><tr><td>Dewar Flask</td><td>Thermo Scientific</td><td>Nalgene 4150-1000</td><td></td></tr><tr><td>Cryogrinder system</td><td>OPS diagnostics</td><td>CG 08-01</td><td>Grinder system containing mortars, pestles and screwdriver</td></tr><tr><td>Stainless steel forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel spatula</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Disposable sterile scalpel</td><td>Medisafe</td><td>MS-10</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel scissors</td><td></td><td></td><td>Autoclavable</td></tr><tr><td>Stainless steel picks</td><td></td><td></td><td>Autoclavable</td></tr><tr><td>Disposable sterile drap</td><td>Mon&amp;amp;Tex</td><td>3.307.08</td><td></td></tr><tr><td>Sterilizing solution with isopropyl alcohol</td><td></td><td></td><td>70% isopropyl alcohol</td></tr><tr><td>Sterilizing solution with hydrogen peroxide</td><td></td><td></td><td>6% hydrogen peroxide</td></tr><tr><td>Micropipette, 1 mL, with tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>15 mL centrifuge tubes</td><td>VWR international</td><td>9278</td><td></td></tr><tr><td>1.7 mL centrifuge tubes</td><td>VWR international</td><td>PIER90410</td><td></td></tr><tr><td>Urea buffer</td><td></td><td></td><td>8 M urea, 2 M thiourea, 4 % w/v CHAPS, 20 mM Trizma, 55 mM Dithiotreitol</td></tr><tr><td>Urea</td><td>Sigma aldrich</td><td>U6504-1KG</td><td>To be used for Urea buffer</td></tr><tr><td>Thiourea</td><td>Sigma aldrich</td><td>T8656</td><td>To be used for Urea buffer</td></tr><tr><td>CHAPS</td><td>Sigma aldrich</td><td>C3023-5GR</td><td>To be used for Urea buffer</td></tr><tr><td>Dithiotreitol</td><td>Sigma aldrich</td><td>D0632-5G</td><td>To be used for Urea buffer</td></tr><tr><td>Syringe 50 mL</td><td>PIC</td><td></td><td>To be used to filter Urea buffer</td></tr><tr><td>0.22 &amp;micro;m filter</td><td>Millipore</td><td>SLGP033RB</td><td>To be used to filter Urea buffer</td></tr><tr><td>PFTE Pestle, 2 mL</td><td>Kartell</td><td>6302</td><td>Part of Potter-Elvehjem homogenizer</td></tr><tr><td>Borosilicate glass mortar</td><td>Kartell</td><td>6102</td><td>Part of Potter-Elvehjem homogenizer</td></tr><tr><td>Stirrer</td><td>VELP scientifica</td><td>Stirrer DLH</td><td>To be used for homogenization by Potter-Elvehjem</td></tr><tr><td>Bradford Protein assay</td><td>Bio-Rad laboratories</td><td>5000006</td><td></td></tr><tr><td>Tube rotator</td><td>Pbi International</td><td>F205</td><td></td></tr><tr><td>Liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aluminum foil</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ice</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polystyrene box</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dry ice</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td></td><td></td><td>For centrifugation of 1.7 mL centrifuge tubes at 13,000 x g</td></tr><tr><td>Freezer -80&amp;deg;C</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Precision balance</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td></td><td></td><td>For sterilization</td></tr><tr><td>Cryogenic gloves for liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gloves</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Professional forced ventilation and natural air convection oven</td><td></td><td></td><td>For sterilization</td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma aldrich</td><td>P8340-5ML</td><td>100X solution</td></tr><tr><td>ProteoExtract Protein Precipitation Kit</td><td>Calbiochem</td><td>539180</td><td></td></tr><tr><td>RapiGest</td><td>Waters</td><td>186001861</td><td></td></tr><tr><td>Cytoscape</td><td>www.cytoscape.org</td><td>version 2.7</td><td>Software platform for Gene Ontology analysis</td></tr><tr><td>BiNGO</td><td>http://apps.cytoscape.org/apps/bingo</td><td>version 3.0.3</td><td>Plugin for Gene ontology analysis</td></tr><tr><td>AlphaB Crystallin/CRYAB Antibody</td><td>Novus Biologicals</td><td>NBP1-97494</td><td>Mouse monoclonal antibody against CryAB</td></tr><tr><td>Septin-11 Antibody</td><td>Novus Biologicals</td><td>NBP1-83824</td><td>Rabbit polyclonal antibody against septin-11</td></tr><tr><td>FHL1 Antibody</td><td>Novus Biologicals</td><td>NBP-188745</td><td>Rabbit polyclonal antibody against FHL-1</td></tr><tr><td>Dermatopontin Antibody</td><td>Novus Biologicals</td><td>NB110-68135</td><td>Rabbit polyclonal antibody against dermatopontin</td></tr><tr><td>Goat Anti mouse IgG HRP</td><td>Sigma aldrich</td><td>A4416-0.5ML</td><td>Secondary antibody for immunoblotting</td></tr><tr><td>Goat Anti rabbit IgG HRP</td><td>Bio-Rad laboratories</td><td>170-5046</td><td>Secondary antibody for immunoblotting</td></tr></tbody></table>

optimized protocol for the extraction of proteins from the human mitral valve

세포 성 프로테옴의 분석은 복잡한 생물학적 시스템에 존재하는 단백질의 대규모 동정 및 정량화를 가능하게하는 기술의 개발로 인한 질병의 근원적 인 분자 기작을 밝히는데 도움이 될 수 있습니다. 단백질 학적 접근으로부터 얻은 지식은 잠재적으로 질병의 기초가되는 병원성 메커니즘에 대한 더 나은 이해, 새로운 진단 및 예후 질환 표지자의 확인 및 치료 목표의 희망을 가능하게한다. 그러나, 심장 승모판 막은 proteoglycan과 collagen-enriched extracellular matrix의 세포질이 낮기 때문에 proteomic analysis에서 매우 어려운 표본이됩니다. 이것은 전 지구적인 단백질 분석을 위해 단백질을 추출하는 것을 어렵게 만든다. 이 작품은 양적 proteomics 및 immunoblotting과 같은 후속 단백질 분석과 호환 프로토콜입니다. 이것은 데이터의 상관 관계를 허용 할 수있다.g 단백질 발현을 정량적 mRNA 발현 및 비 정량 면역 조직 화학적 분석에 대한 데이터로 비교 하였다. 사실, 이러한 접근법은 함께 수행 될 때 mRNA에서 번역 후 단백질 변형에 이르기까지 질병을 근본으로하는 분자 메커니즘에 대한보다 포괄적 인 이해로 이어질 것입니다. 따라서이 방법은 심장 판막 생리 병리학의 연구에 관심이있는 연구자들에게 적합 할 수있다.

요소 버퍼에서 단백질의 추출 및 용해는 등전두 초점 (2 차원 전기 영동 (2-DE) ) 및 액상 등전점 (IEF) 12 에 기반한 proteomic 방법과 직접 호환되며 Laemmli 버퍼 13 에서 희석 한 후 면역 블로 팅 프로 테아 제 억제제 칵테일을 함유하고있다. 겔이없는 질량 분석기 기반의 방법 ( <e...

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Optimized Protocol for the Extraction of Proteins from the Human Mitral Valve

인간 승모판의 단백질 조성은 여전히 ​​부분적으로 알려지지 않았는데, 그 이유는 세포질이 낮아 단백질 생합성이 낮기 때문에 분석이 복잡하기 때문입니다. 이 연구는 승모판 프로테옴의 분석을 위해 단백질을 효율적으로 추출하기위한 프로토콜을 제공합니다.

인간 승모판에서 단백질 추출을위한 최적화 된 프로토콜

Analysis of the cellular proteome can help to elucidate the molecular mechanisms underlying diseases due to the development of technologies that permit ...

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

12.8K 조회수.  Centro Cardiologico Monzino IRCCS.  인간 승모판의 단백질 조성은 여전히 ​​부분적으로 알려지지 않았는데, 그 이유는 세포질이 낮아 단백질 생합성이 낮기 때문에 분석이 복잡하기 때문입니다. 이 연구는 승모판 프로테옴의 분석을 위해 단백질을 효율적으로 추출하기위한 프로토콜을 제공합니다. 

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Protein Complex Affinity Capture from Cryomilled Mammalian Cells

Affinity capture is an effective technique for isolating endogenous protein complexes for further study. When used in conjunction with an antibody, this technique is also frequently referred to as immunoprecipitation. Affinity capture can be applied in a bench-scale and in a high-throughput context. When coupled with protein mass spectrometry, affinity capture has proven to be a workhorse of interactome analysis. Although there are potentially many ways to execute the numerous steps involved, the following protocols implement our favored methods. Two features are distinctive: the use of cryomilled cell powder to produce cell extracts, and antibody-coupled paramagnetic beads as the affinity medium. In many cases, we have obtained superior results to those obtained with more conventional affinity capture practices. Cryomilling avoids numerous problems associated with other forms of cell breakage. It provides efficient breakage of the material, while avoiding denaturation issues associated with heating or foaming. It retains the native protein concentration up to the point of extraction, mitigating macromolecular dissociation. It reduces the time extracted proteins spend in solution, limiting deleterious enzymatic activities, and it may reduce the non-specific adsorption of proteins by the affinity medium. Micron-scale magnetic affinity media have become more commonplace over the last several years, increasingly replacing the traditional agarose- and Sepharose-based media. Primary benefits of magnetic media include typically lower non-specific protein adsorption; no size exclusion limit because protein complex binding occurs on the bead surface rather than within pores; and ease of manipulation and handling using magnets.

Here we describe protocols to disrupt mammalian cells by solid-state milling at a cryogenic temperature, produce a cell extract from the resulting cell powder, and isolate protein complexes of interest by affinity capture upon antibody-coupled micron-scale paramagnetic beads.

Cryomilled 포유 동물 세포에서 단백질 단지 선호도 캡처

Affinity capture is an effective technique for isolating endogenous protein complexes for further study. When used in conjunction with an antibody, this ...

연구

생화학

Rapid Isolation of the Mitoribosome from HEK Cells

The human mitochondria possess a dedicated set of ribosomes (mitoribosomes) that translate 13 essential protein components of the oxidative phosphorylation complexes encoded by the mitochondrial genome. Since all proteins synthesized by human mitoribosomes are integral membrane proteins, human mitoribosomes are tethered to the mitochondrial inner membrane during translation. Compared to the cytosolic ribosome the mitoribosome has a sedimentation coefficient of 55S, half the rRNA content, no 5S rRNA and 36 additional proteins. Therefore, a higher protein-to-RNA ratio and an atypical structure make the human mitoribosome substantially distinct from its cytosolic counterpart.
Despite the central importance of the mitoribosome to life, no protocols were available to purify the intact complex from human cell lines. Traditionally, mitoribosomes were isolated from mitochondria-rich animal tissues that required kilograms of starting material. We reasoned that mitochondria in dividing HEK293-derived human cells grown in nutrient-rich expression medium would have an active mitochondrial translation, and, therefore, could be a suitable source of material for the structural and biochemical studies of the mitoribosome. To investigate its structure, we developed a protocol for large-scale purification of intact mitoribosomes from HEK cells. Herein, we introduce nitrogen cavitation method as a faster, less labor-intensive and more efficient alternative to traditional mechanical shear-based methods for cell lysis. This resulted in preparations of the mitoribosome that allowed for its structural determination to high resolution, revealing the composition of the intact human mitoribosome and its assembly intermediates. Here, we follow up on this work and present an optimized and more cost-effective method requiring only ~1010 cultured HEK cells. The method can be employed to purify human mitoribosomal translating complexes, mutants, quality control assemblies and mitoribosomal subunits intermediates. The purification can be linearly scaled up tenfold if needed, and also applied to other types of cells.

Mitochondria have specialized ribosomes that diverged from their bacterial and cytoplasmic counterparts. Here we show how mitoribosomes can be obtained from their native compartment in HEK cells. The method involves isolation of mitochondria from suspension cells and consequent purification of mitoribosomes.

HEK 세포에서 Mitoribosome의 신속한 격리

The human mitochondria possess a dedicated set of ribosomes (mitoribosomes) that translate 13 essential protein components of the oxidative ...

Dynamic Proteomic and miRNA Analysis of Polysomes from Isolated Mouse Heart After Langendorff Perfusion

Studies in dynamic changes in protein translation require specialized methods. Here we examined changes in newly-synthesized proteins in response to ischemia and reperfusion using the isolated perfused mouse heart coupled with polysome profiling. To further understand the dynamic changes in protein translation, we characterized the mRNAs that were loaded with cytosolic ribosomes (polyribosomes or polysomes) and also recovered mitochondrial polysomes and compared mRNA and protein distribution in the high-efficiency fractions (numerous ribosomes attached to mRNA), low-efficiency (fewer ribosomes attached) which also included mitochondrial polysomes, and the non-translating fractions. miRNAs can also associate with mRNAs that are being translated, thereby reducing the efficiency of translation, we examined the distribution of miRNAs across the fractions. The distribution of mRNAs, miRNAs, and proteins was examined under basal perfused conditions, at the end of 30 min of global no-flow ischemia, and after 30 min of reperfusion. Here we present the methods used to accomplish this analysis&#8212;in particular, the approach to optimization of protein extraction from the sucrose gradient, as this has not been described before&#8212;and provide some representative results.

Here we present a protocol to perform polysome profiling on the isolated perfused mouse heart. We describe methods for heart perfusion, polysome profiling, and analysis of the polysome fractions with respect to mRNAs, miRNAs, and the polysome proteome.

동적 Proteomic 그리고 미르 Langendorff 관류 후 절연 마우스 마음에서에서 Polysomes의 분석

Studies in dynamic changes in protein translation require specialized methods. Here we examined changes in newly-synthesized proteins in response to ...

Hybrid Clear/Blue Native Electrophoresis for the Separation and Analysis of Mitochondrial Respiratory Chain Supercomplexes

Complexes of the oxidative phosphorylation machinery form supramolecular protein arrangements named supercomplexes (SCs), which are believed to confer structural and functional advantages to mitochondria. SCs have been identified in many species, from yeast to mammal, and an increasing number of studies report disruption of their organization in genetic and acquired human diseases. As a result, an increasing number of laboratories are interested in analyzing SCs, which can be methodologically challenging. This article presents an optimized protocol that combines the advantages of Blue- and Clear-Native PAGE methods to resolve and analyze SCs in a time-effective manner. With this hybrid CN/BN-PAGE method, mitochondrial SCs extracted with optimal amounts of the mild detergent digitonin are exposed briefly to the anionic dye Coomassie Blue (CB) at the beginning of the electrophoresis, without exposure to other detergents. This short exposure to CB allows to separate and resolve SCs as effectively as with traditional BN-PAGE methods, while avoiding the negative impact of high CB levels on in-gel activity assays, and labile protein-protein interactions within SCs. With this protocol it is thus possible to combine precise and rapid in gel activity measurements with analytical techniques involving 2D electrophoresis, immuno-detection, and/or proteomics for advanced analysis of SCs.

Here we present a protocol to extract, resolve and identify mitochondrial supercomplexes which minimizes exposure to detergents and Coomassie Blue. This protocol offers an optimal balance between resolution, and preservation of enzyme activities, while minimizing the risk of losing labile protein-protein interactions.

미토 콘 드리 아 호흡기 사슬 슈퍼 복합체의 분리 및 분석을 위한 하이브리드 클리어/블루 천연 전기 영동

Complexes of the oxidative phosphorylation machinery form supramolecular protein arrangements named supercomplexes (SCs), which are believed to confer ...

Measurement of Protein Import Capacity of Skeletal Muscle Mitochondria

Mitochondria are key metabolic and regulatory organelles that determine the energy supply as well as the overall health of the cell. In skeletal muscle, mitochondria exist in a series of complex morphologies, ranging from small oval organelles to a broad, reticulum-like network. Understanding how the mitochondrial reticulum expands and develops in response to diverse stimuli such as alterations in energy demand has long been a topic of research. A key aspect of this growth, or biogenesis, is the import of precursor proteins, originally encoded by the nuclear genome, synthesized in the cytosol, and translocated into various mitochondrial sub-compartments. Mitochondria have developed a sophisticated mechanism for this import process, involving many selective inner and outer membrane channels, known as the protein import machinery (PIM). Import into the mitochondrion is dependent on viable membrane potential and the availability of organelle-derived ATP through oxidative phosphorylation. Therefore its measurement can serve as a measure of organelle health. The PIM also exhibits a high level of adaptive plasticity in skeletal muscle that is tightly coupled to the energy status of the cell. For example, exercise training has been shown to increase import capacity, while muscle disuse reduces it, coincident with changes in markers of mitochondrial content. Although protein import is a critical step in the biogenesis and expansion of mitochondria, the process is not widely studied in skeletal muscle. Thus, this paper outlines how to use isolated and fully functional mitochondria from skeletal muscle to measure protein import capacity in order to promote a greater understanding of the methods involved and an appreciation of the importance of the pathway for organelle turnover in exercise, health, and disease.

Mitochondria are key metabolic organelles that exhibit a high level of phenotypic plasticity in skeletal muscle. The import of proteins from the cytosol is a critical pathway for organelle biogenesis, essential for the expansion of the reticulum and the maintenance of mitochondrial function. Therefore, protein import serves as a barometer of cellular health.

골격 근육 미토콘드리아의 단백질 수입 능력 측정

Mitochondria are key metabolic and regulatory organelles that determine the energy supply as well as the overall health of the cell. In skeletal muscle, ...

<meta charset="utf8"></head><body>고품질 생체 에너지 연구를 위한 설치류의 미토콘드리아 분리

Robust Mitochondrial Isolation from Rodent Cardiac Tissue

Mitochondrial isolation has been practiced for decades, following procedures established by pioneers in the fields of molecular biology and biochemistry to study metabolic impairments and disease. Consistent mitochondrial quality is necessary to properly investigate mitochondrial physiology and bioenergetics; however, many different published isolation methods are available for researchers. Although different experimental strategies require different isolation methods, the basic principles and procedures are similar. This protocol details a method capable of extracting well-coupled mitochondria from a variety of tissue sources, including small animals and cells. The steps outlined include organ dissection, mitochondrial purification, protein quantification, and various quality control checks. The primary quality control metric used to identify high-quality mitochondria is the respiratory control ratio (RCR). The RCR is the ratio of the respiratory rate during oxidative phosphorylation to the rate in the absence of ADP. Alternative metrics are discussed. While high RCR values relative to their tissue source are obtained using this protocol, several steps can be optimized to suit the individual needs of researchers. This procedure is robust and has consistently resulted in isolated mitochondria with above-average RCR values across animal models and tissue sources.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: 심부전 및 생체 에너지학에서 미토콘드리아 인산칼슘의 역할 밝혀내기

Bioenergetic and metabolomic studies on mitochondria have revealed their multifaceted role in many diseases, but the isolation methods for these organelles vary. The method detailed here is capable of purifying high-quality mitochondria from multiple tissue sources. Quality is determined by respiratory control ratios and other metrics assessed with high-resolution respirometry.

설치류 심장 조직으로부터 강력한 미토콘드리아 분리 

Mitochondrial isolation has been practiced for decades, following procedures established by pioneers in the fields of molecular biology and biochemistry ...

A Protocol for the Identification of Protein-protein Interactions Based on 15N Metabolic Labeling, Immunoprecipitation, Quantitative Mass Spectrometry and Affinity Modulation

Protein-protein interactions are fundamental for many biological processes in the cell. Therefore, their characterization plays an important role in current research and a plethora of methods for their investigation is available1. Protein-protein interactions often are highly dynamic and may depend on subcellular localization, post-translational modifications and the local protein environment2. Therefore, they should be investigated in their natural environment, for which co-immunoprecipitation approaches are the method of choice3. Co-precipitated interaction partners are identified either by immunoblotting in a targeted approach, or by mass spectrometry (LC-MS/MS) in an untargeted way. The latter strategy often is adversely affected by a large number of false positive discoveries, mainly derived from the high sensitivity of modern mass spectrometers that confidently detect traces of unspecifically precipitating proteins. A recent approach to overcome this problem is based on the idea that reduced amounts of specific interaction partners will co-precipitate with a given target protein whose cellular concentration is reduced by RNAi, while the amounts of unspecifically precipitating proteins should be unaffected. This approach, termed QUICK for QUantitative Immunoprecipitation Combined with Knockdown4, employs Stable Isotope Labeling of Amino acids in Cell culture (SILAC)5 and MS to quantify the amounts of proteins immunoprecipitated from wild-type and knock-down strains. Proteins found in a 1:1 ratio can be considered as contaminants, those enriched in precipitates from the wild type as specific interaction partners of the target protein. Although innovative, QUICK bears some limitations: first, SILAC is cost-intensive and limited to organisms that ideally are auxotrophic for arginine and/or lysine. Moreover, when heavy arginine is fed, arginine-to-proline interconversion results in additional mass shifts for each proline in a peptide and slightly dilutes heavy with light arginine, which makes quantification more tedious and less accurate5,6. Second, QUICK requires that antibodies are titrated such that they do not become saturated with target protein in extracts from knock-down mutants.
Here we introduce a modified QUICK protocol which overcomes the abovementioned limitations of QUICK by replacing SILAC for 15N metabolic labeling and by replacing RNAi-mediated knock-down for affinity modulation of protein-protein interactions. We demonstrate the applicability of this protocol using the unicellular green alga Chlamydomonas reinhardtii as model organism and the chloroplast HSP70B chaperone as target protein7 (Figure 1). HSP70s are known to interact with specific co-chaperones and substrates only in the ADP state8. We exploit this property as a means to verify the specific interaction of HSP70B with its nucleotide exchange factor CGE19.

A Protocol for the Identification of Protein-protein Interactions Based on 15N Metabolic Labeling, Immunoprecipitation, Quantitative Mass Spectrometry and Affinity Modulation

We present a variation of the QUICK (QUantitative Immunoprecipitation Combined with Knockdown) approach that was introduced previously to distinguish between true and false protein-protein interactions. Our approach is based on 15N metabolic labeling, the modulation of affinities of protein-protein interactions by the presence/absence of ATP, immunoprecipitation, and quantitative mass spectrometry.

을 바탕으로 단백질 - 단백질 상호 작용의 확인에 프로토콜<sup&gt; 15</sup&gt; N 신진 대사 라벨링, Immunoprecipitation, 수량 질량 분석법 및 선호도 변조

Protein-protein interactions are fundamental for many biological processes in the cell. Therefore, their characterization plays an important role in ...

생물학

Protein Isolation from the Developing Embryonic Mouse Heart Valve Region

Western blot analysis is a commonly employed technique for detecting and quantifying protein levels. However, for small tissue samples, this analysis method may not be sufficiently sensitive to detect a protein of interest. To overcome these difficulties, we examined protocols for obtaining protein from adult human cardiac valves and modified these protocols for the developing early embryonic mouse counterparts. In brief, the mouse embryonic aortic valve regions, including the aortic valve and surrounding aortic wall, are collected in the minimal possible volume of a Tris-based lysis buffer with protease inhibitors. If required based on the breeding strategy, embryos are genotyped prior to pooling four embryonic aortic valve regions for homogenization. After homogenization, an SDS-based sample buffer is used to denature the sample for running on an SDS-PAGE gel and subsequent western blot analysis. Although the protein concentration remains too low to quantify using spectrophotometric protein quantification assays and have sample remaining for subsequent analyses, this technique can be used to successfully detect and semi-quantify phosphorylated proteins via western blot from pooled samples of four embryonic day 13.5 mouse aortic valve regions, each of which yields approximately 1 &#956;g of protein. This technique will be of benefit for studying cell signaling pathway activation and protein expression levels during early embryonic mouse valve development.

The analysis of protein expression in young embryonic mouse valves has been hampered by the limited tissue available. This manuscript provides a protocol for preparing protein from developing embryonic mouse valve regions for western blot analysis.

개발 배아 마우스 심장 밸브 지역에서 단백질 분리

Western blot analysis is a commonly employed technique for detecting and quantifying protein levels. However, for small tissue samples, this analysis ...

인간 승모판에서 단백질 추출을위한 최적화 된 프로토콜

요약

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설치류 심장 조직으로부터 강력한 미토콘드리아 분리

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을 바탕으로 단백질 - 단백질 상호 작용의 확인에 프로토콜

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