Gostaríamos de agradecer a Paul Poirier, o produtor de mídia, em Mount Saint Vincent University por seu trabalho em filmagem e edição de uma parte do vídeo deste manuscrito. Reconhecemos a Ciência Natural e do Conselho de Pesquisa em Engenharia do Canadá para financiamento.

Nota: Todas as fontes estão listadas na Tabela 1. 1. Armazenar o frango Embriões <ol><li> Incubar ovos de galinha da estirpe Gallus gallus horizontalmente a 37 o C, com aproximadamente 40% de umidade e virar ovos uma vez ou duas vezes por dia. Voltando ovos é importante para evitar o embrião de aderir a casca do ovo. </li><li> Não para não transformar o ovo no 24 horas antes da criação da cultura de outra forma o embrião será localizado ventral à massa de gema e será danificado ao abrir o ovo no passo 3. Além disso, manter os ovos a 4 o C graus para não mais do que uma semana antes de incubação para o desenvolvimento &quot;parada&quot;, mas isso não é o ideal. </li></ol> 2. Encenação de frango Embriões <ol><li> Fase, os embriões de galinha usando o Hamburger e Hamilton 12 de tabela de representação. O palco ideal para a criação da cultura ex-ovo é HH fase 19-20 (cerca de 3 dias de incubação) because este é logo após a cabeça gira em 53 hpf. Nota: 19-20 HH fase caracteriza-se pelas seguintes características morfológicas: somitos são estendidas para a maioria da cauda, ​​no entanto, a própria extremidade da cauda permanece não segmentada, o botão de cauda está enrolado, o alantóide é pequena e tem vasculatura limitado, as pernas-botões são maiores do que os de asa-botões e os olhos são unpigmented ou têm uma tonalidade acinzentada. </li></ol> 3. Retirar o embrião da Shell <ol><li> Antes de retirar o embrião a partir do shell, pulverizar o shell com etanol 70% e deixe-a secar. Não vire o ovo rapidamente pois isso irá danificar o embrião. </li><li> Tomando cuidado para não alterar a orientação do ovo, cuidadosamente quebrar o ovo no lado inferior (ou seja, o lado que foi ventral durante a incubação) e libertar o embrião para um barco de pesagem estéril (88 x 88 x 23 mm). Limpe pesar barcos com etanol 70%. Inspeccionar o embrião para assegurar que o saco vitelino não está danificado. Se a gema hcomo quebrado, descartar o embrião, como ele não vai sobreviver. </li><li> Observar o embrião para garantir que ele é viável; o coração está batendo, vasculatura parece normal, e não há anormalidades óbvias estão presentes. Certifique-se de que as bordas do barco pesar são secos. </li><li> Usando uma pipeta, gota 40 mL de penicilina / estreptomicina (5000 unidades de penicilina, estreptomicina a 5 mg por ml) na parte superior da albumina para ajudar a prevenir a infecção. </li></ol> 4. Preparar a câmara de umidade <ol><li> Colocar uma pequena pilha de KIM-toalhetes e / ou uma almofada absorvente feita de algodão, no fundo de um recipiente de plástico estéril (12 x 12 x 6 cm) limpa com etanol a 70%. </li><li> Adicione água destilada estéril para umedecer os KIM-toalhetes e / ou algodão (aproximadamente 150 ml de água). </li></ol> 5. Montagem do Ex Cultura Ovo <ol><li> Inserir o barco pesar contendo o embrião no topo da pe de enchimento húmido. Em seguida, coloque a metade de um estéril petri-prato quadrado (9.5 x 9.5 cm) na parte superior do tele pesam barco para formar uma tampa solta. </li><li> Cobrir o recipiente de plástico com a sua tampa. Pressione para baixo dois cantos da tampa, garantindo uma vedação parcial que ainda permite uma boa circulação de ar no interior da câmara. </li><li> Com cuidado, coloque a configuração para o 37 o C incubadora até estágio desejado. </li><li> Coloque recipientes de água na incubadora para ajudar a controlar a humidade, se uma incubadora com humidade controlada não está disponível. Esteriliza-se toda a água nas câmaras de humidade e na incubadora e encher como for necessário durante o período de incubação. 40% de umidade é ideal. </li></ol>

<ol>
	<li>Auerbach, R., Kubai, L., Knighton, D., Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+procedure+for+the+long-term+cultivation+of+chicken+embryos.">A simple procedure for the long-term cultivation of chicken embryos.</a> Dev. Biol. 41, 391-394 (1974).</li><li>Gennaro, L. D., Packard, D. S., Stach, R. W., Wagner, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+differentiation+of+chicken+embryos+in+simplified+shell-less+cultures+under+ordinary+conditions+of+incubation.">Growth and differentiation of chicken embryos in simplified shell-less cultures under ordinary conditions of incubation.</a> Growth. 44, 343-354 (1980).</li><li>Tufan, C. 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I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+ovo+model+for+directly+visualizing+chicken+embryo+development.">Ex ovo model for directly visualizing chicken embryo development.</a> American Biology Teacher. 74 (9), (2012).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> J. Morph. 88, 49-92 (1951).</li><li>Drossopoulou, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+anteroposterior+patterning+of+the+vertebrate+limb+based+on+sequential+long-and+short-range+Shh+signaling+and+Bmp+signaling.">A model for anteroposterior patterning of the vertebrate limb based on sequential long-and short-range Shh signaling and Bmp signaling.</a> Development. , 127-1337 (2000).</li><li>Sys, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+in+ovo+CAM-assay+as+a+xenograft+model+for+sarcoma.">The in ovo CAM-assay as a xenograft model for sarcoma.</a> J. Vis. Exp. (77), e50522 (2013).</li><li>Franz-Odendaal, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+understanding+the+development+of+scleral+ossicles+in+chicken,+Gallus+gallus.">Towards understanding the development of scleral ossicles in chicken, Gallus gallus.</a> Dev. Dyn. 237, 3240-3251 (2008).</li></ol>

Os autores não têm interesses financeiros competitivos em relação às informações apresentadas neste manuscrito.

Ex ovo cultura e de janelas ambos têm vantagens e desafios. Aqui vamos comparar as vantagens e os desafios do isopor cup ex ovo método eo método de janelas para o nosso ex otimizado ovo método mostrado aqui. Nosso método permite a manipulação e fácil observação do embrião de galinha em estágios finais de desenvolvimento e os nossos aperfeiçoamentos da ex tradicional ovo método 1, 2, 3 torná-lo também muito fácil de usar em aulas de gradua?...

Ex ovo culturing has played an important role in the study of development of the chicken1, 2. This culturing method has been used to study neurological diseases, limb development, craniofacial development, and as a model to investigate malformations associated with diabetes 3, 4, 5.
There are many variations to the ex ovo technique. The most common approach is to use a Styrofoam cup6,7,8 or a glass bowl5. In these methods, the cup or bowl is lined with plastic wrap to cradle the embryo, a lid is placed on the cup, and the embryo is then placed in an incubator with appropriate humidity6. This set up however, can be technically challenging. The first challenge is the plastic wrap that is used to cradle the embryo. This wrap is difficult to work with and often does not adhere to the cup very well. To solve this problem, an elastic band is placed around the cup to hold the wrap in place. Despite this, the wrap can still slip, which is fatal to the embryo. The plastic wrap has the potential to tear or get punctured by forceps or needles that may be used during embryo manipulations and observations. Finally, this set-up is not very stable and students can easily knock the cups over. The height of the cups also makes it very difficult to place the embryo under a stereomicroscope, which has a limited objective to stage height. These challenges make it difficult for undergraduate students to work with live chick embryos in teaching labs, such as advanced developmental biology courses. 
The above challenges in the ex ovo method has meant that researchers turn to the windowing method 9,10 to view embryonic chick development. In this technique, a hole or &#8220;window&#8221; is made in the eggshell overlying the embryo. The hole can be re-sealed with tape or wax9 to allow for further embryonic development. Although the windowing method has some advantages, such as the ability to view embryonic development and easy maintenance, this method also has several limitations. The first is that the window needs to be fairly large in order to view the entire embryo (especially at late stages). Secondly, large windows are difficult to seal; an improper seal will lead to sterility and survivability problems. Using molten wax as a sealant adds another inconvenient and messy step to the protocol. Therefore, although the windowing method may be ideal for chick embryos at young stages (HH 11 &#8211; HH 27), viewing the entire embryo at late stages is not easily accomplished. 
Here, we describe an improved and simple ex ovo culturing technique11 that avoids the need for high tech equipment, is easy to handle under a stereomicroscope, gives the embryo enough support to perform microscopic manipulations, and enables researchers to view the growth of the embryo in its entirety well into the later stages of development (up to HH 40-41). With these advances in the ex ovo technique, individuals gain access to a more complete understanding of embryonic development. For instance, growth into later stages allows individuals to observe developmental processes that do not occur until this time point, such as ossification, feather development, and advanced limb and eye development. The entire embryo and extraembryonic membranes and vasculature are clearly visible. More advanced research can also be performed, such as, embryonic manipulations (i.e., implanting beadssoaked in inhibitors or inserting barriers between tissue layers), and researchers are then able to observe the effect of the manipulations in later stage embryos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="658">
	<tbody>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:79px;width:177px;">Penicillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:136px;">Sigma</td>
			<td style="width:152px;">P4458</td>
			<td style="width:192px;">Make small aliquots to avoid freeze/thaw events</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="61" rowspan="3" style="height:61px;width:177px;">Square Petri Dish</td>
			<td rowspan="3" style="width:136px;">N/A</td>
			<td rowspan="3" style="width:152px;">N/A</td>
			<td rowspan="3" style="width:192px;">9.5 cm x 9.5 cm</td>
		</tr>
		<tr height="19">
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:177px;">Weigh Boat</td>
			<td style="width:136px;">Fischer Scientific</td>
			<td align="right" style="width:152px;">8732113</td>
			<td style="width:192px;">88 x 88 x 23 mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:177px;">Ziplock container</td>
			<td style="width:136px;">Ziplock</td>
			<td style="width:152px;">N/A</td>
			<td style="width:192px;">12 cm x 12 cm x 6 cm</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimized ex-ovo culturing of chick embryos to advanced stages of development

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos model organisms, such as the chicken, are often used. The chicken is an excellent model organism due to its low cost and minimal maintenance, however they present observational challenges because they are enclosed in an opaque eggshell. In order to properly view the embryo as it develops, the shell must be windowed or removed. Both windowing and ex ovo techniques have been developed to assist researchers in the study of embryonic development. However, each of the methods has limitations and challenges. Here, we present a simple, optimized ex ovo culture technique for chicken embryos that enables the observation of embryonic development from stage HH 19 into late stages of development (HH 40), when many organs have developed. This technique is easy to adopt in both undergraduate classes and more advanced research laboratories where embryo manipulations are conducted.

Este ex ovo método permite a observação de embriões a partir de estágios iniciais de desenvolvimento (HH 19/20) para estágios finais de desenvolvimento (HH 40-41) (Figura 1A e 1B). Configurando a cultura no HH 19-20 aumenta a capacidade de sobrevivência dos embriões na cultura. Antes do giro (antes de 53 hpf) a capacidade de sobrevivência é muito baixa em cultura e após a etapa 21, o embrião tende a ficar mais para o shell sobre a remoção de modo são obtidas meno...

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Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

Viewing and accessing the chicken embryo during development can be challenging. We have developed an ex ovo method that is simple, cost effective, and can easily be used in a classroom or research setting. This method provides access to the embryo into late stages of embryonic development (HH 40).

Otimizado<em&gt; Ex-ovo</em&gt; A cultura de Chick embriões para estágio avançado de desenvolvimento

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

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