Recuperação de fluorescência zigóticos após o clareamento foto análise por frouxidão de cromatina que permite o desenvolvimento do termo

Resumo

Frouxidão de cromatina parece estar envolvido no desenvolvimento potencial dos blastómeros. No entanto, não se sabe se a frouxidão de cromatina pode ser usado como um índice confiável para o potencial do desenvolvimento de embriões. Aqui, tem sido descrito um sistema experimental no qual zigotos de frouxidão-avaliada de cromatina podem desenvolver à gestação completa.

Resumo

Imagem ao vivo é uma ferramenta poderosa que permite a análise dos eventos moleculares durante a ontogênese. Recentemente, frouxidão de cromatina ou abertura tem demonstrada ser envolvido no potencial de diferenciação celular de células-tronco embrionárias pluripotentes. Anteriormente foi relatado que em comparação com células-tronco embrionárias, zigotos abrigam uma estrutura extremamente afrouxada cromatina, sugerindo sua associação com sua totipotência. No entanto, até agora, isso não foi resolvido se essa estrutura extremamente solta/abrir cromatina é importante para o potencial do desenvolvimento embrionário. No presente estudo, para examinar esta hipótese, foi desenvolvido um sistema experimental no quais zigotos que foram analisados por fluorescência recuperação após o clareamento foto pode desenvolver a termo sem qualquer dano significativo. Importante, este sistema experimental precisa de apenas um aquecedor térmico-placa além de um laser confocal microscópio. As conclusões deste estudo sugerem que recuperação de fluorescência após análise de análise (FRAP) foto-branqueamento pode ser usado para investigar se os eventos moleculares na cromatina zigóticos são importantes para o desenvolvimento do termo.

Introdução

Após a fertilização, a estrutura da cromatina é alterada dinamicamente, e estrutura da cromatina zigóticos é então eventualmente estabelecido^1,2. Durante este período, em pró-núcleos paternos, proteínas da cromatina dominante é mudada de protamina na histona. A cromatina resultante é extremamente diferente dos espermatozoides e ovócitos femininos em vários pontos (por exemplo, composição variante de histona, modificação de histona). Assim, a cromatina foi formada é pensada para ser importante para o posterior desenvolvimento embrionário. No entanto, apesar dos esforços para revelar os detalhes da estrutura da cromatina zigóticos durante longos períodos, métodos para avaliar a qualidade de zigotos ou para prever seu desenvolvimento termo na fase de uma célula, analisando sua estrutura da cromatina nunca foram estabelecido.

No estudo anterior, é descoberto que zigotos tem uma estrutura extremamente afrouxada cromatina³. Atualmente, frouxidão de cromatina ou abertura é acreditada para ser um importante factor de diferenciação celular potencial de células estaminais embrionárias (ES)⁴. Pilhas do ES não apresentam homogeneidade na natureza, mas são bastante heterogêneas; em colônias de células ES, alguns transitoriamente adquirem um maior potencial de diferenciação comparável aos blastômeros de embriões do estágio de duas células. Durante esta transição para a dois-célula como estado, frouxidão de cromatina no ES células no que é comparável com o estágio de duas células de embriões⁵alterações. Assim, frouxidão de cromatina parece ser importante para o potencial de diferenciação celular e é possível que abrir extensivamente cromatina em zigotos é útil para a avaliação do potencial de desenvolvimento zigóticos.

Imagem ao vivo é uma ferramenta poderosa que permite a análise dos eventos moleculares durante a ontogênese desde que esse método permite o posterior desenvolvimento e até mesmo termo desenvolvimento⁶. Como um dos métodos de imagem ao vivo, FRAP análise tem sido usado para examinar a frouxidão de cromatina embriões pré-implantação e ES células^3,4,5. Se frouxidão zigóticos cromatina pode ser analisado sem um efeito prejudicial sobre o termo desenvolvimento pela análise FRAP, pode ser uma ferramenta valiosa para a avaliação da qualidade dos embriões na fase de uma célula. No entanto, os efeitos sobre o desenvolvimento do termo por esse método experimental não foram examinados. Recentemente, um sistema experimental usando FRAP avaliar frouxidão zigóticos cromatina foi desenvolvido. Porque este era um novo sistema de observação de zigotos, ele foi denominado como zigóticos FRAP (zFRAP). zFRAP não afetou criticamente termo desenvolvimento e tem sido relatado em outro lugar⁷. Neste relatório, é descrito o protocolo desse método experimental.

Protocolo

Este estudo foi realizado em estrita conformidade com as recomendações do guia para o cuidado e o uso de animais de laboratório da Universidade de Yamanashi. O protocolo foi aprovado pelo Comité sobre a ética de experimentos Animal da Universidade de Yamanashi (número de licença: A24-50). Todas as cirurgias foram realizadas sob anestesia tribromoetanol, e todos os esforços foram feitos para minimizar o sofrimento. Uma visão geral ilustrada dos procedimentos e horário são mostrados na Figura 1 e tabela 1, respectivamente.

1. preparação do RNA mensageiro (In Vitro e transcrição de mRNA eGFP-H2B)

1. Linearizar 5 µ g de modelo DNA pTOPO-eGFP-H2B^3,7 com 30 U de não eu em 50 µ l a 37 ° C durante a noite.
2. Colete 1,5 µ l de DNA digerido para confirmação se completamente digerido por eletroforese.
   1. Aplica 1,5 µ l e 3 a 5 µ l de DNA não digerido com carregamento de tintura para o poço do gel de agarose 2%, respectivamente e sujeitos a electroforese.
      Nota: Se completamente digerida, é observada uma única banda (aprox. 5 kb). DNA não digerida é usado como um controle, que aparece em uma posição diferente.
3. Adicionar 151,5 µ l de DDQ₂O e 200 µ l de álcool isoamílico/fenol/clorofórmio (25:24:1) para o restante digerido DNA.
   1. Misture vigorosamente pelo vórtice.
   2. Centrifugar a velocidade máxima durante 15 min.
4. Recuperar o sobrenadante e em seguida, adicione 200 µ l de clorofórmio.
   1. Misture vigorosamente pelo vórtice.
   2. Centrifugar a velocidade máxima por 15 min.
5. Recuperar o sobrenadante e adicionar 20 µ l de acetato de sódio 3M e 1,5 µ l de ethachinmate.
   1. Misture vigorosamente pelo vórtice.
   2. Adicione 550 µ l de etanol 100% e em seguida, misture vigorosamente pelo vórtice.
   3. Centrifugar a velocidade máxima por 15 min.
   4. Desprezar o sobrenadante e em seguida, lave a pelota com etanol a 70%.
   5. Seca o sedimento por evaporação durante 5-10 min.
6. Dissolva o precipitado do Plasmídeo em 8 µ l de água livre de nuclease.
7. Avaliar a concentração do plasmídeo (concentração esperada é de 300-500 ng / µ l) com nanodrop, seguindo as instruções do fabricante.
8. Realize em vitro transcrição de mRNA codificação eGFP-H2B com 1 µ g de DNA purificado como um modelo em 20 µ l de volume total da reação, seguindo as instruções do fabricante.
   1. Após a transcrição em vitro , adicione 36 μL de água, em seguida, recuperar 1,5 µ l de 56 µ l de mRNA sintetizado para análise por eletroforese (sem poli A).
9. Execute o rejeito de A poli para mRNA sintetizado em um volume de reação de 100 µ l, seguindo as instruções do fabricante.
10. Adicionar 60 µ l de solução de precipitação de cloreto de lítio para o poli uma cauda mRNA de eGFP-H2B e misture vigorosamente.
    1. Legal a-30 ° C durante 30 min.
    2. Centrifugar a velocidade máxima por 15 min.
    3. Desprezar o sobrenadante e em seguida, lave a pelota com etanol a 70%.
    4. Seca o sedimento por evaporação durante 5-10 min.
11. Dissolva a pelota com 20 µ l de água livre de nuclease por aquecimento a 55 ° C por 30 min.
12. Avalie a concentração do mRNA precipitado com nanodrop. Dilua a 500 ng / µ l com água livre de nuclease e loja a-80 ° C até o uso.
13. Confirmar a produção de mRNA preferencial; submeta a 1 µ l de mRNA com/sem (obtidos em 1.8.1 e 1,12 passos, respectivamente) poli uma cauda misturada com 1,5 µ l de brometo de etídio 0,1 mg/mL e 3 µ l de corante de carregamento da amostra para a análise de eletroforese. Volume aplicado foi de 5,5 µ l.
    Nota: Se A poli rejeito foi bem sucedido, a banda mudou em comparação com o mRNA sem poli um rejeito deve ser observada (Figura 2A).

2. preparação de ratos machos vasectomizados

1. Pese os ratos masculinos ICR em 8-12 meses usando uma escala de peso.
2. Intraperitonealmente injete camundongos machos com anestesia de 1,2% tribromoetanol 0,7 - 0,9 mL.
   Nota: A quantidade de anestesia depende do tamanho do mouse. Por exemplo, um mouse pesando 40 g é injetado com 0,8 mL de anestesia tribromoetanol.
3. Molhe a baga com etanol a 70%.
4. Faça um pequeno corte (3-5 mm) sobre a baga e em seguida, fazer uma incisão na parede muscular, com a ajuda de uma tesoura.
   Nota: Tesouras e pinças devem ser limpos com álcool 70% antes de iniciar a cirurgia.
5. Pega uma almofada de gordura com pinça e puxá-lo suavemente. Em seguida, o testículo e deferentes aparecem.
   Nota: O canal deferente é um tubo em U e com uma embarcação de sangue vermelha.
6. Amarrar o canal deferente , em dois pontos com suturas cirúrgicas e então cortar a parte do meio entre os pontos vinculados.
7. Suavemente empurre para trás a almofada de gordura e testículo na baga.
   1. Repita a operação com o restante do testículo.
8. Costure a parede muscular com dois pontos com sutura cirúrgica.

3. FERTILIZAÇÃO IN VITRO

1. Injetar 8 - 10 - semanas de idade B6D2F1 feminino (BDF1) ratos intraperitonealmente com 7,5 IU gonadotrofina coriônica equina (eCG) e gonadotrofina coriônica humana (hCG) no intervalo de 46-50 h.
2. Prepare-se gotas de 300 µ l humano tubal fluid (HTF)⁸ meios para capacitação e inseminação 1 dia antes da fertilização in vitro em um prato de 30 mm, cobrir estas gotas com o óleo mineral na bancada do laboratório e então preincubate na incubadora durante a noite.
3. Sacrifica o amadurecido camundongos ICR machos por deslocamento cervical. Dissecar a cauda epidídimo com uma agulha de 27-G e coletar o espermatozoide. Cultura-los para capacitação em 300 µ l de mídia HTF para 1-2 h a 38 ° C.
4. 16 h após a injeção de hCG, sacrificar ratos fêmeas super ovularam por deslocamento cervical. Transferência da ampola do oviduto em óleo mineral, ao lado de mídia HTF e então desenhar células do cumulus e complexo de oócitos desta ampola do oviduto, uma agulha 30G no meio de inseminação-HTF pré-incubada.
   Nota: Alguns ratos fêmeas não mostram muitas vezes ovulação apesar do tratamento de super ovulação. Ampola de oviduto alargada é um sinal de ovulação.
5. Após a capacitação, transferência de 2-3 µ l do espermatozoide capacitado em mídia de inseminação-HTF em que foram coletados os oócitos ovulated.
6. 1 h após a inseminação, recolher os zigotos fertilizados e tratá-los com hialuronidase em 100 µ g/mL por 10 min em media de⁹ CZB.
   Nota: Quando a inseminação é realizada corretamente, 1 h após a inseminação, zigotos fertilizados com o corpo polar 2^nd são observados. Se menos ou baixa qualidade esperma é usada, apenas pouco zigotos com o corpo polar 2^nd são observados. Além disso, se muitos espermas são utilizadas para a inseminação, poliespermia ocorre. Inseminação adequada leva a zigotos com pró-núcleos masculinos e femininos. Usando estes critérios, é possível encontrar se a inseminação é feita bem ou não.
   1. Após a lavagem nos meios CZB, submeta os zigotos com um segundo corpo polar a microinjeção com eGFP-H2B mRNA.

4. preparação da câmara e Microinjection pipetas

1. Dilua a codificação eGFP-H2B usando água nuclease livre para obter uma concentração de 250 ng / µ l de RNA.
2. Prepare-se 2-3 gotas de PVP-HTF e eGFP-H2B gotas mRNA, e 5-6 gotas de Hepes buffer CZB (H-CZB) gotas sobre o prato de 60 mm. Cobrir estas gotas com óleo mineral.
   Nota: Estas preparações podem ser executadas na bancada do laboratório. Não há nenhum requisito para usar o armário de fluxo de ar laminar.
3. Puxar o vidro de borosilicato com um puxador de micropipeta (por exemplo, P = 500, calor = 825, puxar = 30, vel = 120 e tempo = 200)
4. Depois de quebrar a ponta da pipeta, dobre a pipeta de microinjeção de vidro puxado perto da ponta (−300 µm volta) em torno de 30 °, usando um microforge.

5. microinjection

1. Desligue o aquecedor da placa no palco do micromanipulador para impedir a matança de zigotos com uma sirene piezelétrica durante a injeção de mRNA.
2. Lavar e revestir o interior de agulhas de injeção em tampão HEPES-HTF contendo 10% PVP (PVP-HTF).
3. Recolher os zigotos fertilizados com um corpo de 2^nd polar (Figura 2B) e transferência de zigotos de 20-25 para a câmara do microscópio estágio anexado com um micromanipulador.
4. Preencha o mRNA eGFP-H2B diluídos em capilares de vidro de borosilicato das pontas.
5. Segure o zigoto com uma pipeta de exploração e depois quebrar a zona pelúcida e a membrana citosólica com uma unidade de piezo.
6. Injetar cerca de 10 pL do mRNA para o citoplasma de zigotos. Termine a injeção de mRNA dentro de 10 min para evitar danos causados pelo cultivo mais zigotos fora da incubadora.
   Nota: O volume de injeção deve ser tão grande quanto o corpo polar 2^nd . Se a quantidade de mRNA injetado é muito grande, é possível causar a fração livre eGFP-H2B, que pode afetar a fração móvel.
7. 10 min depois da microinjeção, lavar pelo menos 3 gotas e em seguida cultura zigotos injetados no CZB a 38 ° C até análise de zFRAP.

6. zFRAP análise

1. 1 h antes da análise de zFRAP, ativar o laser e a chapa quente anexado ao palco do microscópio confocal. Definir a temperatura a 38 ° C.
2. Coloque 6-10 µ l de meios CZB tampão HEPES quente e coberto com óleo mineral sobre o prato de fundo de vidro de 60mm o aquecedor até coleção de zigoto.
3. 8 - 12 h após a inseminação, coletar 5-10 eGFP-H2B-expressando zigotos e transferência em 6-10 µ l de pré aquecido média gota CZB tampão HEPES.
   Nota: Para evitar cultivo mais tempo fora da incubadora, 5-10 eGFP-H2B-expressando zigotos foram usados em cada análise. zigotos de 5 a 10 podem ser analisados dentro de 1h.
4. Defina as condições de branqueamento e de imagem de acordo com as instruções do fabricante. O caso um laser confocal microscópio (Tabela de materiais) é mostrado abaixo:
   1. Uso 60 X lente de petróleo (60 X 60 X / 1.35 óleo).
      Nota: As lentes com maior ampliação (maior abertura numérica) Mostrar maior sensibilidade.
   2. Defina velocidade de digitalização como 4,0 µs/Pixel e tamanho como "512" em "Configuração de aquisição" (Supplemental Figura 1).
   3. Aumente o zoom Digital para "5" (Supplemental Figura 1).
      Nota: Um zoom maior é necessário para reconhecer se deriva de foco ocorre ou não.
   4. Abrir lista de tintura (Supplemental Figura 1) e em seguida escolha "EGFP". Definir o tempo de observação como 1.6 s (interval é definido como "corrida livre" configuração) (Supplemental Figura 1)
      Nota: Mais pontos de observação podem causar dados mais detalhados, mas também pode causar fototoxicidade. Na análise zFRAP, um momento de observação s 1.6 parece ser suficiente para detectar a assimetria parental de frouxidão de cromatina.
   5. Defina o número de fotos como o 12 no total (Supplemental Figura 1).
   6. Iniciar Painel de "Configuração de estímulo" e clique em "Main" na UseScanner. Conjunto de digitalização velocidade como 10.0 µs/Pixel. Clique em "Ativação na série" e em seguida, defina preligação como "3 quadros" e o tempo de ativação como "5 s" (Supplemental Figura 1).
   7. Clique em "Foco x 2" e definir o foco e depois "parar".
   8. Conjunto de branqueamento e poder do laser de imagem (477 nm) em µW 110 e 15, respectivamente, por ajuste "gage poder laser" (Supplemental Figura 1).
      Nota: Branqueamento muito forte pode causar uma maior área branqueada, o que causa dificuldades para a análise quantitativa. Para a medição da potência do laser, use um medidor de energia. É importante confirmar a potência do laser para evitar o efeito da deterioração relacionadas ao tempo da potência do laser.
   9. Clique em "Clip Rect" (Supplemental Figura 1) no painel de configuração do estímulo. Definir a região de interesse (ROI; vermelho; ROI #1B) como 40 x 40 pixels (7.6 µm.²). Preparar uma região de referência (REF; verde; ROI #2) e um plano de fundo (BG; azul; ROI #3) usando "copiar o ROI" e "colar ROI" (botão direito do mouse o mouse).
      Nota: O tamanho do Pixel pode ser definido através do "Gerenciador de ROI", que pode ser chamado clicando o botão direito do mouse quando o cursor está sobre o ROI. ROIs maiores são pensados para ser melhor, pois eles podem padronizar a dispersão da nota de zFRAP. No entanto, muito grande de um ROI não pode ser usado para esta análise porque torna difícil evitar o corpo de precursor do nucléolo (NPB). H2B-eGFP neste compartimento foi pensado para ser livre da cromatina e mostrou notável de mobilidade superior³. ROI e REF áreas devem ser separadas tanto quanto possível. Se estas duas regiões são próximos, branqueamento também pode afetar a região de REF.
   10. Clique em "Live" na barra de ferramentas e inicie o "Live Trace" (Supplemental Figura 1).
       Nota: Ao vivo enredo indica a intensidade do sinal de fluorescência dentro cada ROI e é usado para ajustar a potência do laser usando HV. Observe que se o ROI não é selecionada, sem intensidade seria detectada na painel de trama ao vivo.
   11. Determinação da posição de ROI
       Nota: ROI pode ser movido arrastando para a posição desejada no pró-núcleos. (1) ser certo para evitar o nucléolo e (2) se encaixa o ROI todo o nucleoplasma. Não contém a região fora da área da membrana nuclear (citoplasma) em ROI. A localização do eGFP-H2B é altamente restrito para o nucleoplasma para que seja fácil de encontrar se ROI contém citoplasma ou não, a fluorescência de eGFP-H2B. Pró-núcleos masculinos tendem a ser maiores que as fêmeas, que muitas vezes são localizadas perto do corpo de polar 2^nd . Enquanto estiver usando estes critérios, julga os pró-núcleos masculinos ou femininos.
   12. Clique em "Foco x 2" (Supplemental Figura 1) e, em seguida, ajuste o HV poder gage do canal para EGFP em intensidade de fluorescência para em torno de 2000 (intensidade de fluorescência pode ser vista na janela "trama ao vivo").
5. Clique em "Tempo" e, em seguida, "XY" (Supplemental Figura 1) para iniciar a análise de zFRAP.
   Nota: Se o botão "Time" é devidamente selecionado, "t" aparece no botão "XY".
   1. Clique "Série feita" (Supplemental Figura 1), que aparece após FRAP imaging perto do botão"XY" e em seguida, obter dados analisados FRAP.
   2. Salve o arquivo "2D imagem de exibição XXXXX" como um arquivo nomeado preferencial (oib. formato de arquivo) por "salva como" (Ctrl + Shift + S pode ser também usada).
   3. Selecione o ROI, REF e BG e clique (Ctrl + A pode ser usada também) "Análise de série" na janela "imagem de exibição 2D".
   4. Obter dados de linha FRAP e clique em "salvar" botão na janela da trama ao vivo.
      Nota: Linha dados quantitativos FRAP é salvo como um arquivo csv.
6. Sem controle de zFRAP, coloque um pouco de zigotos injetados com mRNA na gota, que é perto da borda dos pratos vidro inferior para evitar o efeito da observação da fluorescência.

7. dados cálculo

1. Enquanto estiver usando os dados quantitativos obtidos, fazer o gráfico da "curva de recuperação" e "fração móvel" pelo Excel, conforme as referências^3,7 , com algumas modificações (arquivo excel Veja abaixo e suplementar).
2. Calcule a intensidade relativa subtraindo o valor da BG dos de ROI e REF em 12 fotos para cada ponto de tempo.
3. Divida o valor do ROI por isso do árbitro. Como resultado, podem ser obtidos 12 escores padronizados intensidade relativa em cada ponto de tempo.
4. Calcule a média da Pontuação relativa para ROI em 3 imagens tiradas antes foto branqueamento.
5. Calcule a taxa de recuperação. Divide que o 12 obtidos escores relativos para ROI nas imagens tomadas em cada ponto do tempo (Obtido em 7.1.2.) pela média da Pontuação relativa antes foto branqueamento (obtidos em 7.1.3.). Desenhar a curva de recuperação com o uso de partituras (Figura 2E).
6. Calcule a taxa de branqueamento.
   Nota: Branqueamento taxa (%) = 100 - taxa de recuperação de 4^th de imagem.
7. Calcule a fração móvel (MF) usando a fórmula como segue^10,11,12
   MF (%) = 12^th taxa de recuperação (no ponto final) - taxa de recuperação 4^th / branqueamento taxa × 100.

8. transferência de embriões

1. Amigo amadurecidas fêmeas ICR em 8-12 meses com vasectomizado camundongos machos do ICR a noite antes de transferência de embrião por deixá-los passar a noite na mesma jaula.
2. Recolha os embriões que foram analisados zFRAP e determinado a desenvolver para o estágio de duas células.
3. Intraperitonealmente injete camundongos fêmeas com anestesia de 1,2% tribromoetanol 0,7 - 0,9 mL ou com 0.35 - 0,45 mL de 0.75/4/5mg/kg medetomidina/midazolam/butorfanol misto agentes antes da transferência de embriões.
   Nota: O volume da anestesia é determinado pelo peso corporal de ratos. Tribromoetanol: 0,2 mL/10 g de peso corporal; medetomidina/midazolam/butorfanol misturado agentes: 0,1 mL/10g de peso corporal.
   1. Transferi estes embriões de duas células estágio para os ovidutos de camundongos fêmeas pseudopregnant do ICR com um plugue vaginal em 0,5 dias post coitum (dpc).
   2. Após a transferência de embriões, colocar os camundongos fêmeas no aquecedor definida a 37 ° C até que eles acordem.
4. No dpc 18,5, sacrificar a mãe de aluguel por deslocamento cervical e recuperar os filhotes derivados de zigotos zFRAP-analisado por cesárea. Alguns dos filhotes recuperados foram entregues para a mãe adotiva e seus pesos de corpo foram avaliados a cada semana.

Resultados

análise de zFRAP com eGFP-H2B

Devidamente produzida mRNA codificação eGFP-H2B, que é visto como uma banda deslocou causada por poli um rejeito (Figura 2A), foi injetado no citoplasma de zigotos com um corpo polar 2 em 1-3 h após a inseminação (Figura 2B). 8 a 12 h após a inseminação, zigotos com 2 pró-núcleos mostrando a expressão de eGFP-H2B foram coletadas e...

Discussão

Como revelado neste estudo, a análise zFRAP não causa danos críticos para o desenvolvimento do termo, sugerindo que este método é uma ferramenta muito útil para revelar a associação entre eventos moleculares e o potencial do desenvolvimento embrionário. Durante a reprogramação, para as duas câmaras como estado de pilhas do ES, pelo qual o potencial diferencial dessas células torna-se tão elevado como aquele do estágio de duas células, frouxidão de cromatina de mudanças em que comparável com embriões d...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Confocal laser scaning microscope	Olympus	FV1200	FV1000 can be also used for FRAP analysis (reference #7)
Thermo plate	Tokai Hit	TP-110RH26
Inverted microscope	Olympus	IX71
Micro manupilator	Narishige	MMO-202ND
Pieze Micro Micromanipulator	Prime tech	PMAS-CT150
35 mm culture dish	Falcom	351008	35 x 100 mm style; for IVF
60 mm culture dish	Falcom	351007	60 x 15 mm style; for embryo culture
50 mm culture dish	Falcom	351006	50 x 9 mm style; for manipulation on the stage
50 mm glass bottom dish	Matsunami	D910400	50 mm dish, 27 mm φ hole size; for FRAP analysis
Mineral oil	Organic spceiality chemicals	625071	For FRAP analysis on the glass bottom dishes
Mineral oil	Sigma	M8410-1L	For IVF and embryo culture
glass capillary	Drummond	1-000-1000	For handling mouse zygotes
Borosilicate glass	Prime tech	B100-75-10-PT	For microinjection of mRNA
Micropipett puller	Sutter instrument	P-97/IVF	For preparation of the injection or holding neadle (out side diameter: 80 µm, inner diameter: 10 µm)
Microforge	Narishige	MF-900
mMESSAGE MACHINE SP6 Transcription kit	Thermo Fisher scientific	AM1340
Poly (A) tailing kit	Thermo Fisher scientific	AM1350
PVP solution 10% (PVP-HTF)	IrvineSceientific	99311	HEPES buffered HTF containing 10% PVP
Sodium HEPES	Sigma	H3784
pTOPO eGFP-H2B			Template plasmid for eGFP-H2B mRNA (reference #6)
NorthernMax Gly Sample loading Dye	Thermo Fisher scientific	AM8551	For electrophoresis of in vitro transcribed mRNA
Phenol chloroform isamyl alcohol	nacalai tesque	25970-14
Chloroform	nacalai tesque	08401-65
Not I	TOYOBO	NOT-111X
Ethachinmate	WAKO	318-01793
3664 Otical power meter	Hioki	3664	Power meter for laser power
Stereomicmicroscope	Olympus	SZX16