-HPLC baseado Ensaio para monitorar Extracelular Nucleotide / nucleosídeos Metabolismo em crônicas células de leucemia linfocítica Humanos

Resumo

The protocol described here represents an easy and reproducible method that employs reverse phase high-performance liquid chromatography (RP-HPLC) to measure purine metabolism on chronic lymphocytic leukemia (CLL) cells cultured under different conditions.

Resumo

Este método descreve uma cromatografia sensível, específico, fiável e reprodutível de fase inversa de alto desempenho líquida (RP-HPLC) desenvolvido e validado para a quantificação de nucleótidos extracelulares de purina e nucleósidos produzidos por purificada da leucemia linfocítica crónica (CLL) células, sob diferentes condições de cultura . A separação cromatográfica de adenosina 5'-monofosfato (AMP), a adenosina (ADO) e inosina (NOi) é realizada a temperatura ambiente numa coluna à base de sílica, de fase inversa que é usada para a retenção de composto polar. O método inclui uma fase móvel binária, que consiste em acetato de amónio 7 mM e acetonitrilo com um caudal de 1,00 ml / min. Os eluatos são monitorizadas utilizando um detector de UV de fotodíodos ajustado a 260 nm. Uma curva de calibração padrão é gerada para calcular a equação para a quantificação analítica de cada composto de purina. controle do sistema, aquisição e análise de dados são então realizadas. Aplicando este protocolo, AMP, INO e ADO eluir aos 7, 11 e 11,9 min, respectivamente, eo tempo total de execução para cada amostra é de 20 min. Este protocolo pode ser aplicado a diferentes tipos de células e linhas celulares (ambos de suspensão e aderentes), utilizando meios de cultura como matriz. As vantagens são a preparação da amostra fácil e rápido e a exigência de uma pequena quantidade de sobrenadante para análise. Além disso, a utilização de um meio isento de soro permite saltando a etapa de precipitação de proteínas com acetoni trilo que os impactos a concentração final dos compostos de purina. Uma das limitações do método é a exigência de a coluna de equilíbrio executado antes de cada corrida única amostra, fazendo com que o tempo total de funcionamento do experimento mais tempo e evitando aplicações rastreio de alto rendimento.

Introdução

A adenosina (ADO) é um nucleósido de purina com uma molécula de adenina ligado a uma molécula porção de açúcar ribose através de uma ligação glicosídica. Quando presente no meio extracelular, que protege as células de danos excessivos pela acção do sistema imune. Este papel tem sido destacada usando diferentes modelos de doenças, tais como a colite ^{1, 2} diabetes, asma ^3, sepse ⁴ e lesão isquêmica ^5. Uma das principais funções ADO é a inibição de respostas imunitárias no microambiente tumoral, contribuindo para a evasão do tumor imune ^6. Por esta razão, os mecanismos envolvidos na formação de ADO e de sinalização são de considerável interesse terapêutico ^7.

ADO níveis no microambiente do tecido são relativamente baixas, em condições fisiológicas normais e, certamente, inferior ao limiar de sensibilidade das células imunes. No entanto, durante a hipoxia, isquemia, inflamação, infecção, metabólicastress e transformação do tumor eles aumentam rapidamente ^8. Os elevados níveis ADO extracelular em resposta a sinais de perturbação do tecido tem uma dupla função: relatar lesão do tecido de uma maneira autócrina e parácrina e gerar respostas de tecido que pode ser geralmente visto como citoprotetor.

ADO extracelular pode ser formada através de uma variedade de mecanismos, que incluem a libertação a partir de compartimentos intracelulares mediadas por transportadores de nucleosídeos ⁹ ou acumulação por causa da degradação auditivos operado pela adenosina-desaminase. A principal via que conduz ao aumento dos níveis extracelulares ADO envolve a acção de uma cascata de ectonucleotidases, que são ectoenzimas associadas à membrana, gerando ADO phosphohydrolysis de nucleótidos libertados a partir de células mortas ou a morrer. Esta via prossegue através da ação sequencial de CD39 (trifosfato de ectonucleoside difosfohidrolase-1) que converte extracelular de adenosina 5'-trifosfato (ATP) ou adenosina 5'-difosfato (ADP) em adenosina-5'-monofosfato (AMP) e de CD73 (5'-nucleotidase), que converte a AMP ADO ^10.

Extracelular ADO provoca suas respostas fisiológicas pela ligação a quatro transmembrana ADO receptores, ou seja, A1, A2A, A2B e A3. Cada receptor tem diferentes afinidades para ADO e distribuição do tecido específico. Todos os receptores possuem sete domínios transmembranares e são a proteína G acoplado a proteínas de ligação de GTP intracelular (proteínas G), que pode induzir a (proteína Gs) ou inibir a actividade da adenilato ciclase (proteína Gi) e, subsequentemente, a produção de AMPc intracelular. Portanto, mudanças no citoplasmática impacto níveis acampamento na atividade da proteína quinase intracelular durante as respostas fisiológicas ^11. Sob condições fisiológicas ADO extracelular é abaixo de 1 uM, que podem activar indiscriminadamente A1, A2A e A3 receptores. No entanto, a activação de subtipo A2B requer consideravelmente maiorAs concentrações de nucleósido, tais como os gerados sob condições fisiopatológicas. Alternativamente, o ADO extracelular pode ser degradada de inosina (NOi) por adenosina-desaminase (ADA) e de CD26, uma proteína complexante da ADA localizar ADA na superfície da célula. Outra possibilidade é que o ADO é internalizado pela célula através dos transportadores de nucleosídeos equilibrative (ENT) e fosforilado em AMP por ADO proteína quinase ^12,13.

O objectivo deste protocolo é descrever um método analítico de cromatografia líquida de alta eficiência de fase inversa (RP-HPLC) para quantificar num único ensaio AMP substrato e dos produtos de ADO e Ino, como gerado por linfócitos humanos. A experiência foi inicialmente obtida usando células de pacientes com leucemia linfocítica crónica (LLC), que são caracterizados pela expansão de uma população madura de linfócitos CD19 ⁺ / B CD5 ⁺ constitutivamente expressam CD39 ^14,15. Mostrámos cerca de 30%de CLL pacientes expressam a ectoenzima CD73 e que este fenótipo correlaciona-se com um mau prognóstico ^16. Esta subpopulação de células leucêmicas co-expressam CD39 e CD73 pode produzir ativamente ADO extracelular a partir de ADP e / ou AMP. A pré-incubação de células CD73 ⁺ de CLL com α, síntese ADO extracelular β-metileno-ADP (APCP), um conhecido inibidor da actividade enzimica de CD73, que bloqueia completamente confirmando CD73 representa o enzima gargalo de que cascata ^16.

células CLL expressam também a ADA e a ADA complexação proteína CD26, que são responsáveis ​​pela conversão de ADO dentro INO. Ao utilizar inibidores específicos de ADA, como eritro-9- (2-hidroxi-3-nonil) eu wiadenine (EHNA) e cloridrato de desoxicoformicina (DCF), é possível bloquear a degradação ADO extracelular em INO. Além disso, o pré-tratamento com um inibidor da ADA em combinação com dipiridamol, que bloqueia os transportadores de nucleosídeos, aumenta a acumulação ADO na célulasobrenadantes.

Temos, em seguida, estendeu este protocolo para células derivadas de outros linhagens, incluindo linfócitos T e células mielóides, confirmando produção ADO dependente de CD73. Estes resultados sugerem que este protocolo de HPLC é altamente versátil e que pode ser aplicado a diferentes linhagens celulares e para diferentes condições de cultura (Figura 1).

Figura 1. Representação esquemática da maquinaria enzimática responsável pela produção de ADO extracelular. A adenosina 5'-trifosfato (ATP) e / ou da adenosina-5'-difosfato (ADP) pode ser degradado pela CD39 de adenosina 5'-monofosfato (AMP), a qual por sua vez, é convertido por CD73 para o nucleosídeo adenosina (ADO). Uma vez ADO é produzida no espaço extracelular, pode reinserir a célula através dos transportadores de nucleosídeos (ENT), ser convertidos em inosina (NOi) ouligam-se a diferentes tipos de receptores P1 ADO. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Protocolo

amostras de sangue CLL são obtidos de acordo com as diretrizes institucionais e Declaração de Helsinki.

1. Isolamento de Linfócitos Leucêmica de amostras de sangue de doentes de CLL

1. Recolher amostra de sangue em heparina sódica (verde-top) Tubo de ^17.
2. Adicione diluição de 1: 3 de sangue total com RT 1x tampão fosfato salino (PBS).
3. Purifica-se células mononucleares de sangue periférico (PBMC) a partir de amostras de sangue por centrifugação com gradiente de densidade.
   1. Underlay 5 ml de meio de centrifugação de densidade (por exemplo, Ficoll) num tubo de centrífuga de 15 ml e transferir cuidadosamente 10 ml de sangue diluído. Imediatamente centrifugar a 1.500 xg durante 20 min à TA.
4. Aspirar parte do sobrenadante com uma pipeta de Pasteur de vidro, ligado a uma bomba de vácuo e recolher o anel de PBMC na interfase entre a densidade de meios de centrifugação e diluiu-se o plasma com uma pipeta de 5 mL. Transferir para um tubo de centrífuga de 50 ml e lava-se com PBS (50 ml de volume final). Centrifugar a 500 xg durante 5 min a 4 ° C.
5. Aspirar o sobrenadante com uma pipeta de Pasteur de vidro, ressuspender o sedimento em 50 ml de PBS e contar as células utilizando um hemocitómetro.
6. PBMC mancha com anti-CD19 e -CD5 anticorpos para citometria de fluxo seguindo um protocolo padrão para imunocoloração e verificar se há PBMC composição subpopulação ^18.
   Nota: linfócitos LLC são CD19 ⁺ / CD5 ^+.
7. Verifique a% de CD19 ⁺ / CD5 ⁺ células usando um citômetro de fluxo ^18. Purifica-se linfócitos B de pacientes com uma ≥95% de CD19 ⁺ / células leucémicas seguintes as instruções descritas no passo 2 para o isolamento de células B negativa ¹⁹ CD5 ^+.

2. A purificação de células leucémicas B por isolamento negativo

1. Ressuspender 10 ⁷ PBMC / ml em PBS 0,1% de albumina de soro bovino (BSA) a 2 mM de EDTA, pH 7,4 (tampão de isolamento).
2. Adicionar 101; g de monoclonal de rato anti-CD3, e -CD14 -CD16 anticorpos primários para 10 ⁷ células e incubar durante 30 min a 4 ° C.
3. Lavam-se as células com o tampão de isolamento e centrifugar a 500 xg durante 5 min a 4 ° C.
4. Ressuspender as células em tampão de isolamento em 10 ⁷ PBMC / ml.
5. Antes da incubação com as células, ressuspender IgG anti-ratinho de ovelha esferas magnéticas no frasco. Transferir 100 ul de pérolas por 10 ⁷ células para um tubo.
6. Adicionar 1 mL de tampão de isolamento e colocar o tubo num suporte magnético durante 1 minuto. Descartar o sobrenadante com uma pipeta de 5 mL.
7. Remover o tubo do íman e ressuspender as esferas lavadas em 100 ul de tampão de isolamento.
8. Incubar 10 ⁷ células com 100 uL de pérolas magnéticas durante 30 min a 4 ° C com inclinação suave e a rotação.
9. Colocar o tubo no suporte de íman durante 2 minutos e transfere-se o sobrenadante com as células não ligadas CD19 ⁺ / ⁺ CD5para um novo tubo com uma pipeta de 5 mL.
10. No final do protocolo de isolamento, mancha de 100 ul de células com anti-CD19 e anticorpos -CD5 para citometria de fluxo e incubar 30 min a 4 ° C. Lavam-se as células com 3 ml de PBS, BSA a 1%, deite fora o excesso de sobrenadante e verificar a pureza de células B novamente por citometria de fluxo ^19.
    Nota: Executar uma etapa de isolamento negativo adicional se a pureza das células B é inferior a 95%.

3. Preparação de Padrões e inibidores de Soluções de Stock

1. Para preparar AMP, pesam-se 0,00345 g de AMP e dissolvê-la em 5 ml de meio isento de soro para uma solução padrão 2 mM de AMP.
2. Para preparar ADO, pesar 0,00265 g de ADO e dissolvê-lo em 5 ml de meio livre de soro para ter uma solução padrão de 2 mM de ADO.
3. Para preparar INO, pesar 0,00268 g de INO e dissolvê-lo em 5 ml de meio livre de soro para ter uma solução padrão de 2 mM de INO.
4. Preparar uma solução 400 mM de AMP, ADO eINO por mistura de 1 mL da solução-mãe 2 mM em 4 ml de (5 ml de volume final) meio isento de soro.
   1. Fazer uma diluição de cada solução de referência 400 | iM 4 para se obter uma concentração de 100 ^ M por pipetagem de 500 ul da solução de 400 uM em 1.500 mL de meio isento de soro (2 ml de volume final).
   2. Preparar diluições em série de cada composto em meio isento de soro para se obter as seguintes concentrações: 100 pM - 50 pM - 25 pM - 10 pM - 5 | iM - 2,5 ^ M - 1 | iM - 0,5 ^ M - 0,25 uM.
      Nota: Por exemplo, pipeta de 1 ml da solução de 100 uM em 1 ml de meio isento de soro (diluição 1: 2) para se obter 50 uM de concentração e prosseguir com as restantes diluições.
5. Prepara-se uma solução de estoque 10 mM de APCP dissolvido em PBS; alíquota e ações a - 30 ° C.
6. Preparar soluções de estoque 10 mM de cloridrato de EHNA, o DCF e dipiridamole dissolvido em sulfóxido de dimetilo (DMSO); alíquota e estoque a -30° C.

4. Programa do Método HPLC

1. Preparar um tampão de acetato de amónio 7 mM por dissolução de 0,770 g de acetato de amónio em 2 L de água desionizada dupla (Tampão A). Ajustar a pH 3,0 com ácido clorídrico.
2. Prepara-se uma garrafa de vidro contendo pelo menos 2 L de acetonitrilo para HPLC ultrapura (Tampão B) e conectar-se a pré-coluna e a coluna de HPLC.
   Nota: As colunas e os buffers são à TA durante a utilização.
3. Faça o login no software HPLC e selecione o botão "projecto de procura". Vá para o menu "Arquivo" e selecione "novo método" e depois "método do instrumento".
4. Programa do método da coluna de equilíbrio de acordo com a Tabela 1. Definir um caudal de 1,00 ml / min e programar o detector de UV a leitura a 260 nm. Salve o método do instrumento e selecione novamente "novo método" do menu "Arquivo" e depois "set método". Escolha o método de instrumento previamente salvose salvar o atual método definido com o mesmo nome.

Tempo	Taxa de fluxo (ml / min)	%UMA	% B
	1.00	100	0
1,24	1.00	100	0
6.22	1.00	2	98
18.65	1.00	2	98

Tabela 1: método da coluna de Equilíbrio Representação esquemática das alterações solvente para o equilíbrio da coluna.. Tampão A: acetato de amio 7 mM, pH 3,0. Tampão B: acetonitrilo.

5. Repita o passo 4.3 para programar o método de amostra prazo indicado na Tabela 2. Defina uma taxa de fluxo de 1,00 mL / min e um programa de detector de UV para ler a 260 nm. Guardar o método do instrumento e repetir o mesmo procedimento como descrito no passo 4.4 para guardar o conjunto método ..

Tempo	Taxa de fluxo (ml / min)	%UMA	% B
	1.00	0	100
3,74	1.00	0	100
13,71	1.00	15	85
17.00	1.00	100	0
20,00	1.00	100	0

Tabela 2: Executar método de amostra. Representação esquemática das alterações de solventes para a medição de HPLC de compostos de purina. tapaer A: acetato de amio 7 mM, pH 3,0. Tampão B: acetonitrilo.

6. Selecione o botão "amostras executados", escolha "novo método conjunto de amostras" do menu "Arquivo".
7. Selecione a opção "vazio" e digite o número do frasco (no amostrador automático), o nome da amostra, o volume de injecção (50 ul). Selecione o conjunto de método salvo antes para a coluna "método set" e digite o tempo de execução total (min).
   Nota: Digite o método da coluna de equilíbrio (Tabela 1) na coluna "método set" antes de cada amostra Executar e digite o tempo de execução total (min).

5. Geração de uma curva de calibração padrão para cada composto

1. Injecte 50 ul de branco (meio isento de soro específico, que não contém adenosina-desaminase) e de cada amostra padrão seguindo os métodos descritos na Tabela 1 e Tabela 2.
   1. Utilize a coluna de equilíbriométodo (Tabela 1) antes de cada amostra de execução e definir as condições de gradiente descritos na Tabela 2 para obter a separação pico adequado. Consulte a Tabela 3 para tempos de retenção relatados de AMP, ADO e INO nestas condições de HPLC.

	Tempo de retenção	λ max
AMP	8,00 min	260
EU NÃO	11.00 min	260
ADO	11.90 min	260

Tabela 3: Os tempos de retenção dos compostos de purina tempos de retenção típicos observados para AMP, ADO e INO.. O detector de UV está programado para ler a 260 nm.

2. Determinar a área do pico da AMP, ADO e INO em diferentes concentrações escolhendo o botão "processo" no software de HPLC e em seguida a opção "integrar". Alternativamente selecionar manualmente os partida ao ponto final de cada pico.
3. Traçar as áreas de pico em função da concentração nominal de cada padrão para se obter a curva de calibração de nove pontos (100, 50, 25, 10, 5, 2,5, 1, 0,5, 0,25 mM).
4. Calcule a equação de uma linha reta para a AMP, ADO e INO: y = mx + b,
   em que x é a concentração uM e Y correspondem à área de pico.

Figura 2. Geração de uma curva padrão interno. Curva padrão de calibração Representante para ADO e a equação relativa obtida. Por favor, clique delae para ver uma versão maior desta figura.

6. O pré-tratamento com os inibidores e incubação com o substrato (AMP)

1. Para testar AMP consumo, ADO e geração INO sem inibição de CD73, ADA e transportadores de nucleosídeos, ressuspender ⁺ / células CD5 ⁺ CLL 2 x 10 ⁶ CD19 (isolado e purificado nos passos 1 e 2) em 250 ul de meio isento de soro e células da placa numa placa de 48 (ou em um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml).
2. Para bloquear a actividade enzimática de CD73, dilua 1: 1000 da solução de stock de APCP (10 mM) no meio de cultura para obter uma concentração final de 10 uM. Ressuspender 2 X 10 ⁶ células CLL em 250 ul de meio de cultura contendo APCP e pré-tratamento de 60 min a 37 ° C numa incubadora de cultura de células.
3. Para bloquear a conversão de ADO dentro INO, dilua 1: 1000 da solução-mãe de cloridrato de EHNA e / ou DCF (ambos 10 mM) em meio isento de soro para uma concentração final de 10 uM.Ressuspender 2 X 10 ⁶ células CLL em 250 ul de meio de cultura contendo EHNA e / ou dCF. Incubar durante 30 min a 37 ° C na incubadora de cultura de células.
4. Para bloquear a captação de ADO através dos transportadores de nucleosídeos, dilua 1: 1000 da solução de stock de dipiridamole (10 mM) em meio isento de soro para uma concentração final de 10 uM. Ressuspender 2 X 10 ⁶ células CLL em 250 ul de meio de cultura contendo dipiridamol e incubar durante 30 min a 37 ° C na incubadora de cultura de células.
5. Preparar soluções únicas de APCP, EHNA, o DCF e Dipiridamol diluído 1: 1.000 em 400 mM AMP.
6. Adicionar 250 uL de 400 uM de AMP ou mais inibidores da AMP para obter uma concentração final de 200 ^ M de AMP. Incluir uma condição na ausência do substrato a ser usado como amostra de controlo.
7. Incubar de 30 a 60 min a 37 ° C.
   Nota: A concentração óptima de AMP e o tempo de incubação foram determinados experimentalmente.
8. em tele final do tempo de incubação, recolher 500 uL dos sobrenadantes em tubos de microcentrífuga frios (em gelo) e centrifuga-se imediatamente a 17000 xg, a 4 ° C durante 5 min.
9. Transfira os sobrenadantes em novos tubos de microcentrífuga de 1,5 ml e armazenar imediatamente a -80 ° C ou proceder à preparação da amostra para o HPLC é executado.

7. Preparação de Amostras para HPLC

1. Filtrar os sobrenadantes em novos tubos de microcentrífuga de 1,5 ml com os 0,2? M filtros de seringa. Use seringas de 1 ml para filtragem.
2. Se o sistema de HPLC é fornecido com um amostrador automático, preparar os frascos de vidro para usar HPLC e os 0,1 ml de micro-implantes para pequenos volumes de amostra.
3. Transferência de pelo menos 100 ul de amostra no frasco de vidro com uma micropipeta ou de uma pipeta de Pasteur de vidro. Tenha cuidado para transferir sem bolhas e fechar o frasco com a tampa de rosca.
4. As amostras estão agora prontas para a análise por RP-HPLC.

8. HPLC measuexigên- de purinas

1. Selecione o botão "amostras Executar"; escolha "novo método conjunto de amostras" do menu "Arquivo".
2. Seleccionar a opção de "vazio" e indicar: o número do frasco (no amostrador automático), o nome da amostra, o volume de injecção (50 pi).
3. Seleccionar o método da coluna de equilíbrio e o método de execução de exemplo descrita na Tabela 1 e Tabela 2, respectivamente, para todas as execuções branco e da amostra que se seguem.
   Nota: Defina o método de coluna de equilíbrio (Tabela 1) antes de cada amostra de execução.
4. Injecte 50 ul de branco (meio isento de soro) e de cada amostra.
5. Determinar a concentração de purinas em cada amostra, quantificar a AMP, INO ADO e obtendo as áreas dos picos para os tempos de retenção descritas na Tabela 3.
   1. Selecione o botão "processo" e em seguida a opção "integrar". Alternativamente escolher manualmente a iniciar umOs pontos finais de cada ND único pico para obter a medição da área. Isso é feito traçando uma linha entre os pontos de início e fim do pico.
   2. Determinar a concentração uM aplicação da equação obtida para a curva padrão: y = mx + b, onde x representa a concentração de jiM e y é a área do pico medido a partir da amostra desconhecida.
      Nota: Um exemplo do padrão de calibração curva ADO é apresentado na Figura 2, onde: x = (y área - 981,02) / 40026
6. Considerando-se que 2 x 10 ⁶ culas foram novamente suspensas em 0.500 ml de meio, calcular os umoles de AMP, ADO e Ino consumidos e / ou produzidos por 10 ⁶ células CLL aplicando a seguinte proporção:
   umoles: 1.000 ml = x umoles: 0,250 ml
   Nota: Os umoles em 1.000 ml (número umoles em 1 L) são equivalentes à concentração uM e X são os umoles de Nucleotide nucleósido ou produzido por 10 ⁶ células.
   1. Por último, converter os umoles em nmoles consumidos e / ou produzidos por 10 ⁶ células CLL:
      nmoles = ^ moles x 1.000

Resultados

Para avaliar a percentagem (%) de células leucémicas em PBMC recentemente purificado a partir de um doente CLL representativa, as células são marcadas com anticorpos anti-CD5 e anti-CD19. O painel esquerdo da Figura 3 representa um gráfico de pontos de citometria de fluxo com um portão selectiva em células vivas. A Figura 3 mostra um exemplo de PBMC de um paciente CLL antes (painel do meio) e depois a purificação de células B (para a direita do...

Discussão

O protocolo aqui descrito permite avaliar a actividade do CD39 / CD73 máquinas adenosinérgico em meios de cultura de células a partir de células leucémicas humanas purificadas. Através deste método HPLC podemos seguir e medir quantitativamente a geração enzimática de ADO (dependente de CD73-) e sua posterior degradação INO (CD26 / ADA dependente). O uso de inibidores da enzima permite controlar o protocolo e ter controles internos. As vantagens e novidades deste protocolo são de que i) pode ser aplicada a c...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Human blood
Milli-Q water	Millipore		double deionised water
Ficoll-Paque Plus	GE-Healthcare	17-1440-03
purified anti-CD3, -CD14, -CD16	made in-house		mouse monoclonal
PE-labeled anti-CD19	Miltenyi Biotec	120-014-229
FITC-labeled anti-CD5	Miltenyi Biotec	130-096-574
Dynabeads sheep anti-mouse IgG	Invitrogen	11031
Phosphate-buffered saline (PBS)	Amresco	E404-200TABS	tablets
bovine serum albumin (BSA)	ID bio	1000-70	standard grade
isolation buffer			PBS 0.1% BSA 2 mM EDTA, pH 7.4
AIM V serum free medium	GIBCO	12055-091	liquid (research grade)
adenosine 5’-diphosphate (ADP)	Sigma-Aldrich	A2754
adenosine 5’-monosphate (AMP)	Sigma-Aldrich	A1752
adenosine (ADO)	Sigma-Aldrich	A9251
inosine (INO)	Sigma-Aldrich	I4125
α,β-methylene-ADP (APCP)	Sigma-Aldrich	M8386	CD73 inhibitor
EHNA hydrochloride	Sigma-Aldrich	E114	adenosine deaminase inhibitor
Deoxycoformycin (dCF)	Tocris	2033	adenosine deaminase inhibitor
Dimethyl sulfoxide (DMSO)	Sigma-Aldrich	D2650
Dipyridamole	Sigma-Aldrich	D9766	nucleoside transporter inhibitor
acetonitrile (CHROMASOLV Plus)	Sigma-Aldrich	34998	HPLC-grade
ammonium acetate	Sigma-Aldrich	9688	7 mM, pH 3.0
hydrochloric acid	Sigma-Aldrich	30721-1L	min. 37%
Name	Company	Catalog Number	Comments
Equipment
Bürker cell counter	VWR	631-0920	hemocytometer
DynaMag-15 Magnet	Invitrogen	12301D	Dynal magnetic bead separator
microcentrifuge safe-lock tubes	Eppendorf	030-120-0086	1.5 ml
PET centrifuge tubes	Corning	430053/430304	15 – 50 ml
Minisart RC4 syringe filters	Sartorius Stedim Biotech	17821	membrane 0.2 µm
short thread vials	VWR	548-0029	1.5 ml/glass
micro-inserts	VWR	548-0006	0.1 ml/glass
screw caps	VWR	548-0085	9 mm/PP blue
Atlantis dC18 Column	Waters	186001344	5 µm, 4.6 mm x 150 mm
Atlantis dC18 Guard Column	Waters	186001323	5 µm, 4.6 mm x 20 mm
Waters Alliance 2965 Separations Module	Waters		HPLC separation module
Waters 2998 Photodiode Array (PDA) Detector	Waters		UV detector
Waters Empower2 software	Waters