우리는 의견에 대 한 사려깊은 검토 뿐만 아니라 여호수아가 수, 조나단 Schenk, 원고에 감사 하 고 싶습니다. 우리 또한 벤 화이트와 해 롤 드 Zakon는 기술에 대 한 토론에 감사 하 고 싶습니다. 조나단 Schenk 그림 3A에 대 한 데이터를 제공합니다. 이 작품은 Whitehall 재단 보조금과 QG NIH R21에 의해 지원 되었다.

1. 파리와 식별 GAL4 발기인 라인 준비
<ol><li>GAL4 발기인 라인을 선택 하 고 파리 UAS-NaChBac transgene과 활성화를 위한 optogenetic transgene 크로스. 참고: UAS-CsChrimson11 는 그것의 높은 전도도 및 NaChBac 중재 활동 전위를 활성화는 쉽게 선택 됩니다. UAS-NaChBac 및 UAS-CsChrimson 블루밍턴 주식 저장소에서 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>에탄올 (35mm)에서 재고 솔루션으로 모든 trans 망막을 준비 하 고-20 ° c.에 냉장고에서 솔루션을 저장</li>
	<li>Rehydrated 감자의 약 5 mL에이 주식의 믹스 28 µ L 음식 찌 질 하 고 기존의 초파리 매체의 유리병의 상단에이 혼합물을 추가.</li>
	<li>1-3 일110.2 m m 모든-trans-망막을 포함 하는 음식에 csChrimson을 표현 하는 성인 파리를 올립니다.</li>
</ol>2. 준비 TTX 주식
<ol><li>증류수 또는 이온을 제거 된 물에서 1mm TTX의 재고 솔루션을 만듭니다. 몇 달 동안 실험실 냉장고에이 솔루션을 저장 합니다. 많은 기관 분류 유해 또는 제어 물질 TTX TTX의 저장에 관한 기관 정책 확인.</li>
</ol>3. 전기 생리학에 대 한 파리 준비
<ol><li>1-3 일 오래 된 성인 파리 발생 하는 모든-trans-망막에와 함께 음식에 수집 합니다. 참고: 패치 초파리 신경12,13클램핑에 대 한 자세한 설명에 대 한 2013 년에 목요일와 터너를 참조 하십시오.</li>
	<li>유리 섬광 유리병에 파리를 넣어. 파리를 무력화를 1 분 동안 얼음에 유리병을 놓습니다.</li>
	<li>굵은 집게를 사용 하 여 비행 주문 품 기록 챔버에 삽입. 3 ½"원형 레이저 1/16" 아크릴에서 잘라 챔버에 의하여 이루어져 있다. 사용자 지정 호 일 2 부분 에폭시를 장착 하는 센터에 컷 ¾"구멍 이다. 호 일 포함는 삼각형 모양의 비행에 삽입 되는 희망 합니다.</li>
	<li>왁 스 또는 UV 경화 에폭시 단단히 챔버 내에 기록 그것을 확보 하 여 동물의 주위에 적용 됩니다.</li>
	<li>시각화는 stereomicroscope 아래 목이 광섬유와 대비를 밝게. 간접 조명에 대 한 목이 섬유 그렇게 그들은 측면에서 직접 비행을 밝히는 그들을 조정 하 여 설정 합니다.</li>
	<li>가장 낮은 가능한 설정의 명확한 시각화 수 있습니다 가벼운 수준을 조정 합니다. 이 빛의 강도 개별 실험에 걸쳐 달라 집니다. 참고:이 프로토콜 적응 시킬 수 있다 방법14explant에서 원래의 뇌 를 사용 하 여.</li>
	<li>외부 기록 식 염 수를 검색 합니다. M m에는 염 분 포함: 103 NaCl, 3 KCl, 5 N-트리 스 (hydroxymethyl) 메 틸-2-aminoethane-sulfonic 산, 8 트 레 할 로스, 포도 당 10, 26 NaHCO3, 1 NaH2포4, 1.5 CaCl2및 4 MgCl2 (270-275 m ω를 조정). 염 분 95% O2/5% CO2 (carbogen) 버블링 됩니다 하 고 pH 7.315조정 했다.</li>
	<li>장소 세포 외 기록 염 분의 4-6 방울 비행 준비. 이 시점에서, 더 나은 시정을 위한 해 부 현미경에서 가벼운 수준을 높입니다.</li>
	<li>전기 분해를 사용 하 여 텅스텐 와이어에 선명 하 게. 통신을 하려면 알 것3 의 포화 솔루션을 준비 하 고 끝은 날카롭게 때까지 20 번 각 100 ms 대 한 솔루션으로 와이어의 끝을 찍기 동안 약 20 V의 교류 전류를 적용 합니다. 날카롭게 텅스텐 와이어를 사용 하 여 비행 하 고 따라서 뇌를 노출의 머리에 표 피를 제거 하.</li>
	<li>더욱 기도 그것을 둘러싸고 있는 지방 시체를 제거 하 여 뇌를 노출 합니다. 더듬이 돌출부를 액세스 하는 경우 부드럽게 가시성을 높이기 위해 챔버를 기록 하는 호 일 아래 안테나 턱 구부러진된 텅스텐 와이어 또는 유사한 도구를 사용 합니다. 날카로운 집게를 사용 하 여 부드럽게 찢 어 떨어져 녹음 만들 수 관심의 영역을 다루는 glial 넣기.</li>
	<li>전기 생리학 장비에 기록 챔버를 전송 합니다. 즉시 외부 기록 식 염 수와 시작 관류 carbogen 두뇌를 보존 하와 버블링. 염 저수지 현미경 무대 위에 배치 되 고 중력-먹이로 준비. 진공 라인과 2 L 삼각 플라스 크를 사용 하 여 폐기물 염 분을 수집.</li>
</ol>4. 얻을 전체 세포 기록
<ol><li>상업적인 피펫은 끌어당기는 패치 펫을 당겨. 7 m ω 근처 팁 저항 적절 한 피 펫을 달성 하기 위해 설정에 대 한 설명서를 참조 하십시오.</li>
	<li>패치 피 펫에 내부 기록 솔루션의 4 µ L를 추가 합니다. 내부 식 염 수로 구성 되어 140 칼륨 aspartate 10 HEPES, 4 MgATP, 0.5 나3GTP, 1 EGTA, 1 m m에서 KCl.</li>
	<li>전체 세포 기록에 대 한 패치 클램프 앰프를 설정 합니다. 앰프의 오프셋 0 고 테스트 펄스를 제공 하는 앰프를 설정 합니다. 여기, 오전 시스템 패치 클램프 증폭기 2400 사용 됩니다.</li>
	<li>피펫으로 통해 긍정적인 압력을 적용 하는 셀. 피펫으로와 셀 문의 micromanipulator를 사용 합니다. 긍정적인 압력을 릴리스 합니다. 설정-60 막의 지주 잠재력 mV. 피펫으로 낮은 하위 피코 현재 들고 알 수 있듯 셀의 막과 gigaohm 물개를 형성 한다. 참고: 경우 GFP를 사용 하 여 셀을 대상으로 안내, ChR2 활성화 및 잠재적인 시냅틱 우울증을 방지 하기 위해 epifluorescent 빛의 사용을 최소화 하십시오. 또한 5 단계를 적용 하기 전에 몇 분 동안 기다립니다.</li>
	<li>-50에서 테스트 펄스를 제공 하는 앰프 설정 mV-60 ~ mV. 이 설정은 패치 클램프 앰프에 표준입니다. 테스트 펄스는 큰 capacitative 과도 대표 현재 필요한 패치 피펫으로 충전을 발표할 예정 이다. 2400 오전에 용량 보상 손잡이 조정 하 여 capacitative 과도 또는 유사한 앰프를 제거 합니다.</li>
	<li>세포 막 파열 하 고 전체 셀 구성에 부정적인 압력의 짧은 펄스를 적용 합니다. 참고: 모든 셀 구성 신경의 커패시턴스를 보여주는 capacitative 과도 있는 큰 증가 있을 때 관찰 됩니다. 현재 지주 (초기)에 작은 증가 또한 관찰 가능성이 됩니다. 전류 클램프 모드를 앰프를 설정 하 고 조정-60-50 하 셀의 잠재력 mV.</li>
</ol>5. 시 냅 스 연결 테스트
<ol><li>광 펄스를 생성 하는 LED 드라이버를 방 아 쇠를 데이터 수집 (DAQ) 시스템을 구성 합니다. 여기, 내쇼날인스트루먼트 DAQ 시스템 Matlab와 LED 드라이버는 아날로그 신호를 제공 하는 데 사용 됩니다. LED 휘도 아날로그 신호는 드라이버를 통해 조정 됩니다. LED는 620-630 nm 파장 LED입니다.</li>
	<li>고성능 적색 LED 직접 준비 아래 위치. 0.238 mW/m m2 에 도달 하면 즉시 빛의 강도 조정 합니다.</li>
	<li>연 접 신경 postsynaptic 세포의 관심에서 녹음 하는 동안 활성화 됩니다. 셀 활성화 optogenetically, pharmacogentically, 달성 또는 신경 자극을 통해. 여기, csChrimson 및 빨간 빛의 짧은 펄스 적용 됩니다. 참고: EPSPs로 전류 클램프 또는 EPSCs로 전압 클램프에 시 냅 스 연결을 모니터링할 수 있습니다. 시 냅 스 연결 40 ms 빛 펄스 응답에 TTX를 적용 하기 전에 표시 됩니다. 연결을 관찰 하는 경우에, 그것은 가능성이 그 뉴런 synaptically 연결 중 모노-또는 polysynaptically. 잠재적인 들고 따라 흥분 성의 또는 금지 연결을 강조 하 고 조정할 수 있다.</li>
	<li>연결 1의 최종 농도 달성 하기 위해 관류 시스템에 TTX를 추가 정상적인 염 분에서 관찰 되는 경우 µ M. 사용 recirculating 펌프를 캡처하고 TTX를 보존 하기 위해 염 분을 다시 사용 합니다. 연동 펌프는 목욕에서 염 분 해결책을 그릴 하 고 염 분이 저수지에 반환.</li>
	<li>상승 및 하강에 목욕에서 염 분 수준을 허용 하지 않는 강한 일정 한 진공을 제공 하는 펌프의 속도 조정 합니다. 참고: TTX의 응용 프로그램 전체 셀에서 모니터링 되 고 신경에 활동 급상승의 발생 한다. 이 충분 한 TTX는 식 염 수에 추가 된 확인 합니다.</li>
	<li>빨간 불 (40 ms 각 펄스에 대 한)의 짧은 펄스를 다시 적용 합니다. 이 시점에서 남아 있는 어떤 시 냅 스 연결 높습니다 monosynaptic. TTX에 남아 있는 시 냅 스 연결의 화학 본질을 테스트 하는 반복 식 염 수를 약리 길 항 제를 추가 합니다. 참고: optogenetics 및 형광 타겟팅 뉴런의 결합 때 수 있습니다 지속적으로 활성화 녹음을 얻기 위해 노력 하는 동안 신경의 연 접 인구 수는 없습니다. 이 시 냅 스 우울증으로 이어질 수 있다 고 어려운 연결을 볼 수 있습니다. 빨간색 fluorophore 신경 및 channel2rhodopsin 시각화를 사용할 수 있는 csChrimson 긴 여기 밴드 녹색 형광 단백질의 범위를 광범위 하 게 확장 하는, 때문에 (Ch2R) 세포 인구를 흥분 시키기 위해 사용할 수 있습니다. 이렇게 특정 유전학 및 사용자 지정 필터 큐브 필요 합니다. 적당 한 파리를 생성 하려면 LexA 또는 Q 시스템 이진 식 시스템에서 빨간 fluorophore (RFP 또는 mCherry)를 표현 하는 파리를 확인 합니다. 이들은 파리 Gal4 발기인와 UAS-Ch2R 및 UAS-NaChBac 이펙터 유전자와 교차 해야 합니다. Epifluorescence에 대 한 최적의 필터 큐브 것입니다 빨간 fluorophore를 자극 하지만 하지 자극 Ch2R. 또한 좁은 여기 범위, 필터 세트 다량 방출된 빛을 수집 하는 긴 패스 방출 필터를 포함 해야 합니다. 우리 크로마 포함 부품 번호 et580/25 x와 (49306 세트)에서 t600lpxr에서에서 설정 사용자 지정 필터를 사용 하지만 et610lp 장벽/방출 필터.</li>
</ol>

<ol>
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저자는 공개 없다.

TERPS 분석 회로 확인 된 신경 세포 사이의 시 냅 스의 검출 함으로써 크래킹에 사용 되는 현재 기술을 칭찬. 특히, 접근 선택 인구 TTX 구분 나트륨 채널 NaChBac 신경의 흥분을 복원 하는 동안 TTX와 활동 전위를 광범위 하 게 입을 여 monosynaptic 연결을 보여준다. 시 냅 스 릴리스 postsynaptic 이벤트는 전체 셀 녹음과 모니터링 하는 동안 optogenetic 자극에 의해 elicited입니다. TERPS 대량 민감한 되 고 또는 더 ?...

신경 과학의 주요 목표는 정보 회로 통해 흐르는 하는 방법을 이해 하는 뉴런 사이의 연결을 매핑합니다. 수많은 접근 및 자원 모델 시스템1,2의 범위에서 신경 사이의 기능적 연결을 위한 테스트를 사용할 수 있게 있다. 전기 생리학을 사용 하 여 가장 정확한 배선 다이어그램을 생성 하기 위해 두 셀 사이의 관찰된 연결 인지 직접 및 간접 및 polysynaptic monosynaptic를 해결 하기 위해 중요 하다. 포유류 뉴런에이 구별을 만들기 위한 황금 표준 연 접 세포에서 단일 action potentials와 두 번째 뉴런 흥분 성의 postsynaptic 전류 (EPSCs)의 발병 사이의 대기 시간을 측정 하는 것입니다. Monosynaptic 연결 몇 밀리초 및 낮은 다양성3의 짧은 대기 시간을 가져야 한다. 이 방법은 복잡할 수 있다 무척 추 동물 신경 세포에 시 냅 스 탐지 postsynaptic conductances와 녹음 사이 긴 electrotonic 거리 때문에 지연을 일으키는 체세포 녹음 사이트까지 그들의 dendrites에서 발생할 수 있기 때문에 전극입니다. 이러한 지연을 모호성에 관한 많은-monosynaptic 기여 대 발생할 수 있습니다. 또한, 작은 시 냅 스 이벤트 체세포 녹음 사이트에 도달 하기 전에 부패 수 있습니다 하 고 polysynaptic 이벤트를 모집 하는 강한 연 접 활동, 운전.
무척 추 동물에 monosynaptic 연결에 대 한 테스트를 다양 한 기법 개발 되었습니다. 한 가지 방법은 초과 ++ Mg 및 Ca+ +를 포함 하는 높은 divalent 양이온 솔루션 (안녕-디)를 사용 합니다. 이 솔루션 줄이는 릴리스 확률 및 monosynaptic 입력된4,5의 탐지를 증가 활동 전위 임계값에 의해 polysynaptic 연결을 차단 합니다. 하지만 필요한 ca ++ ++ Mg의 정확한 비율을 결정, 사소한 이며 polysynaptic 기부금도 겸손 자극6지속 될 수 있습니다. GFP 재구성에서 시 냅 스 파트너 (이해) 라는 다른 접근은 monosynaptic 연결 7을 유추 시 냅 스에서 발견 하는 사전 및 postsynaptic 막 간의 근접 합니다. 여기, 녹색 형광 단백질 (GFP)의 구성 요소는 하나의 신경에 표현 하 고 분자의 상호 보완적인 조각 putative postsynaptic 파트너에 표시 됩니다. 형광의 존재 두 개의 뉴런 충분히 가까이에 GFP 분자의 재구성을 허용 하는 한 시 냅 스의 존재를 의미 나타냅니다. 이해 수 보고 시 냅 스 거짓, 하지만, 두 세포 막, 신경 또는 잘라냅니다 apposed 밀접 하 게 해야 하는 경우. 이해의 변종 활성 시 냅 스8에 재구성 되므로 synaptobrevin 직접 GFP의 연 접 부분을 밧줄로 매 여 이러한 가양성을 제거 합니다. 이해 및 그 변종 초파리 CNS 기능 연결을 결정 하는 수단이 되어, 하는 동안 일부 연결 하지 만들 수 있습니다 보이는 파악 하 여 사전 및 postsynaptic 파트너 사이의 거리는 비교적 큰 경우. 이것은 neuromodulation9 또는 GABAergic 억제10와 관련 된 볼륨 전송의 평가에 특히 관련입니다.
여기, 보완 및 새로운 기술은 초파리 CNS에에서 직접 monosynaptic 연결 테스트에 대 한 시연입니다. 테트로도톡신 (TTX)의 공동 식으로 작동 하는이 메서드를 테트로도톡신 설계 저항에 대 한 프로 빙 Synapses (TERPS),-저항 나트륨 채널, NaChBac, 및 상 상속에서 녹음 하는 동안 연 접 세포에서 optogenetic 활성 postsynaptic 파트너9. TTX, 존재 모든 활동 전위 중재 활동 NaChBac 표현 된 셀에 표시 되지 않습니다. NaChBac 채널 선택적으로 허용 하는 시 냅 스 전송 빛 갖는 대상된 연 접 셀에 흥분을 복원 합니다. 이 메서드는 연결 postsynaptically polysynaptic 회로 채용의 가능성을 줄이면서 체세포 녹음 하 여 해결할 수 연 접 신경의 강한 활성화를 허용 합니다. 중요 한 것은,이 기술은 볼륨 전송의 연구를 허용 하 고 회로 통해 하나의 신경에서 발표 하는 송신기의 확산을 보여준다. 또한, TERPS 기존의 약리학 통해 연결의 화학 본질을 밝힐 수 있다. TERPS는 TTX 구분 나트륨 수로의 유전자 변형 식 수 있도록 어떤 모델 시스템에 사용 하기 위해 적합 이다.

<table><tbody><tr><td>UAS-csChrimson</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>55135</td><td>Used as a neural activator</td></tr><tr><td>UAS-NaChBac</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>9466</td><td>Resotores excitibility in cells in TTX</td></tr><tr><td>Tetrodotoxin</td><td>Tochris</td><td>1078</td><td>Special permission may be needed to purchase TTX as it is a controlled substance</td></tr><tr><td>all trans-Retinal</td><td>Sigma-Aldrichall trans-Retinal</td><td>R2500</td><td>Require co-factor for channelrhodopsin</td></tr><tr><td>Weldable 321 Stainless Steel&amp;nbsp;Sheet,&amp;nbsp;0.002&quot;&amp;nbsp;Thick,&amp;nbsp;10&quot;&amp;nbsp;Wide</td><td>McMaster Carr</td><td>3254K7</td><td>Used to make custom fly holder. Custom foil can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td></tr><tr><td>Dissection Microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td>Used for dissection of preparation</td></tr><tr><td>Waxer</td><td>Almore</td><td>Eectra Waxer 66000</td><td>Used during dissection to secure fly in foil</td></tr><tr><td>Paraffin Wax</td><td>Joann</td><td>4917217</td><td>Used with waxer</td></tr><tr><td>Number 5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>#5CO</td><td>Used for dissection and desheathing</td></tr><tr><td>Dissection Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15001-08</td><td>Used to remove parts of the cuticle during dissection</td></tr><tr><td>Tungsten wire</td><td>A-M Systems</td><td>797500</td><td>Use with electrolysis to make sharpened needles for dissection</td></tr><tr><td>Reciculating Peristaltic Pump</td><td>Simply Pumps (Amazon)</td><td>PM200S</td><td>for recirculating TTX</td></tr><tr><td>Speed Controller for peristaltic pump</td><td>Zitrades (Amazon)</td><td>N/A</td><td>PWM Dimming Controller For LED Lights or Ribbon, 12 Volt 8 Amp,Adjustable Brightness Light Switch Dimmer Controller DC12V 8A 96W for Led Strip Light B</td></tr><tr><td>Versa-Mount&amp;nbsp;Precision Compressed Air Regulator</td><td>McMaster Carr</td><td>1804T1</td><td>For applying positive pressure during patching</td></tr><tr><td>Glass capilaries</td><td>World Precision Instruments</td><td>TW150F-3</td><td>For patch pipettes</td></tr><tr><td>Multipurpose Gauge</td><td>McMaster Carr</td><td>3846K431</td><td>Gauge for pressure regulator</td></tr><tr><td>Electrophysiology Camera</td><td>Dage MTI&amp;nbsp;</td><td>IR-1000</td><td>Any camera that works in the IR range (850 nm) will work. You do not want to use red illumination as this can activate csChrimson</td></tr><tr><td>IR LED</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>M850F2</td><td>For oblique illumination</td></tr><tr><td>fiber optic for IR LED</td><td>Thorlabs</td><td>M89L01</td><td>Couples to IR LED</td></tr><tr><td>Objective lens&amp;nbsp;</td><td>Olympus 40X</td><td>LUMPlanFLN</td><td>This can be used on most microscipes and works well for visualizing fly neurons.</td></tr><tr><td>Amber LED</td><td>Thorlabs</td><td>M590L3d</td><td>For visualizing RFP and mCherry</td></tr><tr><td>Blue LED</td><td>Thorlabs</td><td>&lt;strong&gt;M470L3&lt;/strong&gt;&lt;sup&gt;d&lt;/sup&gt;</td><td>For visualizing GFP</td></tr><tr><td>GFP filter set</td><td>Chroma</td><td>&lt;strong&gt;49011&lt;/strong&gt;</td><td>For visualizing GFP or stimulating channel2rhodopsin</td></tr><tr><td>Custom mCherry Filter Set</td><td>Chroma</td><td>&amp;nbsp;et580/25x and t600lpxr (from the 49306 set) but with an et610lp barrier/emission optic</td><td>Use only if you wish to patch identified neurons with channel2rhodopsin</td></tr><tr><td>Dichroic to combine Amber and blue LED</td><td>Thorlabs</td><td>DMLP550R</td><td>Use only patch under mCherry and excite channel2rhodopsin with blue light.</td></tr><tr><td>Red LED</td><td>LEDSupply</td><td>Cree XPE 620 - 630 nm</td><td>Used to drive csChrimson</td></tr><tr><td>LED Driver</td><td>LEDSupply</td><td>3021-D-E-1000</td><td>Used to drive LEDs for optogenetic stimulation</td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MP-225</td><td>Used to position pipette during recordings</td></tr><tr><td>Patchclamp Amplifier</td><td>A-M Systems</td><td>Model 2400</td><td>An equivalent amplifier is suitable</td></tr><tr><td>Bessel Filter</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;</td><td>LPF 202A</td><td>Auxillary filter used to filter current trace to oscilloscope during patching.</td></tr><tr><td>Data Acquisition System&amp;nbsp;</td><td>National Instruments</td><td>NI PCIe-6321&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 781044-01</td><td>Used to record data from amplifier to computer</td></tr><tr><td>Connector Block - BNC Terminal BNC-2090A</td><td>National Instruments</td><td>779556-01</td><td>Used to connect amplifier to DAQ card.</td></tr><tr><td>Steel Foil&amp;nbsp;</td><td>McMaster Carr</td><td>3254K7</td><td>Steel foil for custom recording chamber</td></tr><tr><td>Magnets</td><td>K&amp;amp;J Magnetics</td><td>D42</td><td>To secure recording chamber to ring stand</td></tr><tr><td>1/16&quot; Cell Cast Acrylic Clear</td><td>Pololu</td><td></td><td>Used to make custom recording chamber. Acrylic can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td></tr></tbody></table>

examining monosynaptic connections in drosophila using tetrodotoxin resistant sodium channels

여기, 새로운 기술은 불린다 Tetrotoxin (TTX) 설계 저항에 대 한 프로 빙 Synapses (TERPS) 대상 뉴런 간의 monosynaptic 연결에 대 한 테스트에 적용 됩니다. 메서드는 특정 연 접 신경에서 테트로도톡신 저항 나트륨 채널, NaChBac, 유전자 변형 활성기의 공동 식에 의존합니다. 상 상속 후 시 냅 스 파트너와 연결 TTX, NaChBac을 표현 하지 않는 뉴런의 전기 활동을 차단 존재 전체 세포 기록에 의해 결정 됩니다. 이 방법은 활성 또는 연결의 기자로 서 칼슘 이미징 작업을 수정할 수 있습니다. TERPS 성장 네트워크에서 연결을 결정 하는 데 사용할 수 있는 도구 집합을 추가 합니다. 그러나, TERPS는 독특한에 또한 안정적으로 대량 또는 볼륨 전송 및 전송 일 좀 보고.

TERPS는 모노-및 뉴런 간의 시 냅 스 연결에 polysynaptic 기여 사이 구별 하는 데 사용 됩니다. 셀의 약한 자극 직접 연결을 테스트 하는 데 사용 될 수 있습니다, polysynaptic 연결 (그림 1A) 보충 자주 큰 연 접 활동을 운전 한다. TERPS 공동 TTX 구분 나트륨 채널 NaChBac와 optogenetic 활성기를 표현 하 고 polysynaptic 연결 (그림 1B)를 제거 하는 TT...

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Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

이 문서는 테트로도톡신와 테트로도톡신 저항 나트륨 채널, NaChBac 채용 하 여 뉴런 사이의 monosynaptic 연결을 테스트 하는 방법을 갖추고 있습니다.

Drosophila 테트로도톡신 저항 나트륨 채널을 사용 하 여 Monosynaptic 연결 검사

Here, a new technique termed Tetrotoxin (TTX) Engineered Resistance for Probing Synapses (TERPS) is applied to test for monosynaptic connections between ...

examining-monosynaptic-connections-drosophila-using-tetrodotoxin

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

9.9K 조회수.  University of Maryland. 이 문서는 테트로도톡신와 테트로도톡신 저항 나트륨 채널, NaChBac 채용 하 여 뉴런 사이의 monosynaptic 연결을 테스트 하는 방법을 갖추고 있습니다.

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Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The Drosophila larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila is well known for the ease of powerful genetic manipulations and the larval nervous system has proven particularly useful in studying not only normal function but also perturbations that accompany some neurological disease (Lloyd and Taylor, 2010). Many key synaptic molecules found in Drosophila are also found in mammals and like most CNS excitatory synapses in mammals, the Drosophila NMJ is glutamatergic and demonstrates activity-dependent remodeling (Kohet al. , 2000). Additionally, Drosophila neurons can be individually identified because their innervation patterns are stereotyped and repetitive making it possible to study identified synaptic terminals, such as those between motor neurons and the body-wall muscle fibers that they innervate (Keshishian and Kim, 2004). The existence of evolutionarily conserved synapse components along with the ease of genetic and physical manipulation make the Drosophila model ideal for investigating the mechanisms underlying synaptic function (Budnik, 1996).
The active zones at synaptic terminals are of particular interest because these are the sites of neurotransmitter release. NC82 is a monoclonal antibody that recognizes the Drosophila protein Bruchpilot (Brp), a CAST1/ERC family member that is an important component of the active zone (Waghet al. , 2006). Brp was shown to directly shape the active zone T-bar and is responsible for effectively clustering Ca2+ channels beneath the T-bar density (Fouquetet al. , 2009). Mutants of Brp have reduced Ca2+ channel density, depressed evoked vesicle release, and altered short-term plasticity (Kittelet al. , 2006). Alterations to active zones have been observed in Drosophila disease models. For example, immunofluorescence using the NC82 antibody showed that the active zone density was decreased in models of amyotrophic lateral sclerosis and Pitt-Hopkins syndrome (Ratnaparkhiet al. , 2008; Zweieret al. , 2009). Thus, evaluation of active zones, or other synaptic proteins, in Drosophila larvae models of disease may provide a valuable initial clue to the presence of a synaptic defect.
Preparing whole-mount dissected Drosophila larvae for immunofluorescence analysis of the NMJ requires some skill, but can be accomplished by most scientists with a little practice. Presented is a method that provides for multiple larvae to be dissected and immunostained in the same dissection dish, limiting environmental differences between each genotype and providing sufficient animals for confidence in reproducibility and statistical analysis.

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila melanogaster is an important model system for studying normal synaptic function as well as perturbations to synaptic function found in certain neurological diseases. We present a protocol for dissection of the Drosophila larval motor system and immunostaining for active zone proteins within the NMJ.

의 활성 영역의 해부 및 이미징 Drosophila 신경근육학 융티온

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

연구

신경과학

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. The larval neuromuscular system is a model synapse for the study of synaptic physiology and neurotransmission, and is a valuable research tool that has defined genetics and is accessible to experimental manipulation. Larvae can be dissected to expose the body wall musculature, central nervous system, and peripheral nerves. The muscles of Drosophila and their innervation pattern are well characterized and muscles are easy to access for intracellular recording. Individual muscles can be identified by their location and orientation within the 8 abdominal segments, each with 30 muscles arranged in a pattern that is repeated in segments A2 - A7. Dissected drosophila larvae are thin and individual muscles and bundles of motor neuron axons can be visualized by transillumination1. Transgenic constructs can be used to label target cells for visual identification or for manipulating gene products in specific tissues. In larvae, excitatory junction potentials (EJP&#8217;s) are generated in response to vesicular release of glutamate from the motoneurons at the synapse. In dissected larvae, the EJP can be recorded in the muscle with an intracellular electrode. Action potentials can be artificially evoked in motor neurons that have been cut posterior to the ventral ganglion, drawn into a glass pipette by gentle suction and stimulated with an electrode. These motor neurons have distinct firing thresholds when stimulated, and when they fire simultaneously, they generate a response in the muscle. Signals transmitted across the NMJ synapse can be recorded in the muscles that the motor neurons innervate. The EJP&#8217;s and minature excitatory junction potentials (mEJP&#8217;s) are seen as changes in membrane potential. Electrophysiological responses are recorded at room temperature in modified minimal hemolymph-like solution2 (HL3) that contains 5 mM Mg2+ and 1.5 mM Ca2+. Changes in the amplitude of evoked EJP&#8217;s can indicate differences in synaptic function and structure. Digitized recordings are analyzed for EJP amplitude, mEJP frequency and amplitude, and quantal content.

Here we describe electrophysiological methods for measuring synaptic transmission at the neuromuscular junction of Drosophila larva. Evoked release is initiated artificially by stimulating the motor neuron axons, and transmission through the NMJ can be measured by the postsynaptic response evoked in the muscle.

Drosophila의 애벌레의 NMJ에서 시냅틱 후보를 녹음 Electrophysiological 방법

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

생물학

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available to evoke excitatory junctional potentials (EJPs) in this preparation involves the use of suction electrodes. In both research and teaching labs, students often have difficulty maneuvering and manipulating this type of stimulating electrode. In the present work, we show how to remotely stimulate synaptic potentials at the larval NMJ without the use of suction electrodes. By expressing channelrhodopsin2 (ChR2) 4,5,6 in Drosophila motor neurons using the GAL4-UAS system 7, and making minor changes to a basic electrophysiology rig, we were able to reliably evoke EJPs with pulses of blue light. This technique could be of particular use in neurophysiology teaching labs where student rig practice time and resources are limited.

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

This procedure uses a blue light-activated algal channel and cell-specific genetic expression tools to evoke synaptic potentials with light pulses at the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila larvae. This technique is an inexpensive and easy-to-use alternative to suction electrode stimulation for synaptic physiology studies in research and teaching laboratories.

에서 시냅틱 후보의 Channelrhodopsin2 중재 ​​자극 Drosophila 신경근육학 분기점

The Drosophila larval neuromuscular preparation has proven to be a useful tool for studying synaptic physiology1,2,3. Currently, the only means available ...

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience research. Ion channels are the basis of all behavior since they mediate neuronal excitability. The first voltage gated ion channel cloned was the Drosophila voltage gated potassium channel Shaker1,2. Toward understanding the role of ion channels and membrane excitability for nervous system function it is useful to combine powerful genetic tools available in Drosophila with in situ patch clamp recordings. For many years such recordings have been hampered by the small size of the Drosophila CNS. Furthermore, a robust sheath made of glia and collagen constituted obstacles for patch pipette access to central neurons. Removal of this sheath is a necessary precondition for patch clamp recordings from any neuron in the adult Drosophila CNS. In recent years scientists have been able to conduct in situ patch clamp recordings from neurons in the adult brain3,4 and ventral nerve cord of embryonic5,6, larval7,8,9,10, and adult Drosophila11,12,13,14. A stable giga-seal is the main precondition for a good patch and depends on clean contact of the patch pipette with the cell membrane to avoid leak currents. Therefore, for whole cell in situ patch clamp recordings from adult Drosophila neurons must be cleaned thoroughly. In the first step, the ganglionic sheath has to be treated enzymatically and mechanically removed to make the target cells accessible. In the second step, the cell membrane has to be polished so that no layer of glia, collagen or other material may disturb giga-seal formation. This article describes how to prepare an identified central neuron in the Drosophila ventral nerve cord, the flight motoneuron 5 (MN515), for somatic whole cell patch clamp recordings. Identification and visibility of the neuron is achieved by targeted expression of GFP in MN5. We do not aim to explain the patch clamp technique itself.

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

In situ patch clamp recordings are used for electrophysiological characterization of neurons in intact circuitry. In the Drosophila genetic model patch clamping is difficult because the CNS is small and surrounded by a robust sheath. This article describes the procedure to remove the sheath and clean neurons for subsequent patch clamp recordings.

의 작성<em&gt; Drosophila</em에 대한&gt; 중부 뉴런<em&gt; 현장에서</em&gt; 패치 클램핑

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

수확 및 준비 Drosophila</emElectrophysiological 녹화 및 기타 수속을위한> 태아

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

에 Electrophysiological 녹음 Drosophila 엠브료

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

친유성 형광 염료를 사용하여 Drosophila 배아 모터 뉴런의 역행 추적

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

발생학

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal degeneration are remarkably similar in humans and invertebrates as are the molecular mechanisms that drive these processes. The fruit fly, Drosophila melanogaster, provides a powerful yet simple genetic model organism to study the cellular complexities of neurodegenerative diseases. In fact, approximately 70% of disease-associated human genes have a Drosophila homolog and a plethora of tools and assays have been described using flies to study human neurodegenerative diseases. More specifically the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila has proven to be an effective system to study neuromuscular diseases because of the ability to analyze the structural connections between the neuron and the muscle. Here, we report on an in vivo motor neuron injury assay in Drosophila, which reproducibly induces neurodegeneration at the NMJ by 24 h. Using this methodology, we have described a temporal sequence of cellular events resulting in motor neuron degeneration. The injury method has diverse applications and has also been utilized to identify specific genes required for neurodegeneration and to dissect transcriptional responses to neuronal injury.

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Here we describe a simple and widely accessible method to injure segmental nerves in Drosophila larvae to visualize and quantify neurodegeneration of motor neurons at the neuromuscular junction (NMJ) of third instar larvae.

학습 할 간단한 신경계 상해 방법론<em&gt; Drosophila</em&gt; 모터 뉴런 변성

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal macropatch recordings of synaptic currents from visualized boutons at the Drosophila larval NMJ. This technique requires customized fabrication of recording micropipettes, as well as a compound microscope equipped with a high magnification, long-distance water immersion objective, differential interference contrast (DIC) optics, and a fluorescent attachment. The recording electrode is positioned on the top of a selected synaptic bouton visualized with DIC optics, epi-fluorescence, or both. The advantage of this technique is that it allows monitoring the synaptic activity of a limited number of sites of release. The recording electrode has&#160;a diameter of several microns, and the release sites positioned outside of the electrode rim do&#160;not significantly affect the recorded currents. The recorded synaptic currents have fast kinetics and can be readily resolved. These advantages are especially important for the studies of mutant fly lines with enhanced spontaneous or asynchronous synaptic activity.

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Synaptic currents can be recorded focally from visualized synaptic boutons at the Drosophila third instar larvae neuromuscular junction. This technique enables monitoring the activity of a single synaptic bouton.

초파리 애벌레 신경 근육 학 교차로에서 시 냅 스 전류의 초점 Macropatch 녹음

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...

Observation Microtubule networks in Drosophila Neuromuscular junctions and muscle cells(초파리 신경근 접합부 및 근육 세포의 미세소관 네트워크 관찰)

Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network

The microtubule network is an essential component of the nervous system. Mutations in many microtubules regulatory proteins are associated with neurodevelopmental disorders and neurological diseases, such as microtubule-associated protein Tau to neurodegenerative diseases, microtubule severing protein Spastin and Katanin 60 cause hereditary spastic paraplegia and neurodevelopmental abnormalities, respectively. Detection of microtubule networks in neurons is advantageous for elucidating the pathogenesis of neurological disorders. However, the small size of neurons and the dense arrangement of axonal microtubule bundles make visualizing the microtubule networks challenging. In this study, we describe a method for dissection of the larval neuromuscular junction and muscle cells, as well as immunostaining of &#945;-tubulin and microtubule-associated protein Futsch to visualize microtubule networks in Drosophila melanogaster. The neuromuscular junction permits us to observe both pre-and post-synaptic microtubules, and the large size of muscle cells in Drosophila larva allows for clear visualization of the microtubule network. Here, by mutating and overexpressing Katanin 60 in Drosophila melanogaster,&#160;and then examining the microtubule networks in the neuromuscular junction and muscle cells, we&#160;accurately reveal the regulatory role of Katanin 60 in neurodevelopment. Therefore, combined with the powerful genetic tools of Drosophila&#160;melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

저자 스포트라이트: Understanding Microtubule Network in Drosophila Neuromuscular Junctions 

Here, we present a detailed protocol to visualize the microtubule networks in neuromuscular junctions and muscle cells. Combined with the powerful genetic tools of Drosophila melanogaster, this protocol greatly facilitates genetic screening and microtubule-dynamics analysis for the role of microtubule network regulatory proteins in the nervous system.

Drosophila 테트로도톡신 저항 나트륨 채널을 사용 하 여 Monosynaptic 연결 검사

요약

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