Reconhecemos o apoio da Escola de Ciência da Computação e Faculdade de Ciências, Agricultura e Engenharia da Universidade de Newcastle, pela Universidade Ulm, e pelo SciMedia Ltd (Tóquio, Japão).

1. Preparação do Caranguejo Sistema Nervoso Stomatogastric Adulto Cancer pagurus L. foram obtidas de fontes locais (Newcastle University, Dove Marine Laboratories) e mantidos em filtrada, a água do mar aerada (10-12 ° C). Animais foram anestesiados por embalagem-las em gelo por 20-40 min antes da dissecção. Usamos isolado stomatogastric sistemas nervoso (STNS) 1. O STNS foi preso em um elastômero de silicone revestido (ELASTOSIL RT-601, Wacker, Munique, Alemanha), placa de Petri e continuamente superfused (7-12 mL / min) com solução salina refrigerada (10-13 ° C). Soro fisiológico consistiam (mMol * l-1): NaCl, 440; MgCl 2, 26; CaCl 2, 13; KCl, 11; trisma base, 10; ácido maleico, 5. Salina foi mantido a uma temperatura constante de 11-13 ° C e em pH 7,4-7,6. As etapas detalhadas da dissecção STNS e preparação, incluindo a desheathing do gânglio stomatoastric (STG), são apresentados no artigo JOVE por Guttierez e Grashow 1. Todos os experimentos foram realizados em conformidade com a Directiva Europeia Conselho das Comunidades, de 24 de Novembro de 1986 (86/609/CEE). Figura 1A mostra um diagrama esquemático do STNS e Figura 1B mostra um típico STG desheathed ter seus neurônios dispostos como um semicírculo plana na parte posterior do gânglio. Placa de Petri com o STNS é fixo para a plataforma operacional do microscópio de imagem (BW51 WI; Olympus, Tokyo, Japan), com massa de modelar. Ambos, o estágio do microscópio e do microscópio são montados sobre uma mesa de vibração isolada (Scientifica, Uckfield, UK) para evitar artefatos movimento durante a gravação óptica. Os padrões motores gerados no gânglio stomatogastric (STG) são monitorizados usando gravações extracelular 2-4. Isto é feito através dos seguintes passos: <ol><li> Um compartimento vaselinas baseado cilíndrica é construído em torno de uma secção do nervo motor principal (lvn) para isolar eletricamente o nervo do banho (isto é feito no palco antes da dissecção placa de Petri é colocado sobre a plataforma operacional do microscópio de imagem ). </li><li> Um dos dois fios de aço inoxidável eletrodo é colocado neste compartimento, o outro no banho como um eletrodo de referência. </li><li> O sinal diferencial é gravado, filtrado e amplificado com um amplificador diferencial AC (Univ. Kaiserslautern, Alemanha). </li><li> A atividade motora do gânglio é monitorado usando um osciloscópio (DL708E; Yokogawa, Tóquio, Japão) e, adicionalmente, é gravado usando uma placa de aquisição de dados (Power CED, 1401, Cambridge Electronic Design, Cambridge, UK) e os de Spike 2 v6.10 software (Electronic Design Cambridge, Cambridge, UK). Os arquivos são analisados ​​de Spike 2 v6.10 (Electronic Design Cambridge, Cambridge, UK). </li></ol> 2. Preparação da solução corante Usamos o fluorescente sensíveis à voltagem corante Di-8-ANEPPQ (Cambridge Bioscience) 5, que tem uma carga positiva dupla que facilita o carregamento do corante através de microeletrodos usando pulsos de corrente positiva. A solução corante deve ser protegido da luz, tanto quanto possível. A solução corante é preparada como segue: <ol><li> 5 mg de corante é misturado com 1 mL de ácido F-127 PLURONIC em DMSO solução (Invitrogen). </li><li> O frasco de plástico contendo o corante dissolvido é centrifugado por 20 minutos a 12.000 rotação / minuto em microcentrífuga Sigma 14/01 (Sigma, Osterode, Alemanha) para separar as partículas maiores corante que pode obstruir os microeletrodos. </li><li> O sobrenadante (200 mL em cima) da solução de corante é separada usando uma pipeta e armazenado em um frasco plástico separado. Ambos os frascos estão envoltos em papel alumínio para evitar exposição à luz. </li><li> A solução corante é congelado a -20 ° C. </li><li> Antes de usar a solução de tintura é derretida, colocando o frasco fechado e envolto em água morna (25 ° C) de água por 10-15 minutos. </li></ol> 3. Corante por injeção intracelular utilizando Microeletrodos da Sharp Usamos microeletrodos afiada para carregar os neurônios com o corante. Para verificar a carga de corante que usamos o sistema de imagem MiCAM02 (SciMedia, Tóquio, Japão) 6. O sistema de imagem tem duas câmeras CCD: a câmera de RH tem um chip sensor maior (6,4 mm x 4,8 mm) proporcionando uma melhor resolução espacial com a melhor resolução temporal sendo 1,4 ms, a câmera HS tem um menor (2,9 mm x 2,1 mm), mas mais rápido do chip sensor de imagem mais rápido permitindo ter 0,7 ms como a sua melhor resolução temporal. As etapas do processo de carga de corantes são os seguintes: <ol><li> Microeletrodos são puxados com um P-97 Flaming - Brown (Sutter Instruments, Novato, CA, EUA) extrator utilizando eletrodo 10 cm de comprimento, 1 mm tubos de diâmetro externo de vidro com filamento (GB100TF 8P, Produtos Ciência, Hofheim, Alemanha). Os eletrodos são puxados para ter uma resistência nofaixa de 25-40 MOhm em KCl 3M (para ajustes de parâmetros apropriados puxando seguir o livro de receitas pipeta fornecido pelo fabricante do extrator eletrodo). </li><li> A solução corante congelado é fundido e uma quantidade muito pequena do que é sugado para dentro de uma agulha Microfil (Microfil - 34G, instrumentos de precisão Mundial, Sarasota, FL, EUA) - o corante sugado enche cerca de 2 / 3 º da agulha Microfil . </li><li> A solução corante na agulha Microfil é injetado na ponta de um microeletrodo. O microeletrodo é colocado em uma caixa escura por 15 minutos. </li><li> O microeletrodo é backfilled com solução de KCl 3M. O eletrodo é então colocado de volta em uma caixa escura eletrodo de armazenamento para outro 10-20 minutos para permitir que a solução corante para alcançar a ponta fina do eletrodo pela sucção da força capilar atuando no microeletrodos. </li><li> O microeletrodo pronto é colocado em um porta-eletrodo e fixada na headstage do amplificador intracelular (IA-251A, Warner Instruments Corporation, Hamden, CT, EUA). </li><li> O amplificador intracelular está ligado à placa de aquisição de dados que fornece um sinal de pulso para conduzir pulsos de corrente para o microeletrodo. </li><li> O microeletrodo é colocado delicadamente na membrana de um neurônio STG usando um manipulador de microeletrodos (PatchStar, Scientifica Ltd, Uckfield, UK). Como a distância de trabalho da objetiva de 10x (UMPLFL10XW, NA 0,30, WD 3,3 milímetros; Olympus Corporation, Tokyo, Japan) do microscópio de imagem é muito pequena, o microeletrodo deve ser posicionado em posição oblíqua (em torno de 30 °) eo movimento do microeletrodo na posição correta requer várias etapas de re-focalização da objetiva do microscópio e movendo o microeletrodo. Para iniciar o microeletrodo é movido em uma posição tal que sua ponta está acima da STG. A objetiva do microscópio é abaixado até a ponta do eletrodo aparece em foco. Então é ainda mais reduzido, mas não tanto para tocar o microeletrodo. O microeletrodo é reduzida até que reaparece no foco do objetivo. Estes passos são repetidos até que os neurônios aparecem claramente no plano de foco do objetivo. Em seguida, o microeletrodo é abaixada até tocar suavemente e perfura a membrana do neurônio STG selecionado. Este é monitorado usando o osciloscópio. </li><li> O eletrodo intracelular é usado para registrar a atividade do neurônio STG selecionados a fim de identificar o neurônio dado o seu perfil de atividade e da relação entre sua atividade ea atividade STG gravado a partir do eletrodo extracelular 2,3,7. </li><li> O amplificador intracelular está ligado em modo de injeção de corrente e é usado por 30 minutos para injetar 10 nA passos positivos atual no microeletrodo que duram um segundo e estão separados por um segundo, sem lacunas injetadas na corrente de microeletrodos. As unidades de corrente injetada as moléculas com carga positiva corante no neurônio gravado. Se o equipamento está disponível múltiplos neurônios podem ser injetadas simultaneamente. </li><li> Dez minutos para o período de injeção e após o final da injeção de corante a propagação dentro do neurônio está marcada. Para fazer isso usamos o sistema de imagem MiCAM02 (SciMedia Ltd, Tóquio, Japão) com o objetivo de 10x e iluminação pela ultra-low fonte de luz halógena ripple (HL-151; Moritex, Tóquio, Japão), através da MSWG2 cubo de filtro (com 480-550 nm de excitação do filtro; Olympus Corporation, Tokyo, Japan). O sistema de imagem está configurado para usar a câmera de RH com 192 pixels de resolução x 128, 40 ms de tempo de imagem, modo &#39;hbin&#39;, e 10 frames por sessão de imagem. Se o enchimento da tintura for bem sucedida a imagem deve mostrar um patch tingida na neurônio ao redor do local do microeletrodo, e este patch tingido deve crescer entre as imagens tiradas depois de 10 minutos e após 30 minutos. Se a difusão do corante é insuficiente após 30 min, mais tempo de injeção é concedido. Alternativamente, um eletrodo novo corante podem ser usados. </li><li> O eletrodo é puxado para fora do neurônio eo neurônio é deixado para descansar por pelo menos 20-30 minutos. Dentro deste tempo, o neurônio seguinte pode ser injetada com corante. </li></ol> 4. Imagem de Neurônios Pintado A atividade dos neurônios só podem ser visualizados após o procedimento de corante de enchimento. Alternativamente dois ou mais neurônios podem ser preenchidos para a imagem da atividade simultânea de vários neurônios STG. Em princípio, muitas e, possivelmente, todos os neurônios STG pode ser preenchido com corante. A imagem dos neurônios é feito com o sistema Micam 02 imagens usando a câmera de RH. O procedimento da imagem é a seguinte: <ol><li> A objetiva do microscópio é alterado e uma alta eficiência na transmissão da luz 20x objetivo (XLUMPLFL20XW/0.95, NA 0,95, WD 2,0 milímetros; Olympus Corporation, Tokyo, Japan) é utilizado para a coleta de dados de imagem. Este objectivo recolhe muito mais luz que a objetiva de 10x e também dá maior ampliação oferecendo uma imagem mais detalhada dos neurônios. Bein<html> g mais luz meio eficiente que a pequena quantidade de corante já é visível com este objetivo e também que podemos usar menor intensidade de luz para a imagem reduzir o dano potencial de fotos que podem ser causados ​​aos neurônios pelo corante. </li><li> Estágio do microscópio de operação é posicionada de tal forma que os neurônios que se destinam a ser trabalhada estão no campo de visão do objetivo eo objetivo é focada neles. </li><li> Os dados de gravação extracelular também é alimentado no sistema de imagem Micam 02 através do seu canal de entrada analógica. Isto permite o fácil relativamente relativas de sinais ópticos e padrões motores correspondente ou extracelularmente picos registrados na fase de análise. </li><li> A Micam sistema 02 é configurado para usar 96 x 64 pixels de resolução com 2,2 ms de tempo de imagens ou 48 x 32 pixels de resolução com 1,5 ms de tempo de imagens. Em ambos os casos o &quot;hbin&quot; configuração pode ser usado se o tingimento dos neurônios não é muito forte. </li><li> O nível de luz é definida o mais baixo possível (ou seja, a tintura nos neurônios deve gerar ainda fluorescência suficiente para a imagem) para evitar a foto de modulação e danos foto dos neurônios registrados. </li><li> A iluminação da sala e todas as fontes de luz restantes estão desligados. Além disso, uma cortina preta pode ser fechado em torno da plataforma de gravação para evitar exposição à luz de fontes externas. </li><li> As sessões de imagem são ajustados para ser entre 4-16 segundos de duração. </li><li> A atividade espontânea dos neurônios tingido é gravado em sessões de imagens diversas. </li></ol> 5. Análise dos dados de imagem óptico Para analisar os dados de imagem foi utilizado o software BVAna (versão 10,08; SciMedia Ltd, Tóquio, Japão) associado com o sistema de imagem Micam 02. O software suporta a visualização dos dados de imagem e oferece uma gama de ferramentas de análise também. Os passos da análise e interpretação dos dados são os seguintes: <ol><li> Uma região apropriada circular de interesse é selecionado em cada neurônios registrados. Normalmente usamos 2-3 regiões de pixel raio de interesse para a investigação de neurônios na 48 pixels de resolução x 32, e 6-8 regiões de pixel raio de interesse para a investigação de neurônios na resolução 96 x 64. </li><li> A suavização temporal dos dados pode ser necessário, especialmente se o corante gera valor relativamente baixo de fluorescência valor de fundo (baixo nos dados indica isso, que pode ser devido ao nível de pouca luz que é usado ou carregamento de corante de baixo nível, por exemplo em uma neurite do neurônio gravado). Normalmente, nesses casos, usamos suavização temporal com 3-5 unidades de tempo. </li><li> Além das gravações ópticas também mostrar a gravação extracelular selecionando para exibir a entrada analógica do sistema de imagens. </li><li> Os parâmetros para a visualização dos dados ópticos e de entrada analógica deve ser definida de forma adequada, a fim de ver todas as gravações na tela do computador. </li><li> Considerando-se as gravações ópticas dos neurônios, o registro extracelular do lvn, ea classificação do neurônio com base na gravação anterior intracelular, é possível determinar a identidade de um neurônio e relacionar sua atividade com as atividades neurais gravados a partir do nervosas. </li><li> Espera-se que as gravações ópticas mostram claramente, e sem a necessidade de uma média de mais vários eventos similares, as atividades neurais correspondentes aos picos registrados extracelularmente e também eventos subliminares tais como inibidores potenciais pós-sinápticos causados ​​pela atividade de outros neurônios. </li><li> As características dos dados de exportação do software BVAna pode ser usado para exportar as gravações ópticas calculadas para as regiões selecionadas de interesse e também a entrada analógica que contém a gravação do lvn. Os dados exportados podem ser processados ​​e analisados ​​utilizando o software de análise ainda outros dados, bem como (por exemplo, no caso mais simples Microsoft Excel (Microsoft, Redmond, WA, EUA) pode ser usado para visualização e processamento de dados adicionais). </li></ol> 6. Resultados representante A Figura 2 mostra a gravação simultânea de dois neurônios (LP, lateral pilórica neurônio; PD, pyloric dilatador neurônio) no gerador de padrão pilórica central de um caranguejo STG juntamente com a gravação do lvn. As gravações ópticas dos neurônios LP e PD identificados com base em suas gravações intracelular mostram que na verdade correspondem a estas bem com as gravações extracelular correspondentes aos neurônios LP e PD. Há uma consistente 12 ms de atraso entre as gravações ópticas e lvn de picos de pico (veja inset da Figura 2) devido ao atraso de transmissão axonal entre o gânglio e no site a gravação extracelular. Os dados apresentados também mostra que a atividade neural na soma que corresponde aos picos dos neurônios gravado é facilmente detectável. s/ftp_upload/2567/2567fig1.jpg &quot;alt =&quot; Figura 1 &quot;/&gt; Figura 1. Um diagrama) esquemático do sistema nervoso stomatogastric (STNS). CoG gânglio, comissural; OG, gânglio de esôfago; gânglio STG, stomatogastric; stn, nervo stomatogastric; lvn, nervo ventricular lateral. B) O gânglio caranguejo stomatogastric (STG) - a imagem mostra o arranjo semicircular posterior de neurônios STG. <img src="/files/ftp_upload/2567/2567fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Varredura de gravação única simultânea de uma PD e um neurônio LP juntamente com a gravação do lvn. Os dados mostram que que as gravações óptico e nervo jogo muito bem e que podemos identificar as atividades neurais correspondentes aos picos registrados formam o nervo. A inserção mostra uma sobreposição de várias varreduras de potenciais de ação LP - tanto opticamente e eletricamente gravado - e sua média demonstrando a correspondência entre oticamente e atividades eletricamente gravado. Devido ao fato de que o nosso método de gravação óptica não filtrar os componentes de baixa freqüência dos dados que também são capazes de registrar alterações de membrana lento potencial característica para PD e LP neurônios 14.

<ol>
	<li>Gutierrez, G. J., Grashow, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+borealis+stomatogastric+nervous+system+dissection.">Cancer borealis stomatogastric nervous system dissection.</a> J Vis Exp. , (2009).</li><li>Bartos, M., Nusbaum, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intercircuit+control+of+motor+pattern+modulation+by+presynaptic+inhibition.">Intercircuit control of motor pattern modulation by presynaptic inhibition.</a> J. Neurosci. 17, 2247-2256 (1997).</li><li>Blitz, D. M., Nusbaum, M. 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+consequences+of+activity-dependent+synaptic+enhancement+at+a+crustacean+neuromuscular+junction.">Functional consequences of activity-dependent synaptic enhancement at a crustacean neuromuscular junction.</a> J Exp Biol. 209, 1285-12300 (2006).</li><li>Loew, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potentiometric+dyes:+Imaging+electrical+activity+of+cell+membranes.">Potentiometric dyes: Imaging electrical activity of cell membranes.</a> Pure &#38; Appl Chem. 68, 1405-1409 (1996).</li><li>Tominaga, T., Tominaga, Y., Yamada, H., Matsumoto, G., Ichikawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+optical+signals+with+electrophysiological+signals+in+neural+activities+of+Di-4-ANEPPS+stained+rat+hippocampal+slices.">Quantification of optical signals with electrophysiological signals in neural activities of Di-4-ANEPPS stained rat hippocampal slices.</a> J Neurosci Meth. 102, 11-23 (2000).</li><li>Heinzel, H. G., Weimann, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behavioral+repertoire+of+the+gastric+mill+in+the+crab,+Cancer+pagurus:+an+in+situ+endoscopic+and+electrophysiological+examination.">The behavioral repertoire of the gastric mill in the crab, Cancer pagurus: an in situ endoscopic and electrophysiological examination.</a> J Neurosci. 13, 1793-1803 (1993).</li><li>Zecevic, D., Wu, J. -. Y., Cohen, L. B., London, J. A., H&#246;pp, H. P., Falk, C. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hundreds+of+neurons+in+the+Aplysia+abdominal+ganglion+are+active+during+the+gill-withdrawal+reflex.">Hundreds of neurons in the Aplysia abdominal ganglion are active during the gill-withdrawal reflex.</a> J Neurosci. 9, 3681-3689 (1989).</li><li>Briggman, K. L., Kristan, W. 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Não há conflitos de interesse declarados.

O corante de tensão sensíveis imagem de 8,9 STG neurônios em combinação com os métodos tradicionais de eletrofisiologia (gravações eletrodo intra e extracelulares) permite uma melhor compreensão de como este pequeno e bem conhecido e ainda complexo funcionamento do sistema neural. O STG é um protótipo de gerador central de padrão (CPG) redes neuronais (que inclui as redes moinho gástrico pilórica e ritmo) 10, 11, assim, uma melhor compreensão das propriedades emergentes funcional do STG também ajudará a entender como, em geral, redes CPG gerar sua funcionalidade em nível de rede. CPG redes desempenham um papel crítico no controle motor 12 e também nas funções cognitivas superiores 13, conseqüentemente, a melhor compreensão de suas propriedades emergentes podem ter um grande impacto em muitas áreas da neurociência.

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>MiCAM02</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>SciMedia Ltd, Tokyo, Japan</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Imaging system</td>
</tr>
<tr>
<td>BVAna v.10.08</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>SciMedia, Tokyo, Japab</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Data analysis software for the MiCAM 02 imaging system</td>
</tr>
<tr>
<td>HL-151</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Moritex, Tokyo, Japan</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ultra-low ripple halogen light source</td>
</tr>
<tr>
<td>BX51 WI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus, Tokyo, Japan</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upright microscope for epifluorescence imaging</td>
</tr>
<tr>
<td>20x imaging objective </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus Corporation, Tokyo, Japan</td>
<td>XLUMPLFL20XW/0.95</td>
<td>NA 0.95, WD 2.0mm</td>
</tr>
<tr>
<td>10x imaging objective </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus Corporation, Tokyo, Japan</td>
<td>UMPLFL10XW</td>
<td>NA 0.30, WD 3.3mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Filter cube with 480-550 nm excitation filter and 590nm emission filter </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus Corporation, Tokyo, Japan</td>
<td>MSWG2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Antivibration table</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientifica Ltd, Uckfield, UK</td>
<td>63-534</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PatchStar electrode manipulator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientifica Ltd, Uckfield, UK</td>
<td>PS-7000C</td>
<td>Micro-electrode manipulator</td>
</tr>
<tr>
<td>CED Power 1401</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cambridge Electronic Design, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Data acquisition board</td>
</tr>
<tr>
<td>DL708E Oscilloscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Yokogawa, Tokyo, Japan</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Intracellular amplifier</td>
</tr>
<tr>
<td>AC differential amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University of Kaiserslautern, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Extracellular amplifier</td>
</tr>
<tr>
<td>P-97 Flaming &#x2013; Brown type electrode puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments, Novato, CA, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Electrode puller</td>
</tr>
<tr>
<td>Sigma Microcentrifuge 1-14</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma, Osterode, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Centrifuge</td>
</tr>
<tr>
<td>Genex Pipettors Mline</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientific Laboratory Supplies, UK</td>
<td>PIP7774</td>
<td>PIP7774</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass micropipette with filament</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Science Products, Hofheim, Germany</td>
<td>GB100TF 8P</td>
<td>Glass for microelectrodes</td>
</tr>
<tr>
<td>MicroFil &#x2013; 34G</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Microfil needle</td>
</tr>
<tr>
<td>Spike 2 v6.10</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cambridge Electronic Design, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Electrophysiology software</td>
</tr>
<tr>
<td>Di-8-ANEPPQ</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cambridge Bioscience Ltd, Cambridge, UK</td>
<td>BT61014</td>
<td>Fluorescent voltage sensitive dye</td>
</tr>
<tr>
<td>F-127 Pluronic Acid, DMSO</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen, Paisley, UK</td>
<td>P-3000MP</td>
<td>Solvent</td>
</tr>
<tr>
<td>NaCl</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>S9888</td>
<td>Crab saline component</td>
</tr>
<tr>
<td>CaCl2 . 2H2O</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>C3881</td>
<td>Crab saline component</td>
</tr>
<tr>
<td>KCl</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>P3911</td>
<td>Crab saline component, electrolyte solution</td>
</tr>
<tr>
<td>MgCl2 . 6H2O</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>M9272</td>
<td>Crab saline component</td>
</tr>
<tr>
<td>Trizma base</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>T1503</td>
<td>Crab saline component</td>
</tr>
<tr>
<td>Maleic acid</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma &#x2013; Aldrich, Poole, UK</td>
<td>M0375</td>
<td>Crab saline component</td>
</tr>
<tr>
<td>Elastosil RT-601</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Wacker, Munich, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lining of Petri dishes</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
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optical imaging of neurons in the crab stomatogastric ganglion with voltage-sensitive dyes

Sensíveis à voltagem de imagens de corante de neurônios é uma metodologia chave para a compreensão de como as redes neuronais são organizados e como a atividade simultânea de neurônios participantes ocasiona o surgimento da funcionalidade integrante da rede. Aqui apresentamos a metodologia de aplicação desta técnica para os neurônios padrão identificado gerando no gânglio caranguejo stomatogastric. Nós demonstramos o carregamento desses neurônios com a fluorescente sensíveis à voltagem corante Di-8-ANEPPQ e mostramos como a imagem da atividade de corante neurônios carregados usando a velocidade MiCAM02 alta e alta resolução da câmera CCD do sistema de imagem. Nós demonstramos a análise dos dados de imagem gravados usando o software de imagem BVAna associado com o sistema de imagem MiCAM02. As imagens sensíveis à voltagem simultânea de corantes da atividade detalhada de múltiplos neurônios no gânglio de caranguejo stomatogastric aplicada juntamente com as técnicas tradicionais de eletrofisiologia (gravações intracelular e extracelular) abre radicalmente novas oportunidades para a compreensão de como padrão de trabalho gerador central de redes neurais.

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Optical Imaging of Neurons in the Crab Stomatogastric Ganglion with Voltage-sensitive Dyes

Aqui apresentamos a metodologia para a rápida e de alta resolução de imagem sensíveis à voltagem corante fluorescente de atividade detalhada de neurônios no gânglio stomatogastric caranguejo.

Imagem óptica de neurônios no gânglio de Caranguejo Stomatogastric com Tensão sensível Corantes

Voltage-sensitive dye imaging of neurons is a key methodology for the understanding of how neuronal networks are organised and how the simultaneous ...

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12.9K visualizações.  Ulm University. Aqui apresentamos a metodologia para a rápida e de alta resolução de imagem sensíveis à voltagem corante fluorescente de atividade detalhada de neurônios no gânglio stomatogastric caranguejo.