이 연구는 AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center Grant 857078(KR, VCC, XY 및 SL) 및 R01HL166608(KR 및 VCC)의 지원을 받았습니다.

이 연구를 위해 생후 8-12주, 체중 20-25g의 암컷 C57Bl6/J 마우스 16마리를 사용했습니다. 쥐는 표준 조건 하에서 수용되었고 차우와 물을 adlibitum으로 먹였습니다. 이 연구는 보스턴 대학의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받아 수행되었습니다. 여기에 설명된 개방 절차는 무균 상태에서 수행되었습니다.
1. 이종이식 모델
<ol><li>세포 배양<ol><li>이종 피하 이식 전에 MC-38 세포를 단층으로 80% 밀도까지 성장시킵니다.</li>
		<li>트립신화 및 10% FBS 함유 배지의 재현탁 후, 277 x g, 4°C에서 5분 동안 세포를 원심분리합니다. 그런 다음 무혈청 배지의 세포를 1 x 104 MC-38 cells/μL 무혈청 배지의 농도로 재현탁시킵니다.<ol><li>트립신화의 경우 MC-38 세포가 원하는 합류점(보통 약 70%-80%)에 도달할 때까지 배양한 다음 페트리 접시에서 배양 배지를 흡인합니다.</li>
			<li>트립신-EDTA 용액 1mL를 추가하고 트립신으로 세포를 37°C에서 1분 동안 배양하여 분리를 허용합니다. 페트리 접시를 부드럽게 두드리거나 흔들어 균일하게 분리되도록 합니다.</li>
			<li>혈청 또는 트립신 억제제를 함유한 배양 배지를 추가하여 활성을 중화하고 추가 세포 해리를 방지합니다. 중화된 트립신 용액과 함께 분리된 세포를 수집합니다.</li>
			<li>재현탁의 경우, 트립신화를 통해 세포가 분리되면 이식 또는 추가 실험을 준비합니다. 수집된 세포 현탁액을 277 x g 으로 원심분리하여 세포를 펠트합니다.</li>
			<li>상층액(세포 펠릿 위의 액체)을 조심스럽게 제거합니다. 9mL의 배양 배지, 완충액 또는 용액을 세포 펠릿에 추가하여 이식 또는 실험을 위해 원하는 세포 농도를 얻습니다.</li>
			<li>위아래로 피펫팅하거나 배양 플라스크 쉐이커를 사용하여 세포를 부드럽게 재현탁시킵니다. 세포를 손상시킬 수 있는 격렬한 피펫팅을 피하십시오. 참고: 사용된 변이체 또는 세포주에 따라 세포를 1:1 비율로 용해된 기저막 매트릭스와 무혈청 배지로 재현탁시켜 이식 후 매우 공격적인 마우스 세포 성장 및 확산을 늦출 수 있습니다. 모든 세포 배양 단계는 특별히 할당된 공간에 있는 세포 배양의 완전한 무균 후드에서 수행해야 하며 마이코플라스마 검사를 정기적으로 받아야 합니다.</li>
		</ol></li>
		<li>제공된 수동 프로토콜에 따라 자동화된 셀 카운터로 셀을 계산합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>세포 이식<ol><li>다음과 같이 실험군에 8마리의 마우스를, 대조군에 8마리의 마우스를 무작위로 배정한다. 대조군에서는 MC38 이종이식이 있는 마우스를 사용하고 폴리프로필렌 5-0 봉합사로 IVC 결찰을 수행합니다. 실험군에서는 MC38 이종이식이 있는 마우스를 사용하고 맞춤형 혈관 클립으로 IVC 결찰을 수행합니다.</li>
		<li>마우스를 왼쪽 측면 누워있는 자세에 놓고 앞다리와 뒷다리 사이의 오른쪽을 면도합니다. 등쪽 요추 부위를 따라 알코올과 요오드를 도포하여 주사 부위를 무균 상태로 준비합니다.</li>
		<li>200μL의 배지로 준비된 2 x 106 MC-38 세포를 27G 바늘을 사용하여 동물의 가장 말단 갈비뼈와 골반 돌출부 사이의 중간 측면에 피하로 주입합니다.</li>
		<li>주사 후 동물을 주의 깊게 검사하고 다시 케이지에 넣습니다. 동물은 다음 사항에 대해 검사해야 합니다. 1. 생쥐의 행동, 활동 수준 및 전반적인 이동성의 변화. 중요한 변화는 불편함이나 건강 문제를 나타낼 수 있습니다. 2. 털의 질, 그루밍 습관, 눈에 보이는 고통이나 이상 징후를 포함한 쥐의 전반적인 신체 상태 3. 음식 섭취와 수분 섭취로 돌아가기 4. 활동 수준, 자세 또는 케이지 동료와의 상호 작용에 대한 모든 변화. 무기력증이나 공격성 증가는 고통의 징후일 수 있다.</li>
	</ol></li>
</ol>2. 종양 성장의 추적 관찰
<ol><li>3-4주 동안 종양 성장 추세에 대해 격주로 동물을 모니터링합니다. 캘리퍼스로 종양을 측정하고 종양 크기를 기록합니다.<ol><li>가장 긴 축(L)과 긴 축에 수직인 축(W)을 따라 종양을 측정합니다. 방정식 L x (W2) = V를 사용하여 종양 부피 (V)를 계산합니다. 종양의 크기가 각 치수에서 20mm를 초과하거나 종양에 궤양의 증거가 있는 경우 실험이 종료되기 전에 동물을 안락사시킵니다.</li>
	</ol></li>
	<li>종양 부피가 400mm3에 도달하면, IVC 결찰을 위해 마우스를 사용할 계획을 세운다.</li>
</ol>3. 마취 및 준비
<ol><li>이소플루란 챔버에서 쥐를 마취하고 진통제를 피하 주사합니다: 꼬리 바닥에서 동물을 잡습니다. 동물을 자주 사용하지 않는 손의 등쪽 표면에 두십시오.</li>
	<li>동물을 3%-4% 이소플루란으로 채워진 연속 마취 유도 챔버로 옮깁니다. 발가락 꼬집기 반사가 없는 상태에서 적절한 전신 마취를 확인합니다. 1%-3% 이소플루란의 유지 용량을 사용하십시오. 양쪽 눈에 수의사 연고를 바릅니다.</li>
	<li>부프레노르핀(통증 완화를 위한 오피오이드)을 사용한 피하 주사: 0.9% 염화나트륨(NaCl)에 0.3mg/mL 농도의 부프레노르핀 스톡을 녹여 0.03mg/mL의 농도를 달성합니다.</li>
	<li>수술 전에 0.05-0.1mg/kg의 부프레노르핀 0.03mg/mL와 멸균 0.9% NaCl 500μL를 피하 주사합니다. 20g의 마우스에는 2μg 또는 66μL의 0.03mg/mL 부프레노르핀이 필요합니다.</li>
	<li>피부 준비: 완전히 마취된 쥐를 가열 담요 위에 누운 자세로 놓습니다. 0.5% 클로르헥시딘 팅크로 복부 앞쪽을 소독합니다. 시술 중 난방 담요의 온도를 자주 확인하고 온도가 떨어지지 않는지 확인하십시오.</li>
</ol>4. IVC 결찰
<ol><li>정중선 개복술<ol><li>복부 피부를 미세한 가위로 절개하여 방광에서 시작하여 복부 피부를 절개합니다. 비외상성 집게로 피부 절개 부위의 복막을 반쯤 꼬집습니다. 절개 부위와 위에 놓인 장 사이에 적절한 공간을 확보하십시오(그림 2A).</li>
		<li>복막을 무혈성 linea alba와 함께 세로로 엽니다.</li>
	</ol></li>
	<li>장을 오른쪽 복부 쪽으로 바깥쪽으로<ol><li>젖은 면 끝으로 내장을 당깁니다. 완전히 축축한 멸균 거즈로 장을 덮으십시오. 덮인 장이 장간막 혈관에 과도한 견인 없이 견인되지 않는 방향에 있는지 확인하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>IVC에 대한 왼쪽 신장 정맥의 합류를 포함하여 IVC 및 가지의 전체 노출(그림 2B).<ol><li>200-300 μL의 생리 식염수를 떨어 뜨립니다. 요관, IVC, 대동맥 및 신장 정맥 과정을 탐색합니다(그림 2).</li>
	</ol></li>
	<li>신장 IVC와 좌측 신장 정맥 합류점의 무혈면.<ol><li>폴리프로필렌 6-0 봉합사를 무혈면을 통해 닫힌 팁 비외상성 겸자를 사용하여 꼬리에서 두부까지의 움직임으로 부드럽게 2x-3x 통과시킵니다.</li>
		<li>면봉 t와 함께 제공되는 부드러운 압력으로 최소한의 스며드는 것을 제어하십시오.amp르. 6-0 폴리프로필렌 봉합사를 두개골 움직임에 부드러운 꼬리로 통과시켜 제공된 평면을 넓힙니다.</li>
	</ol></li>
	<li>생식선 및 요추 가지 소작(그림 2D)<ol><li>최대 4개의 후방 또는 요추 가지가 있을 수 있습니다. 척추 허혈 및 파행의 잠재적인 합병증을 피하려면 현재 프로토콜에서 요추 가지를 그대로 두십시오.</li>
		<li>양측 자궁 뿔 동맥 공급 및 하복부 혈관을 포함한 2-3개의 곁가지가 있는지 확인합니다. 첫 번째 양측으로 존재하는 분기의 일관된 중단을 보장합니다. 왼쪽 신장 정맥과 IVC(infra-renal IVC)의 합류점 바로 원위부에 있는 양측 가지를 소작합니다. 자궁 뿔의 정맥 배출 혈관이 파괴되지 않았는지 확인하십시오. 알림: 곁가지 소작은 매끄럽고 중단 없는 표면을 제공하여 제어되지 않는 출혈 가능성을 줄이기 때문에 선택됩니다. 또한 소작은 10-0 봉합사를 사용한 봉합사 결찰보다 빠르고 실현 가능합니다. 따라서 동물은 더 짧고 안전한 절차에 노출됩니다.</li>
	</ol></li>
	<li>요관의 경로와 혈관을 다시 확인하여 진물이 나오거나 부주의한 소작이 없는지 확인합니다(그림 2C).</li>
	<li>실험군의 혈관 클립을 사용한 IVC 결찰<ol><li>비외상성 집게로 2-0 나일론 봉합사 너비의 혈관 클립을 사용자 정의합니다. 실험군의 맞춤형 혈관 클립을 infrarenal IVC 주위에 둘레로 적용합니다.</li>
		<li>봉합사 위에 혈관 클립을 적용합니다. 1차 봉합 통로는 2-3개의 세심한 꼬리에서 두개골 운동으로 충분한 무혈면을 제공합니다(그림 2E-F).</li>
		<li>준비된 평면을 통해 혈관 클립을 추가로 통과시킵니다. 왼쪽 신장 정맥과 IVC가 합류하는 지점에 평면을 준비하여 사건 없이 클립 통과를 허용할 수 있을 만큼 충분히 넓습니다(그림 2E).</li>
		<li>맞춤형 혈관 클립을 준비된 평면을 통해 IVC 과정에 수직으로 수평으로 놓습니다. 적절한 남은 공간을 확보하기 위해 5-0 폴리프로필렌 봉합사 위에 혈관 클립을 놓습니다(그림 2G).</li>
		<li>혈관 클립 부위의 혈관 손상이나 출혈을 방지하기 위해 위의 단계를 부드럽게 수행하십시오. 잠재적인 진물이 있는지 수술 부위를 관찰하십시오. 진물이 나는 경우 면봉으로 수술 부위에 부드러운 압력을 가합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>대조군의 봉합사를 사용한 IVC 결찰<ol><li>6-0 폴리프로필렌 봉합사로 봉합 결찰. 5-0 실크 봉합사 위에 준비된 평면의 신장 IVC 주위에 외과용 사각 매듭을 봉합합니다.</li>
		<li>봉합사가 완성되면 실크 봉합사를 부드럽게 제거하여 충분한 잔여 공간을 확보하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>생리식염수 200μL를 피하 주사합니다. 참고: 클램프 적용으로 부분 IVC 폐색에 대한 유사한 기술을 제공하기 위해 현재 연구에서 혈관 클립을 맞춤화하여 입술 사이에 공간을 제공합니다. 그런 다음 혈관 클립을 왼쪽 신장 정맥과 IVC의 합류점에서 준비된 무혈면에 배치합니다.</li>
	<li>연속 실행 4-0 vicryl 봉합사로 개복술을 닫습니다.</li>
</ol>5. 인덱스 수술 후 후속 조치
<ol><li>수술 후 1시간 동안 또는 균형과 교정 능력이 회복될 때까지 동물을 지속적으로 모니터링하고, 완전히 회복될 때까지 격리된 깨끗한 케이지에서 먼저 발생하는 모든 것을 모니터링합니다.</li>
	<li>2일 동안 매일 동물을 모니터링하십시오. 동물이 괴로워 보이면 2일 동안 하루에 두 번 모니터링하십시오. 프로토콜에 따라 수술 후 진통 및 수액을 투여합니다.<ol><li>0.9% 염화나트륨(NaCl)에 0.3mg/mL 농도의 부프레노르핀 스톡을 녹여 0.03mg/mL의 농도를 달성합니다.</li>
		<li>0.05-0.1 mg/kg의 0.03 mg/mL 부프레노르핀을 500 μL의 멸균 0.9% NaCl과 함께 피하 주사하며, 인덱스 수술 후 처음 48시간 동안 8-12시간마다 주사합니다. 20g 마우스의 경우 2μg 또는 66μL의 0.03mg/mL 부프레노르핀이 필요합니다.</li>
	</ol></li>
</ol>6. 안락사 및 혈전이 포함된 IVC 채취
<ol><li>이소플루란 챔버에서 쥐를 마취하고 꼬리 바닥에서 동물을 잡고 동물을 손의 등쪽 표면에 유지합니다.</li>
	<li>동물을 3%-4% 이소플루란으로 채워진 연속 마취 유도 챔버로 옮깁니다. 동물을 누운 자세로 놓습니다.</li>
	<li>설명된 대로 xiphoid에서 시작하여 방광까지 긴 정중선 개복술을 수행합니다.</li>
	<li>장을 복부 우측으로 바깥쪽으로 내보내고 장골 분기의 원위부에 고정된 IVC를 신장 IVC 범위까지 채취합니다(그림 2G).</li>
	<li>혈전과 종양 채취 후 자궁경부 탈구가 있는 동물을 안락사시킵니다.</li>
</ol>7. 통계 분석
<ol><li>통계 분석을 평균, 중앙값 및 표준 편차(SD) 또는 평균의 표준 오차(SEM), 25번째 또는 75번째 백분위수 또는 최소값과 최대값을 포함한 전체 값 범위로 적절하게 표시합니다. 스튜던트 t-검정과 F-검정을 적절하게 수행합니다. p <0.05 수준에서 통계적 유의성을 평가합니다.</li>
</ol>

혈관 클립을 사용한 마우스 암 모델에서 최적화된 정맥 혈전증 분석

<ol>
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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Post-laparoscopic+cholecystectomy+Mirizzi+syndrome+induced+by+polymeric+surgical+clips:+a+case+report+and+review+of+the+literature.">Post-laparoscopic cholecystectomy Mirizzi syndrome induced by polymeric surgical clips: a case report and review of the literature.</a> Journal of Medical Case Reports. 10, 135 (2016).</li><li>Zemelka-Wiacek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metal+Allergy:+State-of-the-Art+Mechanisms,+Biomarkers,+Hypersensitivity+to+Implants.">Metal Allergy: State-of-the-Art Mechanisms, Biomarkers, Hypersensitivity to Implants.</a> Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 6971 (2022).</li><li>Poyyamoli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=May-Thurner+syndrome.">May-Thurner syndrome.</a> Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 11 (5), 1104-1111 (2021).</li><li>Streiff, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NCCN+Guidelines+Insights:+Cancer-Associated+Venous+Thromboembolic+Disease,+Version+2.2018.">NCCN Guidelines Insights: Cancer-Associated Venous Thromboembolic Disease, Version 2.2018.</a> Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 16 (11), 1289-1303 (2018).</li></ol>

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합성 이종이식 대장암 모델에서는 대조군에 비해 실험군에서 더 높은 혈전성 및 응고 마커 발현을 관찰했습니다. 중요한 것은 이러한 모든 매개변수의 분산이 대조군에 비해 실험군에서 더 낮았다는 것입니다. 수정에는 IVC와 왼쪽 신장 정맥의 합류 지점에 특정 압력 프로파일이 있는 혈관 클립을 도입하는 것이 포함되었습니다. 클립은 5-0 폴리프로필렌 봉합사인 스페이서 위에 놓였습니다. 이 변...

암 관련 정맥 혈전 색전증(VTE) 정맥혈전색전증(VTE) 위험은 암 생존자가 일반 인구에 비해 4-7배 더 높습니다 1,2,3. 이 질환은 암 환자 7명 중 1명에게 치명적이다. VTE의 발생률은 암의 종류와 종양 부담에 따라 다르며, 췌장암과 위암 환자에서 가장 높다4.
암 환자에서 암 관련 VTE는 예후적으로 중요합니다. 암 진단 후 첫 해에는 연령, 인종, 기저암의 병기를 조정한 후에도 전체 생존율이 좋지 않은 것으로 나타났다5. 이러한 발견은 암과 관련된 VTE를 검사하는 것의 중요성과 동물 모델을 사용하여 그 메커니즘을 조사해야 할 필요성을 강조합니다. 이 영역의 중개적 관련성은 암 환자에서 VTE가 혈전예방과 항혈전제 요법으로 예방되고 치료될 수 있다는 사실에 의해 더욱 강조된다6.
암 및 정맥 혈전증의 동물 모델 암 모델은 일반적으로 이종이식(xenograft)이라고 불리며, 이는 마우스에 암세포를 주입하는 것을 수반합니다. 원점과 같은 부위에 암세포를 주입하는 것을 orthotopic 모델이라고 하며, 다른 부위(옆구리의 피하 평면)에 주입하는 것을 이종성 모델이라고 합니다. 암세포의 기원 종은 HT-29 세포주(인간 결장암)7,8,9와 같은 동종 모델로 암세포를 결정합니다. 반대로, 합성 모델은 RenCa 및 MC-38 세포주 3,10을 포함하는 쥐 암 세포주를 사용합니다.
문헌은 설치류의 동맥, 정맥 및 모세혈관 혈전증 모델을 설명했습니다. 정맥 혈전증은 기계적 손상(가이드 와이어) 또는 완전 IVC 결찰, 화학적 손상(염화제2철) 또는 전해 손상에 의해 하대정맥(IVC)에서 유도됩니다. 염화제2철 유도 혈전증 또는 IVC 결찰은 완전한 폐색 모델을 나타냅니다. 후자는 혈액의 정체를 초래하고 염증성 혈관 침윤을 초래한다11,12,13. 완전한 결찰 모델은 마우스의 95%에서 100%에서 높은 혈전증 형성률을 초래합니다. 부분 IVC 결찰 모델은 외측 장요추 가지의 중단을 포함할 수 있으며, IVC12의 원위 표적 지점에 봉합사 결찰을 적용함으로써 정맥 복귀를 폐지합니다. 때때로, 공간 홀더는 정맥 복귀를 부분적으로 방해하기 위해 사용됩니다. 그러나, 혈전 무게는 현재의 부분 폐색 모델에서 일관되지 않으며, 그 결과 응고 무게와 높이에서 높은 변동성을 초래한다12,14.
이 두 가지 큰 정맥 기계 모델(부분 및 전체)에는 한계가 있습니다. 첫째, IVC 결찰술(정체 모델)은 종종 저혈압을 초래합니다. 혈액은 척추 정맥을 통해 흘러 들어갑니다. 경험이 풍부하지만 이 모델의 사망률은 5%-30%이며 학습 곡선 동안 더 높은 비율이 예상됩니다. 중요한 것은 완전한 폐색 모델은 일반적으로 혈전이 비폐색성인 인간의 심부정맥혈전증(DVT)을 재현하지 않는다는 것입니다. 완전한 폐색은 혈액 유변학적 요인과 약력학적 매개변수를 변경하여 국소 부위에서 화합물의 생체이용률을 변화시킬 수 있습니다. 이러한 한계로 인해, 완전한 교합 모델은 치료 목적과 약물 발견을 위한 새로운 화합물을 테스트하는 데 최적이 아닐 수 있다12.
내피 손상으로 인한 혈류 감소가 있는 정맥 혈전증의 임상적으로 보다 관련성 있는 쥐 모델을 제공하기 위해 내피 파괴가 없는 상태에서 혈류 제한에 의해 DVT가 유발되는 정맥 혈전증 모델이 도입되었습니다. 모델은 주사 전자 현미경15에 의해 검증되었습니다. 선호되는 임상적으로 관련된 혈전증 모델은 약물 발견을 가능하게 하는 거의 완전한 혈전증을 가진 모델입니다. 현재의 부분 교합 모델에서의 응고 형성은 일관되지 않으며, 그 결과 응고 무게와 높이에서 높은 변동성을 초래한다12,16. 더욱이, 응고 중량은 기존 방법으로는 가변적이어서 연구당 더 많은 마우스가 필요하다12.
이전의 암 관련 혈전증 모델은 결장암, 췌장암 및 폐암에 초점을 맞추었으며 모두 완전한 폐색 모델이었다17,18,19. 이 원고는 부분 폐색 혈전증 모델을 수정하여 가변성과 마우스 사망률이 낮은 혈전을 제공합니다(그림 1). 이전 연구에서는 면역이 손상된 흉선혈 마우스 배경 19,20,21에 동종 암 세포주를 사용했습니다. 이 원고는 C57Bl6/J 마우스에서 MC-38 세포 합성 이종이식을 사용하여 면역 능력이 있는 마우스를 사용하고 혈전 형성에 대한 면역 성분을 검사할 수 있습니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td>
			<td>PAR Pharmaceutical</td>
			<td>&#160;NDC 42023-179-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J mice</td>
			<td>The Jackson Lab</td>
			<td>IMSR_JAX:000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Caliper</td>
			<td>VWR International, Radnor, PA</td>
			<td>12777-830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD31</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab9498</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Counter</td>
			<td>MOXIE</td>
			<td>MXZ000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp</td>
			<td>&#160;Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;&#160; 13002-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clips ASSI.B2V Single Clamp, General Purpose,</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>PR 2 144.50 289.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5SF Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11252-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibrin</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MABS2155-100UG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors - Large Loops</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>&#160;Fine Science Tools</td>
			<td>11002-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hill Hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13111-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>&#160;Covetrus</td>
			<td>NDC 11695-6777-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MC-38 cell</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>SCC172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Nikon Eclipse Inverted Microscope</td>
			<td>TE2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>&#160;Fine Science Tools</td>
			<td>&#160; 14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture- Vicryl</td>
			<td>AD-Surgical</td>
			<td>#L-G330R24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture-Nylon 2-0</td>
			<td>Ethilon</td>
			<td>664H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture-Prolene 5-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8661G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture-Prolene 6-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>PDP127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VEV03100</td>
			<td>VisualSonics</td>
			<td>FujiFilm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitrogel Matrigel Matrix</td>
			<td>The Well Bioscience</td>
			<td>VHM01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

venous thrombosis assay in a mouse model of cancer

이 방법론 논문은 특히 암 관련 혈전증(CAT)의 맥락에서 정맥 혈전증의 설치류 모델의 외과적 뉘앙스를 강조합니다. 심부 정맥 혈전증은 암 생존자에게 흔한 합병증이며 잠재적으로 치명적일 수 있습니다. 현재의 쥐 정맥 혈전증 모델은 일반적으로 봉합사를 사용하여 하대정맥(IVC)의 전체 또는 부분적인 기계적 폐색을 포함합니다. 이 시술은 혈액의 전체 또는 부분 정체와 내피 손상을 유도하여 혈전 형성을 유발합니다. 현재 모델은 혈전 중량의 높은 변동성, 상당한 사망률, 학습 곡선 연장과 같은 한계가 있습니다. 이 보고서에서는 이러한 한계 중 일부를 해결하기 위해 혈관 클립을 사용한 수술 개선법을 소개합니다. 합성 대장암 이종이식 마우스 모델을 사용하여 맞춤형 혈관 클립을 사용하여 대정맥을 결찰했습니다. 이 클립은 IVC 결찰 후 5-0 폴리프로필렌 봉합사와 유사한 잔류 립 공간을 허용합니다. 봉합사 방법을 사용한 마우스가 대조군으로 사용되었습니다. 혈관 클립법은 봉합사법보다 가변성이 적고 일관되게 재현 가능한 부분 혈관 폐색과 더 큰 응고 무게를 가져왔습니다. 더 큰 응고 중량, 더 큰 응고 질량 및 IVC 내강 표면적에 대한 응고는 6-0 폴리프로필렌 봉합사에 비해 혈관 클립의 더 높은 압력 프로파일로 인해 예상되었습니다. 이 접근법은 그레이 스케일 초음파에 의해 검증되었으며, 봉합 방법에 비해 혈관 클립이 있는 대정맥에서 일관되게 더 큰 혈전 덩어리를 보여주었습니다. 이러한 관찰은 면역형광 염색으로 더욱 입증되었습니다. 이 연구는 생쥐에서 정맥 혈전증 모델을 생성하는 개선된 방법을 제공하며, 이는 CAT의 기계론적 이해와 약물 발견과 같은 중개 연구에 사용할 수 있습니다.

Cancer-associated venous thromboembolism (VTE) 
Venous thromboembolism (VTE) risk is 4 to 7 times higher in cancer survivors compared to the general population1,2,3. This condition proves fatal in one out of seven patients with cancer. The incidence of VTE varies depending on the type of cancer and the tumor burden and is highest among patients with pancreatic and gastric cancers4.
Cancer-associated VTE in cancer patients has prognostic significance. It is associated with unfavorable overall survival in the first year after a cancer diagnosis, even after adjusting for age, race, and stage of underlying cancer5. These findings highlight the importance of examining cancer associated VTE and the need to probe its mechanism using an animal model. The translational relevance of this area is further emphasized by the fact that VTE in cancer patients is preventable and treatable with thromboprophylaxis and antithrombotic therapy6.
Animal models of cancer and venous thrombosis 
Cancer models are conventionally termed xenografts, which entail the injection of cancer cells in mice. The injection of cancer cells at a site like its origin is referred to as an orthotopic model, while at a different site (subcutaneous plane over the flank) is known as a heterotopic model. The species of origin of cancer cells determines them as an allogeneic model, such as the HT-29 cell line (human colon cancer)7,8,9. On the contrary, syngeneic models use the murine cancer cell lines, including RenCa and MC-38 cell lines3,10.
The literature has described arterial, venous, and capillary thrombosis models in rodents. Venous thrombosis is induced in the inferior vena cava (IVC) by mechanical injury (guide wire) or complete IVC ligation, chemical (Ferric chloride), or electrolytic injury. Ferric chloride-induced thrombosis or IVC ligation represents complete occlusion models. The latter results in the stasis of blood and inflammatory infiltrates in veins11,12,13. The complete ligation model results in a high rate of thrombosis formation in 95% to 100% of mice. The partial IVC ligation model might include interruption of lateral iliolumbar branches, and the venous return is abrogated by applying suture ligations in the distal target points of IVC12. Sometimes, a space holder is used to interrupt the venous return partially. However, the thrombus weight is inconsistent in the current partial occlusion model, resulting in high variability in clot weights and heights12,14.
Both these large vein mechanical models (partial and complete) have limitations. First, IVC ligation (stasis model) often results in hypotension. The blood gets shunted through vertebral veins. Though in experienced hands, the mortality with this model ranges from 5%-30%, with the higher rate expected during the learning curve. Importantly, the complete occlusion model does not reproduce deep vein thrombosis (DVT) in humans, where a thrombus typically is nonocclusive. Complete occlusion is likely to alter hemorheological factors and pharmacodynamic parameters, altering the bioavailability of compounds at the local site. Due to these limitations, complete occlusion models may not be optimal for testing novel chemical compounds for therapeutic purposes and drug discoveries12.
It should be noted that to provide a more clinically relevant murine model of venous thrombosis with decreased flow with endothelial damage, a venous thrombosis model has been introduced, where DVT is triggered by the restriction of blood flow in the absence of endothelial disruption. The model was validated by scanning electron microscopy15. A preferred clinically relevant thrombosis model is one with near complete thrombosis that enables drug discoveries. The clot formation in the current partial occlusion models is inconsistent, resulting in high variability in the clot weight and heights12,16. Furthermore, the clot weight is variable with the conventional methods, requiring&#160;more&#160;mice per studies12.
Previous cancer-associated thrombosis models focused on colon, pancreatic, and lung cancer and were all complete occlusion models17,18,19. This manuscript modifies the partial occlusion thrombosis model to provide clots with lower variability and mouse mortality (Figure 1). Former studies used allogeneic cancer cell lines on immunocompromised athymic mice background19,20,21. This manuscript uses an MC-38 cell syngeneic xenograft in C57Bl6/J mice, which allows the use of immunocompetent mice and examination of immune components to thrombogenesis.

저자 스포트라이트: 설치류 모델에서 암 관련 혈전증 연구 발전 

암의 마우스 모델에서 정맥 혈전증 분석

This research aims to enhance the rodents model for venous thrombosis focusing on cancer-associated thrombosis. It introduces a refined surgical technique using vascular clips in a syngeneic colon cancer xenograft mouse model to improve consistency and reproducibility, advancing cancer-associated thrombosis mechanistic understanding and drug discovery. Although the flow reduction model was introduced in the IVT stenotic models in 2012, no significant progress has been made in cancer-associated thrombosis models in the last 10 years.This was the rationale for this endeavor. In the field of cancer-associated thrombosis research, current technologies include advanced imaging techniques, like scanning, electron microscopic images, molecular biology tools, such as immunofluorescent staining, precision surgical instrument, data analysis software and data interpretation, and animal welfare. The current experimental challenges include variability in clot weights, a high mortality rate, and a prolonged learning curve in rodent models of venous thrombosis.Additionally, the venous flow direction and clot formation mechanisms differ from clinical cases. Our research protocol bridges gaps in rodent models of cancer-associated thrombosis. It introduces a novel surgical technique using vascular clips in xenograft models, yielding more consistent and reproducible thrombosis outcomes.This enhances our understanding of cancer-related thrombosis and drug discovery in translational research.

생후 8-12주의 암컷 C57Bl6/J 마우스 그룹에 세포 성장의 로그 단계에서 MC-38 세포를 주입했습니다. 이종이식은 주사 후 3주와 4주 사이에 빠르게 성장했다18. 종양이 평균 400mm3의 부피에 도달하면, 마우스를 대조군과 실험군에 무작위 배정하였다. 대조군은 봉합사로 IVC 결찰술을 받았고, 실험용 마우스는 혈관 클립을 사용하여 IVC 결찰을 받았습니다. 대조군과 실험군의 종양 ...

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이 논문은 정맥 결찰을 달성하기 위해 혈관 클립을 사용하여 마우스 암 모델에서 정맥 혈전증을 평가하기 위한 최적화된 방법을 제시하는 것을 목표로 합니다. 최적화는 혈전증 관련 측정의 변동성을 최소화하고 인간 암 관련 정맥 혈전증과의 관련성을 향상시킵니다.

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

이 연구는 암 관련 혈전증에 초점을 맞춘 정맥 혈전증에 대한 설치류 모델을 향상시키는 것을 목표로 합니다. 합성 대장암 이종이식 마우스 모델에서 혈관 클립을 사용하여 일관성과 재현성을 개선하고 암 관련 혈전증 기계론적 이해 및 약물 발견을 발전시키는 정교한 수술 기법을 소개합니다. 2012년 IVT 협착 모델에 흐름 감소 모델이 도입되었지만, 지난 10년 동안 암 관련 혈전증 모델에서는 큰 진전이 없었습니다.이것이 이러한 노력의 근거였습니다. 암 관련 혈전증 연구 분야에서 현재 기술에는 스캐닝, 전자 현미경 이미지, 면역형광 염색과 같은 분자 생물학 도구, 정밀 수술 기구, 데이터 분석 소프트웨어 및 데이터 해석, 동물 복지와 같은 고급 이미징 기술이 포함됩니다. 현재 실험적 과제에는 혈전 중량의 가변성, 높은 사망률, 정맥 혈전증의 설치류 모델에서의 장기간의 학습 곡선이 포함됩니다.또한 정맥 흐름 방향과 혈전 형성 메커니즘은 임상 사례와 다릅니다. 당사의 연구 프로토콜은 암 관련 혈전증의 설치류 모델의 격차를 해소합니다. 이종이식 모델에서 혈관 클립을 사용하는 새로운 수술 기법을 도입하여 보다 일관되고 재현 가능한 혈전증 결과를 제공합니다.이를 통해 중개 연구에서 암 관련 혈전증 및 약물 발견에 대한 이해를 높일 수 있습니다.

venous-thrombosis-assay-in-a-mouse-model-of-cancer

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

1.2K 조회수.  Boston University. 이 연구는 암 관련 혈전증에 초점을 맞춘 정맥 혈전증에 대한 설치류 모델을 향상시키는 것을 목표로 합니다. 합성 대장암 이종이식 마우스 모델에서 혈관 클립을 사용하여 일관성과 재현성을 개선하고 암 관련 혈전증 기계론적 이해 및 약물 발견을 발전시키는 정교한 수술 기법을 소개합니다. 2012년 IVT 협착 모델에 흐름 감소 모델이 도입되었지만, 지난 10년 동안 암 관련 혈...

비디오: 저자 스포트라이트: 설치류 모델에서 암 관련 혈전증 연구 발전 

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

연구

암 연구학

Inferior Vena Cava (IVC) Ligation for Venous Thrombosis Analysis in Mouse

To begin, use a pair of fine scissors to make an incision on the abdominal skin of an anesthetized mouse, starting from the xiphoidal eminence to the bladder. With a pair of atraumatic forceps, pinch the peritoneum halfway along the skin incision, ensuring an adequate gap between the incision and the overlying intestines. Next, open the peritoneum longitudinally along the avascular linea alba.Then use wet cotton tips to pull out the intestines carefully. Then drop 200 to 300 microliters of normal saline over the intestines, and explore the route of the ureters inferior vena cava, or IVC, aorta, and renal veins. Cauterize the bilateral branches distal to the confluence of the left renal vein and infrarenal inferior vena cava.Check the ureters and vasculature for any oozing. To prevent potential complications of spinal ischemia and claudication, leave the lumbar branches intact. Check for the side branches, including the bilateral uterine horn and hypogastric vessels.Next, use a closed tip atraumatic forceps to gently pass a six-zero polypropylene suture through the avascular plane two to three times. Apply gentle pressure with a cotton tip tamponade to control any oozing. Finally, pass a five-zero polypropylene suture through the plane with gentle coddle to cranial movements to widen it.Place the vascular clamps over the suture to guarantee adequate space. Clot weights of the xenografted experimental group displayed a 1.5 fold increase relative to the control mice. Immunofluorescence assays showed that the IVC from the control group had intact CD31 and fibrin partially occupying the vessel lumen.The CD31 expression was not intact in the experimental group, with the wall showing fibrin staining. The control group had significantly lower fibrin expression compared to the experimental group. Ultrasonic graphic analysis of the mice showed the ligated infrarenal vena cava of a control group mouse had a partial clot.The experimental group, however, had a large clot nearly occluding the infrarenal vena cava.