Um modelo de camundongo não aleatório para reativação farmacológica de Mecp2 no cromossomo X inativo

Resumo

Aqui, nós descrevemos um protocolo para gerar um modelo murino fêmea viável com inactivation não-aleatório do cromossoma de x, isto é, o cromossoma de x maternally-herdado é inativo em 100% das pilhas. Nós igualmente descrevemos um protocolo para testar a viabilidade, a tolerabilidade, e a segurança da reactivação farmacológica do cromossoma de X inativo in vivo.

Resumo

A inactivação do cromossoma de x (XCI) é o silenciamento aleatório de um cromossoma de X nas fêmeas para conseguir o equilíbrio da dosagem do gene entre os sexos. Em conseqüência, todas as fêmeas são heterozygous para a expressão X-lig do gene. Um dos principais reguladores da XCI é o Xist, que é essencial para a iniciação e manutenção da XCI. Estudos prévios identificaram 13 fatores de inativação do cromossomo X de ação trans (XCIFs) usando uma tela genética de grande escala e perda de função. A inibição de XCIFs, tais como ACVR1 e PDPK1, usando o RNA Short-hairpin ou os inibidores pequenos da molécula, reativa genes cromossomo X-lig em pilhas cultivadas. Mas a viabilidade e tolerabilidade da reativação do cromossomo X inativo in vivo continua a ser determinada. Para este objetivo, um modelo Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse foi gerado com XCI não aleatório devido à exclusão de Xist em um cromossomo X. Usando este modelo, a extensão da reativação inativa de X foi quantificados no cérebro do rato depois do tratamento com nervos inibidores de xcif. Os resultados recentemente publicados mostram, pela primeira vez, que a inibição farmacológica de XCIFs reativa Mecp2 do cromossoma de X inativo em neurônios corticais do cérebro vivo do rato.

Introdução

O inativação do cromossoma de x (XCI) é um processo da compensação de dosagem que equilibra a expressão de gene x-lig silenciando uma cópia do cromossoma de x nas fêmeas¹. Como resultado, o cromossomo X inativo (XI) acumula características da heterocromatina incluindo metilação do DNA e alterações inibitórias da histona, como a histona H3-lisina 27 trimetilação (H3K27me3) e a histona H2A ubiquitinação (H2Aub) o regulador ². The mestre do silenciamento do cromossoma de x é a região do centro da x-inactivação (xic), ao redor 100-500 KB, que controla a contagem e o emparelhamento dos cromossomas de x, a escolha aleatória do cromossoma de x para a inactivação, e a iniciação e propagação do silenciamento ao longo do cromossomo X³. O processo de inactivação de X é iniciado pelo transcrito específico inativo de X (Xist) que reveste o XI em cis para mediar o silenciamento do cromossoma-largo e remodela a estrutura tridimensional do cromossoma de x⁴. Recentemente, diversas telas proteômica e genéticas identificaram reguladores adicionais de XCI, tais como proteínas interagindo do Xist ^5,6,^{7,8,9 , 10} de ^{, 11} anos de ^{, 12}. por exemplo, um estudo prévio usando uma tela de interferência de RNA em todo o genoma não tendencioso identificou 13 fatores de XCI Trans-acting (xcifs)¹². Mecanisticamente, XCIFs regulam a expressão Xist e, portanto, interferir com a função xcifs causa XCI defeituoso¹². Juntos, avanços recentes no campo forneceram insights importantes sobre a maquinaria molecular que é necessária para iniciar e manter o XCI.

A identificação de reguladores de XCI e a compreensão de seu mecanismo em XCI são diretamente relevantes às doenças humanas X-lig, tais como a síndrome de Rett (RTT)^13,14. RTT é uma desordem rara do neurodesenvolvimento causada por uma mutação heterozygous na proteína de ligação X-lig de methyl-CpG 2 (MeCP2) que afeta predominantly meninas¹⁵. Porque MeCP2 é ficada situada no cromossoma de X, as meninas de RTT são heterozygous para a deficiência de MeCP2 com as pilhas do ~ 50% que expressam o selvagem-tipo e o ~ 50% que expressam o mutante MeCP2. Notàvelmente, as pilhas do mutante de RTT abrigam uma cópia dormente mas selvagem-tipo de Mecp2 no XI, fornecendo uma fonte do gene funcional, que se reactivated, poderia potencial aliviar sintomas da doença. Além do que o RTT, há diversas outras doenças humanas lig X, para que o reativação de Xi representa uma aproximação terapêutica potencial, tal como a síndrome de DDX3X.

A inibição de XCIFs, A proteína quinase-1 dependente de 3-Fosfoinositídeo (PDPK1), e o tipo 1 do receptor do activina A (ACVR1), pelo RNA curto do hairpin (shRNA) ou pelos inibidores pequenos da molécula, reativam genes XI-lig¹². O reativação farmacológico de genes XI-lig é observado em vários modelos ex vivo que incluem linhas de pilha do fibroblasto do rato, neurônios corticais adultos do rato, fibroblasto embrionário do rato, e as linhas de pilha do fibroblasto derivadas de um paciente de RTT¹². Entretanto, se a reactivação farmacológica de genes XI-lig é viável in vivo permanece ser demonstrado. Um fator limitante é a falta de modelos animais eficazes para medir com precisão a expressão de genes de Xi reativado. Para este objetivo, um Xistδ: Mecp2/Xist: modelo do rato de Mecp2-GFP foi gerado que carreg um Mecp2 genetically etiquetado em XI em todas as pilhas devido ao apagamento heterozygous em Xist no cromossoma de X materno¹⁶. Usando este modelo, a expressão de Mecp2 de Xi foi quantificados depois do tratamento com nervos inibidores de xcifs no cérebro de ratos vivos. Aqui, a geração do modelo xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse e metodologia para quantificar XI reativação em neurônios corticais usando ensaios baseados em imunofluorescência é descrita.

Protocolo

O trabalho envolvendo camundongos foi aprovado pelo Comitê institucional de cuidados e uso de animais da Universidade de Virginia (IACUC; #4112).

1. gere um modelo de mouse XCI não aleatório com Mecp2 geneticamente rotulado em Xi

Nota: As cepas de camundongo utilizadas no estudo foram as seguintes: Mecp2-GFP/Mecp2-GFP (Mecp2^{TM 3.1 Bird}, tabela de materiais) e Xist/δxist (B6; 129-Xist < tm5Sado >; fornecido por Antonio bedalov, Fred Centro do cancer de Hutchinson, Seattle). Estratégias de reprodução entre as respectivas cepas foram projetadas para expandir as colônias de camundongo para cada cepa.

1. Realize a genotipagem de PCR em todas as cepas de camundongos e respectivas progênies obtidas após a reprodução utilizando primers específicos do gene listados na tabela 1.

2. projetar a estratégia de criação de mouse para gerar Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP

1. Montar um par de reprodução, abrigando um macho Mecp2-GFP/Y e uma fêmea XistΔ-Mecp2/Xist-Mecp2 juntas (12 h/12 h: ciclo claro/escuro) (Figura 1a). Idealmente, configurar pelo menos 5 pares reprodutores de cada vez usando ratos viáveis e férteis. Depois que a fêmea grávida dá o nascimento, permita que levante sua primeira maca com o macho.
   Nota: Porque o nocaute Xist paternal prejudica a XCI impressa, a compensação de dosagem e as vias de diferenciação¹⁷, o uso de camundongos xistδ-Mecp2/Y na reprodução não produzirá os filhotes fêmeas com o genótipo necessário.
2. Após o desmame da serapilheira no dia pós-natal 21 (P21), identificar e etiquetar os filhotes Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP fêmeas usando um ensaio de genotipagem baseado em PCR (Figura 1b).
   Nota: Em relação ao número de animais necessários por grupo, para os resultados relatados abaixo, foram criados 5 pares reprodutores que geraram aproximadamente 10 ratas Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP .
3. Use modelos fêmeas do rato para todos os experimentos propostos.
   Nota: O sexo é uma variável biológica importante para os estudos de XCI, e o modelo masculino não conta os efeitos confundidores do XCI aleatório.
4. Para ser consistente ao longo dos estudos em animais e descartar quaisquer efeitos da idade animal, realizar todos os experimentos em 5 − 8-week-old feminino Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP camundongos.

3. isolar Xistδ fêmea: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP fibroblastos embrionários do rato (mefs)

1. Ajuste o acoplamento cronometrado entre o macho Mecp2-GFP/Y e a fêmea de Xistδ-Mecp2/Xist-Mecp2 . Configurar pelo menos 3 − 4 gaiolas de acasalamento para aumentar a probabilidade de gravidez.
2. Depois de confirmar o plugue vaginal na manhã após o acasalamento, separe a fêmea e este dia é considerado dia embrionário 0,5 (E 0,5). Monitore o ganho de peso da fêmea grávida em perspectiva e inspecione visualmente o abdômen dos ratos para confirmar a gravidez. Em E 14.5 − 15.5, eutanizar os camundongos fêmeas grávidas via luxação cervical.
3. uma capa laminar, limpe o abdômen da fêmea grávida com o etanol 70%. Usando tesouras estéreis, dissecar a cavidade abdominal e remover os chifres uterinos contendo os embriões. Usando o fórceps, retire delicadamente os embriões ao cortar o tecido abdominal restante (os embriões 6 − 12 são esperados geralmente).
4. Coloc os chifres uterine que contêm os embriões em um prato da tecido-cultura de 10 milímetros. Usando tesouras e fórceps estéreis, faça uma incisão ao longo dos chifres uterine para isolar os sacos individuais que carreg um embrião. Cuidadosamente, coloque os chifres uterinos contendo o resto dos embriões em 30 mL de solução salina equilibrada de Hanks (HBSS) no gelo.
5. Corte suavemente abrir o saco e isolar o embrião usando tesouras estéreis e fórceps. Retire a placenta cortando o cordão umbilical.
6. Decapitar o embrião.
   Nota: Enquanto o resto do tecido embrionário será processado, o tecido da cabeça do embrião será usado para isolar o DNA para genotipagem.
7. Abra o abdômen cortando a linha média do embrião usando tesouras e fórceps estéreis. Remova os órgãos viscerais, tais como o coração, o fígado, e os pulmões.
8. Transfira o tecido embrionário remanescente para uma placa de cultura de tecido estéril de 60 mm e corte em pedaços pequenos usando uma tesoura ou uma lâmina de barbear. Para quebrar abrir os aglomerantes de células, adicione 3 mL de tripsina-EDTA (0, 5%) e incubar a 37 ° c durante 15 min.
9. Neutralize o tripsina-EDTA adicionando 5 mL de meio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) com soro bovino fetal a 10% (FBS) e 10 μg/mL de penicilina/estreptomicina (caneta/Strep) na placa e dissociar o tecido por pipetagem repetitiva (aproximadamente 20 − 30 vezes).
10. Gire para baixo as pilhas em 300 x g por 5 minutos e Resuspenda a pelota da pilha em 4 ml de DMEM com 10% FBS e 10 μg/ml de pena/Strep. Placa as pilhas em um prato da cultura de 60 milímetros, e cultura as pilhas em 37 ° c na presença de 5% CO₂.
11. Realize as etapas 3.5 − 3.10 para cada embrião.
12. MEFs de cultura obtidos na etapa 3,11 por pelo menos 3 − 4 dias.
    Nota: Nesta fase, os MEFs também podem ser criopreservados para experimentos futuros.
13. Para determinar o sexo e o genótipo de cada embrião, realizar Genotyping-PCR usando DNA isolado das cabeças dos embriões utilizando primers e condições de PCR listados na tabela 1.

4. Confirme a falta de expressão de proteína verde fluorescente (GFP) no cérebro de Xistδ: Mecp2/Xist: camundongos Mecp2-GFP usando um ensaio baseado em classificação de células ativadas por Ffluorescência

1. Usando tesouras, separe o córtex cerebral do resto dos hemisférios cerebrais, e coloque em 1 mL de meio frio de isolamento de núcleos (NIM) buffer contendo 250 mM de sacarose, 25 mM de cloreto de potássio (KCl), 5 mM de cloreto de magnésio (MgCl₂), 10 mm Tris-Cl, suplementado com 2% paraformaldeído (PFA) e 0,1% surfactante não iônico (tabela de materiais).
2. Homogeneizar usando um homogeneizador de vidro gelado.
3. Gire para baixo o tecido homogeneizado em 600 x g, 4 ° c por 5 min.
4. Retire o sobrenadante e ressuspender a pelota em 1 mL de iodixanol a 25% em solução de NIM.
5. Adicione 1 mL de lodixanol 29% em solução NIM a um tubo de 4 mL de ultracentlee (armazene no gelo até que as amostras estejam prontas) e cuidadosamente Mergulhe 1 mL de amostra (em 25% lodixanol).
6. Centrifugador em 9.000 x g, 4 ° c por 10 minutos em um ultracentlee.
7. Aspirar o sobrenadante e resuspender a pelota em 500 μL de tampão de triagem celular ativada por fluorescência (FACS) (solução salina tamponada por fosfato [PBS] suplementado com EDTA de 1 mM, azida sódica 0, 5% e albumina sérica bovina de 2% [BSA]).
   Nota: As amostras podem ser armazenadas a 4 ° c ou até 1 semana.
8. Adicionar 5 μL de 7-amino-actinomycin D (7-AAD; 50 mg/mL) durante 5 min à temperatura ambiente para manchar o ADN.
9. Analise amostras para o sinal de 7-AAD e proteína verde fluorescente (GFP) usando citometria de fluxo.

5. Determine a viabilidade do modelo Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse para XI reactivation

1. Semente 1 x 10⁵ células/ml fêmea Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP Mefs, Mecp2/Mecp2-GFP e Xist-Mecp2/Y mefs obtidos na etapa 3,12 em um formato de 6 poços e em lâminas de câmara, em DMEM com 10% FBS e 10 μg/ml Pen/strep, a 37 ° c no presença de 5% de CO₂.
   Nota: Mecp2/Mecp2-GFP e Xist-Mecp2/Y mefs são usados como controles positivos e negativos nos experimentos.
2. Adicionar meio fresco para as células após 24 h. Para Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mefs, adicione o meio suplementado com os nervos inibidores de XCIFs (por exemplo, 0,5 μm LDN193189 e 2,5 μm GSK650394), ou veículo sozinho. Substitua o meio suplementado com o inibidor fresco ou o veículo sozinho cada 2 dias. Para Mecp2/Mecp2-GFP e Xist-Mecp2/Y mefs, adicione meio fresco a cada 2 dias.
3. Pós 1 semana de tratamento com inibidores, colher MEFs para isolamento de RNA (placa de 6 poços) ou fixar células para imunofluorescência (lâminas de câmara). Use MEFs isolados de embriões Mecp2/Mecp2-GFP como embriões positivos e Xist-Mecp2/Y como controles negativos, respectivamente.
   1. Para o isolamento de RNA, isolar o RNA total por guanidínio Thiocyanate-baseou o reagente da extração do RNA, e transcrito reverso usando o transcriptase reverso. Meça a expressão Mecp2-GFP pela transcriptase-PCR quantitativa reversa (qRT-PCR) usando Mecp2-WT e Mecp2-GFP, e primers listados na tabela 1, como descrito anteriormente¹².
   2. Para a imunofluorescência, mefs da mancha com um anticorpo preliminar do anti-GFP (1:100), como descrito previamente^12,16. Medir a intensidade de GFP pela imunofluorescência quantitativa na medicina tratada Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mefs, como descrito previamente¹⁸.

6. demonstrar a reativação farmacológica do XI no cérebro do modelo Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse

1. Prepare drogas e controle de veículos.
   1. Prepare uma solução fresca e estéril de veículo (0,9% NaCl, 0,5% metilcelulose, 4,5% dimetil sulfóxido [DMSO]) para injeções cerebrais.
   2. Prepare os inibidores químicos que incluem 1,5 milímetros LDN193189 (inibidor pequeno da molécula de ACVR1) e 1,6 milímetros GSK650394 (inibidor pequeno da molécula de SGK1, um efetoras a jusante de PDPK1) resuspendido no veículo (0,9% NaCl, 0,5% methylcellulose, 4,5% DMSO), ou veículo Sozinho. O volume total de inibidores químicos ou do veículo injetado é de 10 μL por dose por animal.
2. Prepare o animal para injeções cerebrais.
   1. Prepare a área cirúrgica limpando o banco e a almofada de aquecimento com desinfetante (solução de hipoclorito de sódio a 10%).
   2. Anestesie o rato de 4 semanas de idade com uma injecção intraperitoneal de mistura de cetamina/xilazina numa dose de 140 mg/kg e 10 mg/kg, respetivamente. Use o reflexo de retirada do pedal para determinar o nível de anestesia.
   3. Aplique a pomada oftálmica aos olhos depois da indução da anestesia para impedir a secagem córnea.
   4. Raspar a pele do pescoço para o topo da cabeça do mouse.
   5. Posicione o mouse na plataforma estereotáxica conectando os dentes incisivos do mouse na barra de mordida da contenção de focinho e apertando a braçadeira do nariz sobre o focinho, assegurando que a cabeça do mouse esteja em um plano de nível.
   6. Ajuste a altura das barras da orelha, conforme necessário, para alcançar a porção caudal do canal auditivo, fixando-os de tal forma que a cabeça do mouse esteja em um plano nivelado e imobilizada no toque do dedo.
   7. Desinfete a cabeça do rato com toalhetes alternados de um anti-séptico tópico, como o povidona-iodo e o etanol a 70%.
3. Administrar drogas.
   1. Usando um bisturi estéril, faça uma incisão horizontal de 0,75 cm no mid-scalp.
   2. Usando uma rebarba de 0,45 mm, perfure dois furos simétricos acima dos hemisférios corticais direito e esquerdo (2 mm da sutura sagital e 2 mm da sutura lambdóide, aproximadamente no meio do osso parietal).
   3. Fixe firmemente uma seringa de 10 μL à plataforma estereotáxica.
   4. Misture a solução de inibidores químicos e desenhe 10 μL de solução na seringa. Evite quaisquer bolhas de ar na seringa.
   5. Avance a agulha da seringa para dentro do orifício de rebarba, mantendo a agulha perpendicular (90 °) ao crânio. Quando a agulha atravessa o crânio, zerar as coordenadas no visor digital estereotáxica e, em seguida, avançar a ponta da agulha até atingir uma profundidade de 2,5 mm.
   6. Retire a agulha 0,5 mm até à profundidade por 2 mm.
   7. Injete lentamente 10 μL de solução (~ 1 min). Após a injeção estiver completa, deixe a agulha no cérebro por ~ 1 min e, em seguida, retire a agulha.
   8. Repita a injeção para o segundo hemisfério (controle do veículo somente).
   9. Usando suturas ou "cola de pele" fechar a pele do mouse (se a ferida é > 0.5 cm tanto suturas e "cola de pele" deve ser usado).
   10. Afrouxe as barras da orelha e retire o rato do aparelho estereotáxico.
   11. Administrar analgésicos (buprenorfina SR 0,5 mg/kg IP) e colocar o mouse sobre uma almofada de aquecimento definido para 37 ° c até que o animal recupera a consciência.
   12. Uma vez que o mouse está alerta e responsivo, transfira o animal de volta para sua gaiola original.
   13. Repita o procedimento a cada 2 dias durante 20 dias. A perfuração da repetição da área não é exigida para injeções subseqüentes.
4. Isole o cérebro do rato.
   1. Uma vez que o regime de dose é terminado, eutanizar o rato em uma câmara de CO₂ .
   2. Imobilize o mouse sobre uma superfície usando agulhas.
   3. Faça uma incisão lateral através do tegumento e da parede abdominal logo abaixo da caixa torácica usando tesouras e fórceps. Separe cuidadosamente o fígado do diafragma.
   4. Usando tesouras, corte o diafragma e continue cortando ao longo do comprimento inteiro da gaiola da costela para expor a cavidade pleural.
   5. Usando tesouras, faça uma incisão na extremidade posterior do ventrículo esquerdo.
   6. Imediatamente, começar a injetar a câmara do coração direito com ~ 15 mL de PBS mais de ~ 2 min. mudança de cor do fígado de vermelho para rosa pálido é indicativo de boa perfusão.
   7. Injete a câmara direita do coração do rato com ~ 10 mL de paraformaldeído a 4% em PBS acima de ~ 2 min.
   8. Decapitar o mouse, e usar tesouras para fazer uma incisão Midline do couro cabeludo para expor o crânio.
   9. Coloque uma ponta da tesoura no forame Magnum, e corte lateralmente no crânio em direção ao olho. Repita para o outro lado. Tente manter a extremidade da tesoura tão superficial quanto possível para evitar ferimento do cérebro.
   10. Use tesouras para cortar a região entre os olhos e acima do nariz do mouse.
   11. Use fórceps para descascar suavemente os ossos cranianos dos hemisférios cerebrais.
   12. Levante o cérebro com uma espátula, e use uma tesoura para dissecar cuidadosamente as fibras nervosas cranianas que fixá-lo ao crânio.
   13. Coloc o cérebro em um prato plástico, corte o cerebelo e os bulbos olfactory, e coloc o cérebro em um tubo de 15 mL enchido com o PFA de 4% é PBS.
5. Cryo-section o cérebro do rato.
   1. Corrigir o cérebro em 4% paraformaldeído em PBS a 4 ° c durante a noite.
   2. Enxague o cérebro com PBS a 4 ° c pelo menos 3x por 5 min cada.
   3. Rotule os moldes descartáveis para cryopreserve os tecidos.
   4. Corte a parte dianteira do cérebro usando tesouras e fórceps (Comece fazer seções de ~ 5 milímetros dos locais da injeção).
   5. Transfira o cérebro para o criomolde com a frente do cérebro voltada para baixo para obter seções coronais. Mergulhe o molde que contém o cérebro no composto de temperatura de corte ideal (OCT).
   6. Derrame o nitrogênio líquido em um prato de Petri plástico de 10 milímetros e coloc o cérebro no Cryo-molde no nitrogênio.
      Nota: É importante orientar o tecido como descrito na etapa 6.5.5 para guiar o seccionamento do cérebro.
   7. Quando o OCT é branco sólido, coloque o cérebro congelado em um freezer de-80 ° c para armazenamento.
   8. Equilibrar o cérebro a-20 ° c por pelo menos 30 minutos antes de seccionamento com criostato e crioseção (5 − 6 μm de espessura) o cérebro, montando 2 − 3 seções por slide. Os slides podem ser armazenados em-80 ° c para uso posterior.
6. Determine a reativação de Xi usando uma abordagem baseada em imunofluorescência.
   1. Antes de iniciar o procedimento de coloração, seque as secções cerebrais durante a noite a 4 ° c.
   2. Mergulhe as lâminas na solução de recuperação de antígenos (0,1 M de ácido cítrico, 0,1 M Tris-base, pH = 6,0) em um bloco de calor de 100 ° c por 5 min.
   3. Lave as lâminas 4x com 1X PBS por 5 min cada à temperatura ambiente.
   4. Mergulhe as lâminas na solução de bloqueio (0,1 M NH₄CL/PBS/0,2% gelatina/0,05% surfactante não iônico) por 20 min à temperatura ambiente.
   5. Lave as lâminas 3x com tampão de lavagem (PBS/0,2% de gelatina) à temperatura ambiente durante 5 min cada.
   6. Seções do cérebro da mancha com anti-GFP-AlexaFluor647 (1:100) e anti-MAP2 (1:1000) anticorpos no meio de incubação (PBS/0.2% gelatina/1% BSA) e incubar a 4 ° c durante a noite.
   7. Colete anticorpos primários (pode ser reutilizado). Lave as lâminas 4x com tampão de lavagem para um total de 30 min à temperatura ambiente.
   8. Incubar seções cerebrais com anti-frango de cabra isotiocianato de fluoresceina (FITC)-rotulado anticorpo secundário (1:1000) em meio de incubação e incubar 1 − 2 h à temperatura ambiente no escuro.
   9. Lave as lâminas 4x com tampão de lavagem para um total de 30 min à temperatura ambiente.
   10. Coloc uma gota do meio de montagem com 4 ′, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) em uma lamínula de 22 milímetros x 50 mm, a seguir inverta o lamela em uma corrediça, cobrindo todas as seções do tecido.
   11. Imagem em um microscópio e ajustar imagens para contraste e brilho. Capture imagens e quantifique o número de células GFP-positivas para ambos os tratados com medicamentos e tratados com o veículo Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse cerebral hemisférios.

Resultados

Para demonstrar a viabilidade do modelo Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mouse para estudos de reativação XI, a reativação mediada pelo inibidor de Xcif de Mecp2-GFP ligada a XI foi testada em fibroblastos embrionários do camundongo (mefs). Os MEFs fêmeas foram isolados do dia 15,5 Xistδ: Mecp2/Xist: embriões de Mecp2-GFP como descrito na seção 3 (Figura 1a). Os genótipos das fêmeas Xistδ: Mecp2/Xist: Mecp2-GFP mefs foram conf...

Discussão

Previamente, os XCIFs que são seletivamente exigidos para silenciar de genes XI-lig em pilhas fêmeas mamíferas foram identificados¹². Nós otimizamos ainda mais potentes inibidores de moléculas pequenas para direcionar XCIFs, como ACVR1 e efetores a jusante de PDPK1, que reativam eficientemente Mecp2 em linhas de células de fibroblastos do mouse, neurônios corticais do mouse e uma célula de fibroblastos humanos linha derivada de um paciente com RTT. Estes resultados sugerem que o r...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
MICE
Mecp2tm3.1Bird	The Jackson Laboratory	#014610
B6;129-Xist (tm5Sado)	provided by Antonio Bedalov, Fred Hutchinson Cancer Center, Seattle
REAGENTS
22x22 mm coverslip	FISHERfinest (Fisher Scientific)	125488
32% Paraformaldehyde	Electron Microscopy Sciences	15714-S
50 ml syringe	Medline Industries	NPMJD50LZ
60mm culture dish	CellStar	628160
7-AAD	BioLegend	420403
ammonium chloride (NH4Cl)	Fisher Chemical	A661-3
anti-GFP-AlexaFluor647	Invitrogen	A-31852
anti-MAP2	Aves Labs	MAP
BSA	Promega	R396D
Buprenorphine SR	Zoopharm
citric acid	Sigma	C-1857
DMSO	Fisher Bioreagents	BP231-100
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)	Corning Cellgro	10-013-CV
Ethanol	Decon Labs	2701
fetal bovine serum (FBS)	VWR Life Science	89510-198
gelatin	Sigma-Aldrich	G9391
glass slides	Fisherbrand	22-034-486
goat anti-chicken FITC-labeled secondary antibody	Aves Labs	F-1005
GSK650394	ApexBio	B1051
hamilton 10μl syringe	Hamilton Sigma-Aldrich	28615-U
Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)	Gibco	14025-092
Ketamine	Ketaset	NDC 0856-2013-01
Large blunt/blunt curved scissors	Fine Science Tools	14519-14
LDN193189	Cayman Chemicals	11802
lodixanol	Sigma	1343517
magnesium chloride (MgCl2)	Fisher Chemical	M35-212
Methylcelulose	Sigma	M0262-100G
mounting medium with DAPI	Vectashield	H-1200
Needle tip, 26 GA x 1.25"	PrecisionGlide	305111
ophthalmic ointment	Refresh Lacri-Lube	93468
optimal cutting temperature (O.C.T.)	ThermoFisher
PCR mix
Penicillin/Streptomycin (Pen/Strep)	Corning	30-002-Cl
Phosphate buffered saline pH 7.4 (PBS)	Corning Cellgro	46-103-CM
Potassium chloride (KCl)	Fisher Scientific	P330-500
scalpel blades
Shallow glass or plastic tray
skin glue/tissue adhesive	3M Vetbond	1469SB
sodium azide	Fisher Scientific	CAS 26628-22-8
Sodium chloride (NaCl)	Fisher Chemical	S642-212
standard hemostat forceps	Fine Science Tools	13013-14
Standard tweezers	Fine Science Tools	11027-12
Straight iris scissors	Fine Science Tools	14058-11
sucrose	Fisher Scientific	BP220-1
Tris-base	Fisher Bioreagents	BP152-5
Triton X-100	Fisher Bioreagents	BP151-500
Trypsin-EDTA	Gibco	15400-054
Xylazine	Akorn	NDC: 59399-111-50
EQUIPMENT
Zeiss AxioObserver Live-Cell microscope	Zeiss	Zeiss AxioObserver
0.45mm burr	IDEAL MicroDrill	67-1000
BD FACScalibur
centrifuge
glass homogenizer
cell culture incubator	Thermo Scientific HERACELL VIOS 160i	13-998-213
Leica 3050S research cryostat
stereotactic platform
thermocycler
Timer
ultracentrifuge	Beckman Coulter Optima L-100 XP
Water bath (37 ºC)	Fisher Scientific Isotemp 2239