A pesquisa relatada nesta publicação foi apoiada pelo Instituto Nacional de Artrite e Doenças Osteomusculares e de Pele, parte dos Institutos Nacionais de Saúde, sob Award Número R01-AR063084. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva de seus autores e não representam, necessariamente, a posição oficial do National Institutes of Health.

Este protocolo animal foi aprovado e está em conformidade com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pela Animal Care e Use Comitê Institucional (IACUC) no The Ohio State University. Todas as políticas desenvolvidas pelo IACUC locais estão em conformidade com o Guia de Experimentação Animal desenvolvido pela Office of Laboratory Animal Welfare no National Institutes of Health. 1. Anestesia e entubação endotraqueal <ol><li> Autoclave todos os instrumentos e material cirúrgico antes do uso. Usar luvas estéreis de uso único, cirúrgicos em todo o processo. Manter um ambiente estéril durante todo o procedimento. O uso de um campo estéril é sugerido, mas não mostrado no vídeo para permitir a melhor visualização dos pontos anatômicos sobre o mouse. </li><li> Colocar cada ratinho individualmente numa câmara de indução e proporcionar anestesia com 5% de isoflurano e oxigénio com uma taxa de fluxo de 0,4 L / min até que a perda do reflexo de endireitamento e, em seguida, manter the animais com 2% de isoflurano em 100% de oxigénio, com um fluxo de 0,4 L / min por meio de um tubo de cone de protecção ligada ao aparelho de anestesia até que o tubo traqueal está no lugar. A máquina de anestesia de isoflurano utilizada deve ser adequadamente ventilada e equipado com filtros de carvão, para minimizar a exposição do cirurgião aos fumos de isoflurano durante o procedimento. O cone de protecção é notado, mas não mostrado no vídeo para permitir a visualização das manipulações entubar o rato. </li><li> Raspar o peito do animal, com uma máquina de cortar cabelo animal num local diferente do que a plataforma de cirurgia para evitar a contaminação do local da cirurgia. </li><li> Posicione o mouse em decúbito dorsal sobre a plataforma cirurgia para intubação subseqüente. A plataforma simples de espuma de poliestireno pequeno pode servir como uma plataforma operacional. Cobrir a plataforma com uma cortina de pré-esterilizado para proporcionar uma superfície estéril. Colocar uma almofada de aquecimento entre a plataforma e cortina para manter a temperatura corporal dos ratinhos, em Surgicaprocedimentos l. </li><li> Anexar um comprimento de fio de sutura de seda 2-0 de pelo menos 10 cm, para a plataforma com fita adesiva e, em seguida, o laço de sutura em torno dos incisivos superiores frontais. Posicionar o cone em estreita proximidade (2-3 cm) para a borda da plataforma sobre o nariz do rato. Puxe o tenso do mouse e prendê-lo para a plataforma pela cauda com um pedaço de fita. </li><li> Fixar as pernas para os lados do corpo, com fios de fita. É importante que os membros anteriores não são sobrecarregados como isso pode comprometer a respiração. </li><li> Prepare os locais cirúrgicos raspadas com Betadine e álcool antes de as incisões no pescoço e no peito são feitas. </li><li> Coloque a plataforma com a cabeça do rato apontando na direcção do operador. Corte um 0,5 centímetros mediana incisão na pele do colo do útero. Separa-se os lóbulos da glândula da tiróide em sua istmo para expor o músculo da traqueia sternohyoideus onde pode ser vista sob o músculo. </li><li> Retirar a agulha interior de um trocarte de calibre 18 para que ele possa ser utilizado como um intubtubo de ração. A ponta da agulha pode servir como um suporte e um 1 cm de tubo exterior pode servir como o tubo traqueal. </li><li> Segure a língua do rato com uma pinça curva em uma mão e mova-o ligeiramente para cima. Ver a traquéia através da incisão na pele do colo do útero. Use a outra mão para inserir gentilmente o tubo de intubação até que o tubo é visto dentro da traquéia. </li><li> Assim que o tubo está na traqueia, mover as pinças curvas em sentido contrário o tubo e remover rapidamente o interior da agulha. Se o tubo não pode ser inserido na traqueia, o tubo deve ser puxada para fora para evitar a produção de problemas respiratórios. É importante assinalar a ponta do tubo para cima quando se está próximo da garganta, a fim de evitar a inserção do tubo do esófago, em vez de a traqueia. </li></ol> 2. Ventilação e Fixação <ol><li> Providenciar ventilação artificial com um respirador animais ventilação 2% de isoflurano em oxigênio com uma vazão de 0,4 L / min. Use um Y-sha modificadoconector pe para ligar o tubo de intubação com o ventilador. O correto posicionamento do tubo traqueal pode ser confirmado por julgar a expansão torácica simétrica. </li><li> Defina o volume corrente a 260 taxa mL / curso e ventilação é de 130 golpes por minuto, que podem ser ajustados para o peso do corpo de um rato especial, se necessário. </li><li> Retire a fita na cauda e vire suavemente o mouse para colocá-lo em posição de decúbito lateral direito para a cirurgia subseqüente. Use fita adesiva para prender a cauda e as pernas para a plataforma de novo. </li><li> Inserir a sonda rectal para monitorizar a temperatura do corpo e ajustar a almofada de aquecimento para manter a temperatura de cerca de 37 º C. </li><li> Fixe a sonda para a plataforma usando fita. Injetar bupivacaína por via subcutânea no local da incisão para entorpecer a área antes da incisão é feita. </li></ol> 3. Toracotomia <ol><li> Faça uma incisão oblíqua que cerca de 1 cm de comprimento em um site 2 mm da esquerdaesternal na direcção de onde a perna dianteira esquerda encontra o corpo (cerca de 1-2 mm abaixo do local onde a perna e corpo aderir). A veia torácica superficial está perto deste site e da incisão deve ser feita de modo que a extremidade lateral da incisão vai até, mas não cortados em, a veia. </li><li> Cortar embora o músculo torácica para expor as nervuras por baixo. Durante esta etapa de evitar ferimentos acidentais do recipiente. Se o sangramento não ocorrer, usar aplicadores de algodão para evitar qualquer sangramento antes de prosseguir para a próxima etapa 7. </li><li> Visualize as costelas e inflar pulmão através da parede torácica fina e semitransparente. Abrir a cavidade torácica utilizando uma tesoura cirúrgica de fazer uma incisão de 6-8 mm no terceiro espaço intercostal. Esta incisão deve ser um mínimo de 2 mm da borda esternal, onde a artéria torácica interna se encontra. Danos para a artéria irá produzir sangramento pesado que é difícil de controlar. </li><li> Insira os retratores peito caseiras pré-esterilizados into da incisão e puxe de volta para abrir a incisão de modo que é de cerca de 8-10 mm, tendo o cuidado de evitar o pulmão de largura. Os afastadores deve ser ligado à plataforma cirúrgica com pinos. </li><li> Neste ponto, o coração deve ser visível, no entanto, o pulmão ainda cobrir uma parte do coração. Pegue o pericárdio delicadamente com uma pinça curva, puxe-o à parte, e deslize o tecido atrás dos retratores. Durante essa manipulação do pulmão vai levantar para cima e longe do coração. </li></ol> 4. Posicionamento LAD <ol><li> Localize o LAD na superfície do coração através de um microscópio de dissecção. A LAD é executado para baixo a meio da parede do coração a partir de perto da ponta do coração para baixo através do ventrículo esquerdo. O LAD aparece vermelho brilhante e será pulsando fortemente. A veia aqui às vezes é confundido com o LAD, no entanto iluminação adequada pode ajudar a distinguir os dois navios. Se a iluminação é muito clara, pode ser difícil para apreciar a cordiferenças entre os vasos. </li><li> Utilizado um fragmento de bola de algodão estéril com um diâmetro de cerca de 1-2 mm para se preparar o LAD para ligação. Coloque o algodão entre o átrio esquerdo e do ventrículo esquerdo, que vai levantar o átrio esquerdo e ajudar a expor o LAD e esclarecer a sua posição. Se o LAD não pode ser localizado, o fragmento pode ser deslizado em mais de modo que o átrio esquerdo é levantada ainda maior para revelar a aorta onde o LAD origina. </li></ol> 5. LAD Ligadura <ol><li> O posicionamento ideal para a ligadura é de aproximadamente 2 mm mais baixa do que a ponta da aurícula esquerda. O tronco pulmonar pode ser utilizada como um marcador para identificar a aurícula esquerda. Em alternativa, a posição de ligação pode ser visualizado como um ponto de 1-2 mm de distância da ramificação da circunflexa esquerda. Use uma pinça curva para aplicar uma pressão suave em um local imediatamente abaixo do ponto de ligação pretendido. Isto tornará mais fácil de ver a artéria e também vai ajudar a manter o coração no lugare simplificar amarrar a ligadura. Não aplique pressão com a pinça de mais de 5 segundos de cada vez e evitar a compressão do coração, que podem alterar de bombeamento. </li><li> Use uma agulha cônico para passar um fio de seda 6-0 debaixo da LAD, observando com um microscópio de dissecação. Insira a agulha sob a artéria com precisão como a agulha vai entrar na câmara do ventrículo esquerdo se colocado muito profundamente ou danificar o LAD se a agulha é muito raso. Se o rapaz é ferido retire a agulha e sutura do LAD para controlar o sangramento, no entanto, se o sangramento não pode ser controlado, é preferível sacrificar o animal. </li><li> Faça um nó duplo solto com a sutura, deixando um laço de diâmetro 2-3 mm através do qual um 2-3 mm de comprimento pedaço de tubo PE-10 é colocada 8. </li><li> Aperte o laço ao redor da artéria e tubulação em seguida, prenda o laço amarrando um slipknot complementares, tendo cuidado para não danificar a parede do ventrículo. Para ligadura permanente, amarre diretamente o LAD com umnó 9. Confirme a oclusão da LAD, marcando para a aparência de uma cor mais pálida na parede anterior do VE que deve aparecer dentro de poucos segundos após a ligação. </li><li> Retire o afastador e fechar a ferida temporariamente por beliscar a pele, juntamente com uma braçadeira bulldog. O período de tempo que é mantida a isquemia depende do desenho experimental, mas é frequentemente 20, 30, 45 ou 60 min. O rato permanece sobre o ventilador para a duração da oclusão da artéria LAD. </li></ol> 6. Reperfusão <ol><li> Após o período de isquemia remover o clipe de bulldog e inserir os afastadores de peito para expor a ligadura. Desatar o nó e remover o tubo PE-10. Confirme reperfusão, observando um retorno da cor-de-rosa-vermelho da parede anterior do VE após 15-20 segundos. </li><li> Deixar a sutura no lugar se 2% de cloreto de trifenil-tetrazólio (TTC) e coloração com azul será realizada após a reperfusão. Se a coloração não é necessário, a sutura pode be removido. </li><li> O tempo de reperfusão dependerá do desenho experimental, geralmente abrangendo desde 1 h a 24 h. </li></ol> 7. Chest Encerramento e Cuidados Pós-Operatórios <ol><li> Feche a cavidade torácica por costura fechou a incisão no espaço intercostal 3 º com 4-0 fio de seda. É importante que os pulmões são claras da sutura e não ficam presas como o 3 º e 4 º nervuras são suturadas juntas. Enquanto amarrar os nós de sutura é útil para aplicar uma leve pressão no peito com o suporte da agulha para minimizar qualquer sala de ar que pode ser preso na cavidade torácica. </li><li> Feche todas as camadas de músculos, com sutura contínua, usando seda 4-0. Use suturas de nylon para fechar a pele com uma sutura contínua. Alternativamente, a pele pode ser fechada com sutura interrompida. </li><li> Quando a sutura é cessar completo o fluxo de isoflurano, enquanto oxigênio continua a fluir. Uma vez que o mouse se move seus bigodes ou cauda dele, should começar a fazer tentativas de respirar espontaneamente. Retire o mouse do ventilador com o tubo de intubação ainda manteve na traquéia. </li><li> Observar o animal com cuidado até que o mouse retoma um padrão de respiração normal e, em seguida, extubação o mouse. O tubo deve ser removida lentamente, para evitar aspiração de secreções da cavidade oral. </li><li> Confirme o mouse não está em nenhum desconforto respiratório por observá-lo por mais um 3-5 min antes de a voltar a uma gaiola. Se os sinais de desidratação são observados após a cirurgia, fornecer-se a 0,5 ml de solução salina estéril, por injecção intraperitoneal. </li><li> Para analgesia pós-operatória, administrar um analgésico opióide (buprenorfina, 0,1 mg / kg) por via subcutânea (SC) antes de o animal é ambulatorial e, em seguida, fornecer uma dose adicional a cada 4-6 horas para o próximo 24 horas. Verifique os sinais de animais de perigo no 12 horas após a cirurgia. Simulação de infarto do miocárdio com cirurgia sobrevivência requer avaliação da dor e do sofrimento, após a recuperação da surgery. A atual melhor prática aceita é proporcionar analgesia nas primeiras 24 horas após um procedimento invasivo com doses adicionais dadas como garantidas devido à perda de peso ou sinais de dor. Para a ligação permanente, o peso corporal deve ser monitorado diariamente para ajudar a avaliar a recuperação do animal. </li><li> Ibuprofeno (Motrin), um fármaco anti-inflamatório não esteróide (AINE) com anti-inflamatórios, analgésicos e antipirética, ou outros AINEs, pode ser fornecido na água de beber do animal, tal como uma solução de 0,2 mg / mL durante dois dias antes da cirurgia e até a 7 dias após a cirurgia em conjunto com a buprenorfina para gerenciar qualquer dor / sofrimento adicional. </li></ol> 8. Medição de Infarto do Miocárdio Tamanho <ol><li> Anestesiar e entubar o mouse no final do tempo de reperfusão desejado. Corte a pele do tórax na linha média para o xifóide. Abra o abdómen e o diafragma abaixo da caixa torácica e de ambos os lados da linha hemiclaviculares. </li> &lt;li&gt; Expor o coração e, em seguida, re-ligadura LAD no mesmo local. Canular aorta assim 10% Phthalo azul pode ser lentamente injetada diretamente na aorta para manchar o coração para a delimitação da zona isquêmica da zona de não-isquêmica 10. </li><li> Rapidamente extirpar do coração e lave-o em KCl 30 (solução de cloreto de potássio) para cessar o bater do coração e permitir o corte mais consistente. Congele o coração durante pelo menos 4 horas a -20 ° C e cortou o coração em fatias de 1 mm, utilizando uma matriz de coração dispositivo 11 de corte. </li><li> Incubar fatias do coração com 2% de TTC a 37 ° C durante 40 min. A área de infarto é demarcada como área branca ao tecido viável mancha vermelha. </li><li> Corrigir as fatias manchadas com formol a 10% durante a noite, o que ajudará a aumentar o contraste entre a área de infarto e do tecido normal. Fotografar as fatias e calcular a área em risco (AAR), a zona de não-isquêmica e da área de infarto utilizando o software ImageJ. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. Medição dos Níveis de enzima cardíaca Medir a troponina I (TIc) os níveis no soro dos ratinhos por obtenção de sangue da veia porta e, em seguida, isolar o soro por centrifugação. Os níveis séricos de TIc em seguida, são determinadas com um ensaio rápido quantitativa TIc 12.

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	<li>Abarbanell, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+myocardial+and+vascular+injury.">Animal models of myocardial and vascular injury.</a> J Surg Res. 162, 239-249 (2010).</li><li>Gao, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+efficient+model+of+coronary+artery+ligation+and+myocardial+infarction+in+the+mouse.">A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse.</a> Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).</li><li>Virag, J. A., Lust, R. 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Dr. Noé Weisleder é um fundador e Chief Scientific Officer no TRIM-edicine, Inc.

Rato modelos de isquemia-reperfusão do miocárdio são um método eficaz para a pesquisa cardiovascular para simular doença cardíaca aguda ou crônica clínica 13,14. Esforço significativo tem sido aplicada para desenvolver e refinar abordagens cirúrgicas que produzem eventos isquêmicos e danos de reperfusão nos corações de vários tipos de animais diferentes. Embora existam vantagens particulares para o uso de sistemas diferentes animais, o rato tem características que levaram a extensa interesse e...

Os modelos animais de infarto do miocárdio (IM) são importantes na investigação da fisiopatologia complexo de doença isquêmica do coração 1. Isquemia-reperfusão (I / R) lesão é um dos principais contribuintes do dano miocárdico gerado durante MI. A lesão de isquemia inicial produzida por oclusão da circulação coronária pode ser minimizada em pacientes MI pelo uso de angioplastia para restabelecer a perfusão de uma forma atempada. Embora esta intervenção reduziu muito o número de mortes devido a infarto agudo do miocárdio, a restauração do fluxo sanguíneo para a área a presença de isquemia em I / R lesão que leva à morte dos cardiomiócitos. Esta perda de massa do miocárdio contribui para a diminuição do débito cardíaco e da progressão para insuficiência cardíaca. Assim, o estudo dos mecanismos que resultam na morte de cardiomiócitos a partir de I / R lesão é uma importante linha de investigação na pesquisa cardiovascular. Ligadura coronária cirúrgica é uma técnica experimental útil para induzir modelos de MI em vários tipos de animais, including o rato, cão e porco. Publicações em laboratórios diferentes introduziram vários métodos no estabelecimento do modelo de coração de ratos I / R lesão 2,3. A fim de ter uma visão sobre esses mecanismos, devemos ter acesso a modelos animais de confiança que podem reproduzir vários aspectos do MI patologia. O desenvolvimento de tais modelos é também essencial para testar abordagens terapêuticas para o tratamento de infarto do miocárdio e lesão associada I / R. A maioria das técnicas cirúrgicas disponíveis atualmente para simular MI em animais experimentais envolvem dissecção cirúrgica na cavidade torácica para expor a artéria anterior esquerda (LAD) descendente, que depois é obstruído por uma ligadura por período definido no tempo para produzir o evento isquêmico. Em seguida que a ligadura pode ser removida para permitir a reper fusão da área isquémica e geração de I / R lesão. Uma grande limitação destas abordagens em que a posição da literatura sobre a LAD não é sempre reproduzido com precisão, o quepodem dar origem a variações na gravidade da MI induzida por esta abordagem. A maioria das técnicas disponíveis apenas descrito geralmente a localização aproximada da ADA na parede anterior do coração. Como a ramificação ea direcção da ADA pode variar em animais individuais no local, nem sempre é fixo e pode ser facilmente confundida 4,5, conduzindo a potenciais complicações durante a cirurgia 6. As consequências da colocação imprópria da ligadura pode ser executado a partir de variabilidade no tamanho do enfarte induzido no interior do ventrículo esquerdo para comprometer completamente a especificidade do modelo. Aqui apresentamos um método modificado para miocárdio I / R e ligadura permanente em ratos que permite uma maior precisão da colocação da ligadura sobre o LAD. Através da aplicação de métodos específicos para a incisão inicial e esvaziamento interno, bem como a utilização de manipulações para levantar as aurículas para permitir uma melhor apreciação da LAD e o local em que ele emerge da aorta. Estabelecendo aposição sobre a LAD e a sua origem proporciona a oportunidade para ligar o LAD de uma forma reprodutível. Este modelo de enfarte I / R e a ligação permanente, não só diminui a variação no tamanho do enfarte após a cirurgia, mas também pode diminuir a incidência de sangramento excessivo durante a operação.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="845">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:347px;">PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">PS-RT</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Light source</td>
			<td style="width:192px;">Zeiss</td>
			<td style="width:139px;">KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Mouse Heart Slicer Matrix</td>
			<td style="width:192px;">Zivic Miller</td>
			<td style="width:139px;">HSMS001-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Micro Tray - Base, Lid, &#38; Mat (6.0 x 10 x 0.75)</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">6100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride</td>
			<td style="width:192px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex Injectable)</td>
			<td>Reckitt Benkiser Healthcare</td>
			<td>NDC 12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bupivacaine</td>
			<td style="width:192px;">Hospira</td>
			<td>NDC 0409-1163-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>NDC 5260-04-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine Soultion&#160;</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>25655-41-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA</td>
			<td>Kamiya Biomedical Company</td>
			<td>KT-58997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11251-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #3 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Castroviejo Micro Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Slim Elongated Needle Holder</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12005-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Round Handled Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12075-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Omano Trinocular Stereoscope</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">OM99-V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">SB2 Boom Stand with Universal Arm</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Tracheal Tube, 0.5mm, 1/16in Y</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">RSP05T16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals</td>
			<td style="width:192px;">VetEquip, Inc</td>
			<td style="width:139px;">901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">4-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2515N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">6-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2150N</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery

Infarto agudo do miocárdio ou crônica (MI) são eventos cardiovasculares, resultando em altas taxas de morbidade e mortalidade. Estabelecer os mecanismos patológicos no trabalho durante MI e desenvolvimento de abordagens terapêuticas eficazes requer metodologia para simular reproducibly a incidência clínica e refletir as alterações fisiopatológicas associadas ao MI. Aqui, nós descrevemos um método cirúrgico para induzir MI em modelos de rato que pode ser utilizado para a curto prazo de isquemia-reperfusão (I / R), bem como lesões de ligação permanente. A principal vantagem deste método é o de facilitar a localização da artéria descendente anterior esquerda (LAD) para permitir a ligação exacta desta artéria para induzir isquemia no ventrículo esquerdo do coração do rato. Posicionamento preciso da ligadura sobre o LAD aumenta a reprodutibilidade do tamanho do infarto e, portanto, produz resultados mais confiáveis. Maior precisão na colocação da ligadura vai melhorar as abordagens cirúrgicas padrão para simular MI em camundongos, thus reduzir o número de animais experimentais necessárias para estudos estatisticamente relevantes e melhorar a nossa compreensão dos mecanismos que produzem a disfunção cardíaca após IAM. Este modelo do rato de MI também é útil para o teste pré-clínico de tratamentos que visam dano miocárdico seguinte MI.

Após 24 horas de reperfusão, a análise do tamanho do infarto e da área em risco (AAR), por phthalo corante azul e cloreto de trifenil tetrazólio (TTC), ligadura da LAD pode ser confirmada pela observação de branqueamento de tecido do miocárdio distal à sutura bem como disfunção da parede anterior. A reperfusão pode ser verificado pelo retorno da cor vermelha para o tecido do miocárdio e a demonstração de alguma recuperação do anterior movimento da parede. As áreas de infart...

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Nós introduzimos um método cirúrgico para induzir experimental de isquemia / reperfusão (I / R) prejuízo para simular o infarto do miocárdio (MI) em modelos de mouse que permite uma maior clareza no posicionamento da ligadura na artéria descendente anterior esquerda (LAD) para aumentar a reprodutibilidade de experimentos MI em camundongos.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

38.9K visualizações.  The Ohio State University.  Nós introduzimos um método cirúrgico para induzir experimental de isquemia / reperfusão (I / R) prejuízo para simular o infarto do miocárdio (MI) em modelos de mouse que permite uma maior clareza no posicionamento da ligadura na artéria descendente anterior esquerda (LAD) para aumentar a reprodutibilidade de experimentos MI em camundongos. 

Vídeo: A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

A ligação permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda em Ratos: Um Modelo de Remodelação pós-infarto do miocárdio e insuficiência cardíaca

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Medicina

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Um modelo de mouse Retinal isquemia-reperfusão Através elevação da pressão intra-ocular

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by reduced blood supply to the heart, resulting in the loss of oxygen to and the ensuing necrosis of the heart muscle. The MI model has gained popularity for its use as a short-term ischemia-reperfusion model and a long-term permanent ligation model. Below, we describe a reliable method for the permanent ligation of the LAD. With mouse genetic engineering technology becoming more advanced, and with an increasing availability of quality murine surgical instruments, the mouse has become a popular model for MI surgeries. Our surgical model incorporates the use of an easily reversible anesthetic for the rapid recovery of the mouse; a minimally invasive endotracheal intubation without involving a tracheotomy; and a thoracentesis through the original thoracotomy site without creating an additional incision in the chest, as is done in some other methods, to effectively remove excess blood and air from the chest cavity. This method is comparatively less invasive than other methods, which dramatically reduces surgical and post-surgical complications and mortality and improves reproducibility.

Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Murino Descendente Anterior Esquerda (LAD) ligação da artéria coronária: um modelo melhorado e simplificado para Infarto do Miocárdio

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Avaliação da reserva de fluxo coronariano após reperfusão de isquemia miocárdica em ratos

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Entrega intramiocárdica atrasada de células-tronco após lesão de reperfusão de Isquemia em um modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Modelo de Lesão de Isquemia/Reperfusão de Pulmão de Rato em Transplante de Pulmão de Rato: Otimizações para Melhorar os Resultados

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Indução de Infarto do Miocárdio e Lesão de Isquemia-Reperfusão Miocárdica em Camundongos

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Laqueadura da Artéria Coronária Esquerda: Um Modelo Murino Cirúrgico de Infarto do Miocárdio

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...