Nós gostaríamos de agradecer as Dras. Robert Gereau, Henry Lai, e Lara Crock por sua assistência útil na criação deste sistema. Gostaríamos também de agradecer as fontes de financiamento para este trabalho (BJK - Associação Internacional para o Estudo da Dor Early Career Research Grant pela digitalização | Projeto Fundação de Inger &amp; JENS BRUUN eo Hunkele Fundo doença temida Universidade Duquesne).

O protocolo a seguir foi aprovado pelo Comitê Institucional Animal Care e Use na Universidade de Duquesne e é consistente com as diretrizes do National Institutes of Health. 1. Implantação cirúrgica de eletrodos de fio e Bexiga Cateter Usando técnicas estéreis (tempo total de 5-10 min) <ol><li> Os seguintes itens devem ser preparadas antes da cirurgia inicial: <ol><li> Ativamente monitorar e ajustar a temperatura do corpo a 37,5 ± 0,5 ° C usando o sistema de monitoramento de temperatura, com uma almofada de aquecimento funciona com bateria e animal corpo da sonda de temperatura (Lista de Materiais) Conecte sistema automático para uma lâmpada de calor de baixa potência para o controle adicional da temperatura corporal. </li><li> Equipamento necessário para a anestesia isoflurano inclui ar comprimido (por exemplo, 100% O 2), vaporizador isoflurano, isoflurano, câmara de indução isoflurano (para knockdown inicial), cone de nariz, e sistema de escape. </li><li> Montar ªe instrumentos adequados cirúrgicas, IV cateter, e eletrodos (Lista de Materiais) </li></ol></li><li> Induzir o estado anestésico na câmara de indução em 2-3% de isoflurano. Remover rato da câmara quando reflexo de endireitamento é perdido (0-1 min). </li><li> Coloque o mouse no nariz cone com 2-2,5% de isoflurano. Aperte dedo para verificar se há anestesia completos. Não deve haver nenhuma resposta do animal. Comece timer. </li><li> Coloque uma gota de pomada oftálmica em cada olho do rato. </li><li> Vire mouse sobre tão lado dorsal está voltada para baixo. </li><li> Insira cateter através da uretra e na bexiga. </li><li> Mergulhar cateter no lubrificante cirúrgico para lubrificar cateter. <ol><li> Gentilmente segurar abertura da uretra com uma pinça de pontas perpendiculares ao corpo do animal. Segurando cateter com o conjunto de 2 ª de fórceps, insira suavemente final cateter na uretra em um ângulo perpendicular ao corpo do animal. </li><li> Quando cateter tenha ido para uretra ~ 1-2 mm, ajustar suavemente cateter de modo que agora é paralela ao corpocom o objetivo em direção à cabeça. Esse movimento é necessário para evitar o osso púbico. </li><li> Empurre cuidadosamente cateter para o corpo do mouse. O cateter deve deslizar para dentro da cavidade do corpo de forma suave e sem resistência. Não force cateter. Se cateter não entra sem problemas, voltar à posição perpendicular cateter e começar de novo. </li><li> Com cateter totalmente inserido na bexiga, empurre para baixo sobre o abdômen do rato para expulsar o conteúdo da bexiga. Remova toda a urina do cateter, empurrando um pequeno pedaço de toalha de papel na abertura do cateter. Quando toalha de papel embebido com urina, substituir. Remover urina continuamente ao longo do protocolo restantes, incluindo durante as experiências distensão da bexiga (ver Protocolo 3 abaixo). </li></ol></li><li> Insira dois fios de prata nos músculos abdominais à esquerda e um fio de prata no peito (como um terreno.) <ol><li> Use álcool ou iodo para desinfectar área lateral à direita do cateter (lado esquerdo do animal de corpo.) </li><li> Expor músculo abdominal esquerdo. <ol><li> Segure a pele perto do músculo abdominal esquerda, com uma pinça. Faça uma pequena incisão de 1-2 cm com uma tesoura cirúrgica de média. </li><li> Introduza a ponta de tesouras em incisão e expandir suavemente incisão de 2 cm. </li><li> Use uma pinça para mover fascia sobrejacente para expor o músculo abdominal oblíquo superior. Tenha cuidado para não cortar / rasgar qualquer um dos principais vasos sanguíneos que estão localizadas nesta região. </li></ol></li><li> Dobre três fios de prata pela metade. Use afiada agulha 21 G para tomar um pequeno pedaço de músculo. Em seguida, empurre a agulha através do músculo. Ao inserir no músculo ter cuidado para não perfurar quaisquer órgãos internos ou induzir danos desnecessários ao músculo. </li><li> Cole uma extremidade livre de um fio de prata na abertura da agulha G 21. Com cuidado, puxe a agulha para trás através do músculo para tirar o fio de prata através da picada do músculo. Quando a agulha está livre de músculo, puxe fio de prata através do músculo até que o loop no fio fique nivelada com omordida muscular. </li><li> Repita os passos 1.7.3-1.7.4 para segundo fio muscular. Este fio deve ser colocado ~ 0,5 centímetros a partir do primeiro arame de dilatação. É importante que os dois fios não toque após a inserção. </li><li> Inserir o terceiro fio de prata (solo) no peito inferior ao coração. <ol><li> Use afiada agulha 21 G para tomar um pequeno pedaço de pele (não é necessário para fazer uma incisão ou raspar a pele) e empurre a agulha através da pele. </li><li> Insira fio de prata, como descrito acima e puxe pela pele. </li></ol></li></ol></li><li> Colocar uma pequena quantidade de 37,5 ° C, o óleo mineral estéril sobre os músculos expostos a mantê-los húmidos e puxa a pele sobre o músculo, tanto quanto possível, exposta. </li><li> Injetar 0,5 ml de solução salina por via subcutânea, para ajudar a manter os níveis de fluidos durante as etapas subseqüentes. </li><li> Rolo delicadamente animais para o lado, de modo que a temperatura do corpo pode ser facilmente mantida. </li></ol> 2. Parcial Anestesia Step-down Procedimento (total tempo de ~ 75 min) O seguinte protocolo de anestesia foi aprovado pelo Comitê Institucional Animal Care e Use na Universidade de Duquesne e é consistente com as diretrizes do National Institutes of Health. <ol><li> Imediatamente após a Secção I (acima) é completo, inferior a 1,5% de isoflurano. Segure a este nível para 15 min. </li><li> Baixa isoflurano tal que o animal é anestesiado parcialmente. <ol><li> Menor isoflurano por 0,125% a cada 15 minutos até exposições de animais uma resposta flexão aos pés pitada mas não vocalizar ou não se mover. </li><li> Tipicamente, um nível de 0,8-1,0% de isoflurano é óptimo, no entanto, os níveis podem variar devido a diferenças nas configurações de anestesia. Vocalização e / ou a deambulação são eventos extremamente raros, quando a anestesia é no nível adequado. </li></ol></li></ol> . 3 Electromiograma (EMG) Gravação Durante bexiga Distensão com Pressões Graded (15-75 mmHg) (tempo total - variável, dependendo da experiência) <ol&gt; <li> Setup os seguintes itens para gravação EMG e distensão da bexiga: <ol><li> Instalação de um amplificador, um digitalizador, e software de gravação. Nesta configuração, o digitador tem uma entrada para o amplificador e duas entradas para o regulador de pressão (pressão e insumos marcador estímulo, veja abaixo a seção 3.1.2). Configuração de hardware e software Exact é personalizável (veja a lista de materiais para obter instruções específicas). </li><li> Instalação de um sistema para entregar rajadas específicas de pressão de ar para animal. Este sistema é referido como o &quot;regulador de pressão temporizada&quot; no protocolo seguinte. Ela permite a entrega de pressão automatizado incluindo a digitalização de pressão de ar, controle de comprimento julgamento, automação intervalo inter-julgamento, o controle de número de julgamento, e estímulo sinal digital início (ver 14 Anderson et al. Para esquemática de um regulador de pressão cronometrado). </li></ol></li><li> Conecte todos os cabos de rato (2 fios abdominais + 1 fio terra) para o amplificador eodigitalizador e começar a gravação do sinal EMG em software digitalizador. Observe que o tempo &quot;Write&quot; é selecionado no software digitalizador. </li><li> Retirar uma toalha de papel a partir do cateter na bexiga. Conecte cateter para tubo de ar (a partir de regulador de pressão cronometrado.) </li><li> Entregar um único ensaio de 20 seg a 60 mmHg da pressão distensão. <ol><li> Ajuste o regulador de fluxo para 60 mmHg (pressão de seleção, usando um esfigmomanômetro analógico.) </li><li> Ajustar o regulador de pressão temporizada para proporcionar um intervalo prepressure 20 seg (isto irá ser o sinal de estímulo 2V gravada em software digitalizador) seguido por um impulso de 20 segundos distensão pressão. </li><li> Inicie o julgamento (intervalo prepressure + julgamento distensão pressão). Quando o julgamento real pressão começa, verifique a pressão usando os 3 esfigmomanômetros conectados ao sistema. </li><li> Durante o ensaio de distensão pressão, um forte sinal de EMG (&gt; 0,5 V) devem ser observados durante e depois, eventualmente, a 20 seg distensão. O animal pode apresentar abdomimovimento nal mas o animal não deve vocalizar ou não se mover. Apesar de rara, se forem observados movimentos anormais ou vocalizações, aumentar o nível de isoflurano. </li></ol></li><li> Se o 1 º 60 distensão mmHg produz um sinal de EMG for o caso, repita o passo 3.4 mais duas vezes, com um intervalo entre tentativas de 1-2 min. </li><li> Ao receber sinais fortes a partir dos três ensaios 60 mmHg, execute distensões experimentais. <ol><li> Muitos estudos utilizam distensões graduados a partir de baixa pressão (10-15 mmHg) e trabalhando-se a pressões nocivos (75-80 mmHg) em incrementos de 10-15 mmHg. Veja resultados representativos abaixo, por exemplo traços em diferentes pressões. </li><li> Ensaios típicos incluem um intervalo de 20 segundos prepressure, um ensaio de pressão distensão 20 seg, e um intervalo de 1-2 min entre tentativas. </li><li> Realize três distensões em cada pressão e, em seguida, a média entre as três ensaios (para obter uma única resposta para cada visceromotor pressão). Num método alternativo, perform cinco distensões em cada pressão, descartar os testes de alta e baixa, e, em seguida, calcular a média dos restantes três respostas. </li></ol></li><li> Distensões Uma vez experimentais estão completos, parar a gravação, salvar o arquivo experimento, e sacrificar animais utilizando métodos aprovados. </li></ol> 4. Análise de Traços Raw EMG <ol><li> Análise das respostas visceromotor (ou seja, gravações EMG) são facilmente feito usando o software digitalizador on-board ou através de um programa de terceiros (Lista de Materiais) As instruções a seguir são instruções gerais que poderiam ser usados ​​para analisar esses dados usando vários programas ou utilizando análise manual . </li><li> Para exportar EMG, pressão e dados de sinal de estímulo de software digitalizador faça o seguinte: <ol><li> Abra o arquivo experimental. </li><li> Clique em &quot;Arquivo&quot; &quot;Exportar como&quot;. </li><li> Mude o tipo de arquivo para &quot;texto planilha (. Txt)&quot;, nomeie o arquivo e clique em &quot;Salvar&quot;. </li><li> Na pojanela p-up, mude a taxa de amostragem de saída para &quot;1000&quot;, alterar a hora de início da coleta de dados começou momento e mudar o tempo do fim para &quot;MaxTime ().&quot; Selecione a marcação &quot;saída mudança de tempo caixa para que a primeira linha é um 0.0 sec &quot;e clique em&quot; OK &quot;. </li><li> Os dados agora serão exportados como um arquivo de texto que pode ser aberto em uma variedade de programas. O arquivo deve conter quatro colunas (temporizador, VMR (EMG), de pressão, de estímulo). </li></ol></li><li> Para cada animal experimental testado, execute as seguintes operações matemáticas. <ol><li> Rectificar sinal EMG para o conjunto por meio do cálculo do valor absoluto de cada ponto de tempo de dados inteiros. </li><li> Determinar a resposta EMG média durante a seção do experimento de fundo. </li><li> Subtrair esta média de fundo resposta EMG de todos os pontos de dados corrigida no experimento para obter o fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Para determinar a área sob a curva (AUC) para cada 20 seg préintervalo de pressão no fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Determine a AUC para cada ensaio distensão pressão 20 seg no fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Divida cada AUC julgamento distensão pressão (obtido no passo 4.3.5) pelo menor intervalo prepressure AUC de todo o experimento (obtido no passo 4.3.4.). Essa é a AUC corrigido normalizada e fundo para cada ensaio completo distensão pressão. </li></ol></li><li> Para cada animal experimental, média múltiplos ensaios normalizados de uma única pressão para obter o VMR normalizada em Volts * sec (Vsec). </li><li> Execute as estatísticas apropriadas sobre os dados de acordo com o delineamento experimental. </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States.">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li><li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+in+twin+sisters.">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2012).</li><li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders.">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li><li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction.">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Em humanos, a síndrome de dor cistite / bexiga intersticial (IC / BPS) representa um problema clínico importante, pois os pacientes têm dor debilitante que é muitas vezes insensível à dor tratamento regular de 15. Um dos grandes desafios na compreensão e, finalmente, o tratamento da dor crônica da bexiga é compreender os processos neurais normais que estão envolvidos na resposta à distensão da bexiga nocivo. De modo a ultrapassar este desafio, um modelo animal de dor de bexiga é necessário. Este...

A dor crônica é oficialmente definida como a dor que persiste por cerca de três meses, ou por mais tempo do que o tempo normal de cicatrização do tecido 1. Este tipo de dor é uma das principais razões que as pessoas são levados a procurar atendimento médico 2 e pode custar até 635000000000 dólares dólares anualmente 3. Estratégias de enfrentamento da dor crônica atual são consideradas arcaicas; depois de décadas de avanços médicos, AINEs (medicamentos anti-inflamatórios não-esteróides) e os opióides continuam sendo os tratamentos primários prescritos por médicos. No entanto, estes tratamentos alvo todos os diferentes tipos de dor, da mesma forma, proporcionando efeitos analgésicos em todo o corpo ao invés de focar especificamente sobre a causa desse incidente exata da dor. A fim de melhor ajudar aqueles que sofrem de dor crônica, atenção investigação deve ser deslocado para a etiologia e possíveis tratamentos específicos de dor associada com as causas mais comuns de dor crônica. O objetivo deste manuscript é descrever um modelo usado para entender melhor uma condição conhecida como Síndrome de cistite intersticial / dolorosa bexiga (IC / BPS). IC / BPS é uma condição debilitante que afeta milhões de pessoas, principalmente mulheres com mais de 40 anos de idade 4. As causas exatas do IC / BPS não são conhecidos, no entanto prevalência tem sido associada à genética 5, dietas específicas e altos níveis de estresse 6 . Os sintomas de IC / BPS incluem, mas não estão limitados a: Aumento da urgência para urinar, aumento da frequência urinária, dor, piercings, dor ou ardor durante o enchimento da bexiga e micção, noctúria e 7. Os doentes com estas condições têm níveis mais elevados de estresse e são mais ansiosos 8. Este aumento de resultados de tensão em aumento da dor, o que aumenta os níveis de estresse originais. Estudos têm demonstrado que os níveis de depressão e ansiedade diminuir seguintes tratamentos que aliviam a dor urinário, assim efetivamente rompendo esse ciclo de feedback positivo <sup&gt; 9. Um dos desafios na descoberta de novos tratamentos para o IC / BPS tem sido a escassez de uma compreensão científica básica de dor na bexiga. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, muitos modelos animais têm sido desenvolvidos para imitar a dor e sintomas associados com CI / EPB. Tradicionalmente, a cistite foi recriado em animais com a introdução de vários produtos químicos, tais como o óleo de mostarda, acetona, lipopolissacárido, o ácido clorídrico, e ciclofosfamida na bexiga. No entanto, não agentes estrangeiros estão presentes na urina estéril de pacientes IC / BPS, questionando, assim, a validade desses modelos. Outro modelo murino de dor urológica é a distensão da bexiga urinária (UBD) 10. Neste modelo, o ar comprimido de uma pressão específica é entregue à bexiga de um animal acordado ou levemente anestesiados durante um período de tempo definido. Durante todo o processo, fios no oblíquo músculos abdominais registro atividade elétrica superiordade do músculo (com um electromiograma (EMG)). Esta actividade é conhecido como a resposta visceromotor (VMR) e é medida de confiança, reprodutíveis de nocicepção 10. Similar oco distensão do órgão (por exemplo, bexiga, reto) em voluntários humanos saudáveis ​​produz sentimentos de desconforto e aumentos significativos na dor relatada 11,12, características que são frequentemente utilizados para diagnosticar IC / BPS. Assim, em conjunto com os métodos eléctricos, farmacológicas, e optogenetic de estimulação ou de inibição, UBD é um modelo útil para a compreensão e válido ambos os componentes do sistema nervoso periférico e central de nocicepção e dor na bexiga. Aqui, descrevemos o procedimento para UBD como é usado atualmente em nosso laboratório dentro de membros do sexo feminino da linhagem do rato comum, C57Bl/6J. Devido a dificuldades no processo de cateterismo dos homens, este procedimento é realizado principalmente em ratos fêmeas. Este protocolo foi adaptado a partir do desenvolvido por Ness &lt;em&gt; et al. 10 e publicado anteriormente no nosso laboratório 13. O protocolo seguinte descreve quatro componentes principais deste modelo em animais anestesiados: (1) do cateter vesical e gravação cirurgia eléctrodo (2) indução de anestesia parcial (3) de distensão da bexiga e gravação VMR, e (4) de análise de dados de matérias vestígios VMR / EMG . Diferenças sutis no procedimento UBD-VMR, devido à escolha do organismo, a profundidade da anestesia e indução, ea temperatura do corpo são discutidas abaixo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Aproximadamente 3-8.000.000 de pessoas nos Estados Unidos sofrem de síndrome de cistite / dor na bexiga intersticial (IC / BPS), uma condição debilitante caracterizada pelo aumento da urgência e frequência urinária, bem como noctúria e dor pélvica em geral, especialmente sobre o enchimento da bexiga ou micção. Apesar de anos de investigação, a causa da IC / BPS permanece indefinida e estratégias de tratamento são incapazes de fornecer alívio completo aos pacientes. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, muitos modelos animais têm sido desenvolvidos para imitar a dor e sintomas associados com CI / EPB. Um modelo murino tal é a distensão da bexiga urinária (UBD). Neste modelo, o ar comprimido de uma pressão específica é entregue à bexiga de um animal ligeiramente anestesiado durante um período de tempo definido. Durante todo o processo, os fios nos músculos abdominais oblíquos superior registrar a atividade elétrica do músculo. Esta actividade é conhecido como a resposta visceromotor (VMR) e isa medida confiável e reprodutível de nocicepção. Aqui, descrevemos os passos necessários para executar esta técnica em camundongos, incluindo manipulações cirúrgicas, gravação fisiológica e análise de dados. Com o uso deste modelo, a coordenação entre os neurônios sensoriais primários, secundários aferentes na medula espinhal, e áreas do sistema nervoso central mais elevados envolvidos na dor da bexiga podem ser desvendados. Este conhecimento básico da ciência pode ser então traduzido clinicamente para tratar pacientes que sofrem de CI / EPB.

Uma ilustração da configuração global UBD-VMR pode ser visto na figura 1A. Etapas de pressão crescentes induzir um aumento na VMR bruto (isto é, EMG) (Figura 1B.) A matéria-VMR, pressão, e o sinal do marcador de estímulo que devem ser observados durante a gravação usando software digitalizador pode ser visto na Figura 2. Do canal de topo em vista A Figura 2 é o traçado EMG (em V). O sinal do traço EMG fundo deve ser constante e de...

Watch this Scientific Journal Video about Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice at JoVE.com

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Aproximadamente 3-8.000.000 de pessoas nos Estados Unidos sofrem de síndrome intersticial dor cistite / vesical (IC / BPS), uma condição debilitante caracterizada em parte pela dor pélvica. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, um modelo fisiológico de dor na bexiga urinária é usado em ratinhos e ratos.

Respostas Bexiga Distensão Evocado Visceromotor como um modelo para Bexiga dor em camundongos

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K visualizações.  Duquesne University.  Aproximadamente 3-8.000.000 de pessoas nos Estados Unidos sofrem de síndrome intersticial dor cistite / vesical (IC / BPS), uma condição debilitante caracterizada em parte pela dor pélvica. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, um modelo fisiológico de dor na bexiga urinária é usado em ratinhos e ratos. 

Vídeo: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Injeção do mouse parede da bexiga

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Medicina

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Um modelo ortotópico de câncer de bexiga murino

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

O Uso de cistometria em pequenos roedores: Um Estudo de Chemosensation Bexiga

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Um modelo de tumor de bexiga ortotópico e Avaliação de Tratamento de sarna intravesical

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Um modelo de cancro da bexiga para Ortotópico Gene Estudos de entrega

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Indução de carcinoma da bexiga invasivo de células transicionais em imunológico intacto Humanos MUC1 Ratos transgênicos: um modelo de desenvolvimento Imunoterapia

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Minimamente Invasiva Estabelecimento de murino ortotópico bexiga Xenoenxertos

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

O ciático Nervo cuffing Modelo de Dor Neuropática em Ratos

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Músculo liso da bexiga Faixa Contractility como um método para avaliar do trato urinário inferior Farmacologia

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Avaliação da Eficácia da<em&gt; H. pylori</em&gt; Protein HP-NAP como uma ferramenta terapêutica para o tratamento de cancro da bexiga em um Modelo murino Orthotopic

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...