Transesofágico Atrial Burst Pacing para Indução de Fibrilação Atrial em Ratos

Resumo

O presente trabalho descreve um protocolo experimental de estouro atrial transesofágico para a indução eficiente da fibrilação atrial (AF) em ratos. O protocolo pode ser utilizado em ratos com corações saudáveis ou remodelados, permitindo o estudo da fisiopatologia af, identificação de novos alvos terapêuticos e avaliação de novas estratégias terapêuticas.

Resumo

Estudos em animais trouxeram importantes insights sobre nossa compreensão sobre fibrilação atrial (AF) fisiologia e manejo terapêutico. A reentrada, um dos principais mecanismos envolvidos na patogênese af, requer uma certa massa de tecido miocárdio para ocorrer. Devido ao pequeno tamanho do atria, os roedores têm sido considerados "resistentes" à AF. Embora a AF espontânea tenha sido demonstrada como ocorrência em ratos, o acompanhamento a longo prazo (até 50 semanas) é necessário para que a arritmia ocorra nesses modelos. O presente trabalho descreve um protocolo experimental de explosão atrial transesofágica para indução rápida e eficiente de AF em ratos. O protocolo pode ser utilizado com sucesso em ratos com corações saudáveis ou remodelados, na presença de uma ampla variedade de fatores de risco, permitindo o estudo da fisiopatologia af, identificação de novos alvos terapêuticos e avaliação de novas estratégias profiláticas e/ou terapêuticas.

Introdução

A fibrilação atrial (AF) é a arritmia cardíaca sustentada mais comum encontrada na prática clínica e sua incidência e prevalência continuam a aumentar dramaticamente em todo o mundo¹. Essa arritmia afeta até 4% da população mundial, de acordo com estudos recentes². No entanto, dado que a AF paroxísmica pode ser assintomática e, portanto, escapar da detecção, a verdadeira prevalência de AF provavelmente será muito maior do que a apresentada na literatura.

A fisiopatologia da AF tem sido intensamente estudada. No entanto, os mecanismos subjacentes dessa arritmia complexa permanecem incompletamente elucidados e isso reflete nas limitadas opções terapêuticas, com eficácia questionável. Estudos em animais trouxeram importantes insights sobre nossa compreensão sobre a fisiopatologia af e o manejo terapêutico. A reentrada, um dos principais mecanismos envolvidos na patogênese³ da AF, requer uma certa massa de tecido miocárdio para ocorrer. Assim, os animais de grande porte têm sido geralmente preferidos em estudos de AF, enquanto que, devido ao pequeno tamanho de sua atria, os roedores têm sido considerados 'resistentes' à AF. No entanto, o uso de animais de grande porte é dificultado principalmente por dificuldades de manuseio. Enquanto isso, embora a AF espontânea tenha sido demonstrada como ocorrer em ratos⁴, o acompanhamento a longo prazo (até 50 semanas) é necessário para que a arritmia ocorra nesses modelos⁵. Modelos que garantem a rápida ocorrência de AF em pequenos roedores também foram desenvolvidos. Na maioria das vezes, esses modelos usam estimulação elétrica aguda, muitas vezes na presença de outras condições favoráveis, como estimulação parassimpático concomitante ou asfixia, para induzir artificialmente AF ^6,7. Embora eficientes, tais modelos não permitem a avaliação de características críticas relacionadas à AF, como a progressiva remodelagem elétrica, estrutural, autônoma ou molecular do atria, nem os efeitos de drogas antiarrítmicas convencionais ou não convencionais no substrato atrial ou sobre o risco de pro-arritmia ventricular ^8,9.

O presente trabalho descreve um protocolo experimental de explosão atrial transesofágica de longo prazo para indução rápida e eficiente de AF em ratos. O protocolo é adequado para estudos agudos e de longo prazo e pode ser utilizado com sucesso em ratos com corações saudáveis ou remodelados, na presença de uma ampla variedade de fatores de risco, permitindo o estudo da fisiopatologia af, identificação de novos alvos terapêuticos e avaliação de novas estratégias profiláticas e/ou terapêuticas.

Protocolo

Os procedimentos envolvendo matérias animais foram aprovados pelo Comitê de Ética da Universidade de Medicina, Farmácia, Ciência e Tecnologia "George Emil Palade" de Târgu Mureş, pela Autoridade Nacional De Veterinária Sanitária e Segurança Alimentar da Romênia e cumpriram as diretrizes do Conselho Internacional de Ciência Animal laboratorial (Diretiva 2010/63/UE).

1. Protocolo de aceleração do estouro atrial transesofágico

1. Randomize ratos Wistar masculinos adultos (200-400 g de peso corporal) em dois grupos: STIM e SHAM.
2. Anestesiar os animais.
   1. Para indução, utilize 2,5% de isoflurane, 4 L/min, 99,5% O₂.
   2. Para manutenção, utilize uma mistura de cetamina/medetomidina (75,0/0,5 mg/kg) administrada intraperitoneally.
   3. Verifique a profundidade da anestesia testando o reflexo da córnea (solução de glicose de 5%) e o reflexo de retirada nociceptiva (beliscão do dedo do dedo do sol). Monitore a taxa respiratória (uma queda de 50% é aceitável durante a anestesia; a taxa normal é entre 70-120 respirações/minutos) e a temperatura corporal usando um termômetro retal (a temperatura normal é entre 96,5 - 99,5 °F ou 35,9 - 37,5 °C).
      NOTA: Continue o procedimento somente após a eficácia da anestesia ser confirmada. Monitore a profundidade da anestesia periodicamente durante todo o protocolo. Repita a injeção intraperitoneal de cetamina/medetomidina quando necessário.
   4. Aplique uma pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar danos na córnea.
3. Coloque o animal em posição supina e coloque-o em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal a ~37 °C.
4. Conecte os três eletrodos ECG de superfície aos membros do rato em uma configuração II de chumbo (Figura 1A).
   1. Coloque o eletrodo negativo na parte direita.
   2. Coloque o eletrodo positivo na barra traseira esquerda.
   3. Coloque o eletrodo de aterramento no membro dianteiro esquerdo.
   4. Fixar os eletrodos na posição usando cabos de corda elásticos finos.
5. Ligue a gravação de ECG superficial e realize a gravação contínua de ECG durante todo o procedimento (Figura 1B) usando um programa de aquisição comercial ou desenvolvido localmente¹⁰.
6. Para estimulação elétrica, use um cateter quadripolar 5-6 F conectado a um marca-passo cardíaco baseado em microcontrolador¹⁰.
7. Uma vez que o animal é anestesiado, insira o cateter através da cavidade oral, no esôfago. Meça a distância entre os incisivos superiores e o coração (avaliado pela palpação) para aproximar a profundidade em que o cateter deve ser inserido no esôfago.
   ATENÇÃO: Tenha cuidado para não forçar o cateter, pois há risco de perfuração esofágica.
8. Confirme a posição correta do cateter de estimulação no nível da ária da seguinte forma.
   1. Aplique estimulação elétrica em uma frequência de 400 estímulos/minutos (duração de estímulo de 6 ms).
   2. Verifique se o rastreamento do ECG mostra captura constante do atria (ou seja, cada estímulo elétrico é seguido por um complexo QRS estreito) (Figura 2).
9. Determine o limiar diastólico — ou seja, a menor tensão necessária para obter captura atrial (geralmente, entre 10 V e 20 V).
   NOTA: Realize o seguinte para os animais do grupo STIM.
10. Uma vez determinada a posição correta do cateter, ajuste o estimulador em uma frequência de 4.000 estímulos/minutos (duração de estímulo de 6 ms), em uma tensão 3 V acima do limiar diastólico (Figura 3).
11. Aplique a cada animal 15 ciclos sucessivos de estimulação, 20 s cada, com um intervalo livre de 5 minutos entre os ciclos¹¹. Dependendo dos objetivos do estudo, repita o protocolo para cada rato por 10 dias, a uma taxa de 5 dias/semana, ao mesmo tempo em cada dia.
12. Verifique a eficácia da estimulação da seguinte forma.
    1. Identifique o tempo de recuperação do nódulo sinusino (SNRT), que aparece no final do ritmo rápido como um intervalo de tempo maior do que o comprimento do ciclo registrado durante o ritmo sinusal (Figura 4A) e representa o intervalo de tempo necessário para a retomada do ritmo sinusal após o término da supressão do overdrive.
       NOTA: A supressão do overdrive representa a inibição da atividade do nódulo sinusal estimulando eletricamente o coração a uma taxa maior do que o ritmo intrínseco.
    2. Identifique a ocorrência do episódio AF, que aqui é definido como a presença de três ou mais batidas supraventriculares irregulares consecutivas (ou seja, resposta ventricular irregular com complexos QRS estreitos), com ondas P ausentes ou substituídas por pequenas e distorcidas ondas "f" (Figura 4B).
13. Se o episódio AF não terminar espontaneamente quando o próximo ciclo de estimulação deve ser realizado (ou seja, até o final dos cinco minutos livres entre os ciclos), não aplique a próxima estimulação.
    1. Espere mais 5 minutos. Se o episódio af ainda continuar após esses 10 minutos, termine o protocolo para esse dia.
       NOTA: Se for desejada avaliação da gravidade da AF induzida eletricamente, um monitoramento mais longo do ECG pode ser realizado.
14. Se a bradicardia grave ou astole ocorrer no final da estimulação (ou seja, devido à estimulação elétrica do nervo vago), acabe com o protocolo. Se a atividade elétrica não voltar ao normal rapidamente, realize massagem cardíaca externa e administre sulfato de atropina (0,05 mg/kg) intraperitoneally.
15. Ao final do procedimento, reverta a anestesia com atipamezole (1 mg/kg) administrada intraperitoneally. Abrigar os ratos individualmente em gaiolas limpas com calor suplementar e observar periodicamente até que estejam totalmente recuperados. Nenhum outro cuidado específico com animais é necessário no final do protocolo.
16. Analise os rastreamentos de ECG da superfície e determine o seguinte.
    1. A induibilidade de AF expressa em percentual (ou seja, [número de ciclos de estimulação seguido por episódios de AF / número total de ciclos de estimulação aplicados] x 100).
    2. A duração de cada episódio af.
    3. A presença de episódios 'persistentes' (ou seja, >10 min) AF.
       NOTA: Realize o seguinte para os animais do grupo SHAM.
17. Para os ratos do grupo SHAM, siga os passos 1.1 a 1.7 como descrito acima, sem aplicar qualquer estimulação elétrica.
18. Mantenha o cateter em posição por 80 minutos (ou seja, o tempo necessário para completar o protocolo em ratos STIM) sem aplicar qualquer estimulação elétrica, enquanto registra continuamente o ECG superficial.
19. Ao final do procedimento, inverta a anestesia com atipamezole (1 mg/kg). Nenhum outro cuidado específico com animais é necessário no final do protocolo.
20. Analise os rastreamentos de ECG de superfície e determine os parâmetros descritos na etapa 1.16.

Resultados

Em um estudo de prova de conceito, 22 ratos Wistar masculinos adultos (200-400 g) foram aleatoriamente atribuídos em dois grupos: STIM (n = 15) e SHAM (n = 7). Todos os animais foram alojados individualmente em gaiolas de policarbonato, em uma sala climatizado (21-22 °C), tendo livre acesso à água e alimentos secos durante todo o estudo. O protocolo de estimulação transesofágica descrito acima foi aplicado a todos os animais durante 10 dias, 5 dias por semana. Todos os animais foram submetidos ao mesmo protocolo, ...

Discussão

O presente artigo descreve um protocolo experimental de longo prazo do ritmo de explosão atrial transesofágica para indução rápida e eficiente de AF em ratos, adequado para estudos de AF agudos e de longo prazo. O protocolo de estimulação de 10 dias descrito aqui foi usado com sucesso para desenvolver um "modelo de AF espontâneo secundário" (ou seja, um modelo no qual, após um período de indução de AF por estimulação elétrica, a AF desenvolve espontaneamente)¹⁰. No entanto, a dura?...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Antisedan (Atipamezole Hydrochloride) 5mg / mL, solution for injection	Orion Corporation	06043/4004	for Rats use 1 mg / kg
Dormitor (Medetomidine Hydrochloride) 1 mg / mL, solution for injection	Orion Corporation	06043/4003	for Rats use 0.5 mg / kg
E-Z Anesthesia Single Animal System	E-Z Systems Inc	EZ-SA800	Allows the manipulation of one animal at a time
Isoflurane 99.9%, 100 mL	Rompharm Company	N01AB06
Ketamine 10%, 25 mL			for Rats use 75 mg / kg
Microcontroller-based cardiac pacemaker for small animals			Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript)
Surface ECG recording system			Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript)