Agradecemos a Daniel Duerr para o seu conselho sobre a fixação de perfusão-técnica.

1. Indução da anestesia <ol><li> Para a indução com isoflurano, coloque o rato em uma caixa de indução que é ligado ao conjunto de vapor a 3,0% vol e fluxo de oxigénio de 0,5 L / min. </li><li> Após inconsciência é obtido com estímulo tátil não de induzir uma resposta e do membro anterior ou hindlimb reflexo de retirada pedal estar ausente, coloque o mouse em uma mesa de operação com temperatura controlada em decúbito dorsal. Manter a anestesia ao longo de um cone nasal que está ligado ao vapor através da caixa de indução. Reclinar a cabeça, fixando os incisivos superiores com fio de náilon 5-0 para facilitar a intubação. </li><li> Inserir a sonda de temperatura rectal para manter a temperatura corporal a 37 ° C. Fixar as extremidades com fita adesiva. Cruze a perna esquerda sobre a perna direita para abrir o peito esquerdo e expor o coração melhor. </li><li> Aplique o creme depilatório para o pescoço e peito esquerdo. Limpe o creme após 1 minuto. Aplicar iodopovidona para local da peledesinfecção. Injectar a buprenorfina peso corporal 0,05 mg / kg para o alívio da dor, por via subcutânea. </li><li> Faça uma incisão na pele da linha média do pescoço com uma tesoura pequena. Blunt dissecar as glândulas e músculos que cobrem a traqueia. Ligue o ventilador. Configurações do ventilador deve ser ajustada para parâmetros fisiológicos. Nós usamos um Minivent, Hugo Sachs Elektronik, Harvard Apparatus com uma freqüência respiratória de 105/min e um volume corrente de 200 ul. Puxe a língua com uma pinça e suavemente inserir um tubo de metal G 22. Confirmar a intubação pela visualização direta do tubo dentro da traquéia e movimento do tórax. </li><li> Ignorar a caixa de indução por comutação para o lixo tubagem de gás para evitar a contaminação do espaço de laboratório. Ajuste de vapor a 2,0% vol. </li></ol> 2. Toracotomia <ol><li> Faça uma incisão na pele na linha hemiclavicular esquerda. Blunt dissecar o tecido subcutâneo para a axila. Identificar a fronteira do músculo peitoral maior e neutralizar dissecá-lo a partir da p menormusculares debaixo ectoralis. Puxe o músculo peitoral menor para a direita. Você vai ganhar uma visão direta da caixa torácica. </li><li> Identificar e sem rodeios pentetrate 4 º espaço intercostal com pinça. Deixe as pontas das pinças preenchem o espaço intercostal se permitir inserir os afastadores que são ajustadas com bandas de borracha presas à mesa de operação. Você deve ter uma visão clara do coração, incluindo a aurícula esquerda. Esse acesso é geralmente conseguido sem qualquer perda de sangue e, assim, sem a necessidade de coagulação eléctrico. </li></ol> 3. Preparação do Coração <ol><li> Suavemente retire o pericárdio sem ferir o coração. </li><li> Identificar a artéria descendente anterior esquerda (LAD), levantando fora da aurícula esquerda atrial a partir da parede anterior do ventrículo esquerdo. LAD será visto só ao longo de um curso curto hetero com bordas desfocadas e de cor vermelho brilhante, em comparação com as veias. </li></ol> 4. Arterial CoronarianaInstrumentação <ol><li> Preparar uma sutura prolene 8-0 com uma ponta da agulha através da formação de afunilada-lo em forma de U. Passe a agulha através do miocárdio profundo o suficiente debaixo da LAD. </li><li> Cortar a extremidade da agulha de sutura para ter 1 cm de sutura em cada lado. </li><li> Cortaram uma seção de 1 mm PE-10 como um tubo de oclusor impedindo quaisquer cantos afiados. Permitir que a prótese de molho em desinfecção alcoólica e bater para fora antes do uso. Nota: O tubo deve ser de imersão em etanol 100% por 24 horas para esterilizar adequadamente 4. </li><li> Sutura ambas as extremidades por meio da prótese. </li><li> Use um tamanho de 3 agulha de sutura Kalt para guiar tanto sutura extremidades para fora do espaço superior intercostal. </li></ol> 5. Encerramento peito <ol><li> Amarrá a nervura superior e inferior do espaço aberto intercostal, juntamente com uma sutura de prolene 6-0. Antes de fechar o baú que você deve proceder para 5,2. </li><li> Hiperinflacionar os pulmões por alguns ciclos respiratórios para abriraté atelectasia por clampeamento do tubo expiratório. Esta manobra pode também depender do tipo de ventilador que você usa. Defina o volume corrente até 300 ml até o peito está fechado. </li><li> Defina o ventilador volta do volume corrente para 200 ul. </li><li> Amarrá ambas as extremidades da sutura ligadura 8-0 LAD tê-los formar um laço. </li><li> Anexar um ECG. </li><li> Ligue-se os pesos ao lacete 8-0 e deixar os pesos cuidadosamente travar. Você deverá ver uma significativa elevação do segmento ST dentro de algumas batidas de coração. Libertar os pesos. Nota: Estas experiências utilizar um total de 5,5 g de peso, mas o peso pode variar em função da linhagem e do peso corporal de ratos. </li><li> Coloque o circuito em uma bolsa subcutânea e fechamento da pele com 6-0 nó simples. </li><li> Deixe o mouse recuperar após a extubação debaixo de uma lâmpada de aquecimento. </li></ol> 6. Isquemia miocárdica e Reperfusão <ol><li> Após um período de recuperação de pelo menos 5 dias induzir a anestesia com uma mistura de cetamina, xilazinae atropina (4 ml / kg de peso corporal, a cetamina 10 mg / ml, xilazina 2 mg / ml, atropina 0,06 mg / ml, 1. </li><li> Intubar e ventilar com ar ambiente para experimentos de isquemia e reperfusão. </li><li> Abra a pele suturada do peito. Preparar o laço de sutura 8-0. Anexar um ECG. </li><li> Ligue-se os pesos e deixá-los cair. Siga o seu protocolo de isquemia. Assista ECG para dissolução potencial de elevação do segmento ST-2. </li><li> Libertar os pesos no final da isquemia. Feche a pele, extubação o mouse e deixá-lo recuperar. </li></ol> 7. Avaliação tamanho do enfarte com tempo de reperfusão até 3 dias <ol><li> Anestesiar e entubar o mouse no final do tempo de reperfusão desejado. </li><li> Corte a pele do tórax na linha média para o xifóide. Abra o abdômen e cortar o diafragma abaixo da caixa torácica. Cortar o tórax aberto em ambos os lados da linha hemiclavicular. </li><li> Fixar a parede do tórax agitou anterior com uma sutura para ganhar acesso livre para o coração. </li><li> Preparar cuidadosamente o laço de sutura 8-0. Corte o laço e dê um nó para ocluir o LAD. </li><li> Injectar 10% ftalocianina azul para o átrio esquerdo. Para evitar sobrecarga de volume cardíaco, injetar lentamente tingir e aspirar ao longo do tempo. </li><li> Injectar cloreto de potássio para o átrio esquerdo. Isso vai parar o coração em diástole para avaliação igual tamanho do infarto. </li><li> Cortar o coração, deixando o máximo de tecido extracardial quanto possível para facilitar o corte do coração. </li><li> Lavar o coração em solução tampão de fosfato. </li><li> Congelar o coração em azoto líquido e isopentano. Alternativamente, os corações pode ser colocado num congelador até levemente congelado. </li><li> Cortar o coração em fatias de 1 mm. Nós temos um dispositivo de corte feita de lâminas de barbear para cortar o coração em fatias iguais (Figura 4). Assegure-se que o coração está correctamente alinhados para cortar perpendicular ao eixo longo do coração. </li><li> Incubar as fatias em 1,5% de TTC a 37 ° C durante 20 min. Usamos uma placa de 96 poços, ondecada fatia é colocada em um poço. Isso vai poupar TTC e poupar o uso de um filtro Whatman para evitar artefatos. </li><li> Fixe as fatias com formaldeído a 4% durante a noite. Isto irá reduzir as fatias mas melhora o contraste do corante. </li><li> Coloque a fatia numa lâmina de microscópio. Cubra com outro slide. Use 1 espaçadores de metal mm em cada extremidade da lâmina e mantenha as lâminas em conjunto com clipes de papel. </li><li> Tome uma imagem digital a partir de ambos os lados de cada fatia. Sempre use as mesmas configurações e não ampliar para fatias menores. </li><li> Use um software de planimetria. Usamos ImageJ pelo NIH. Sempre use os mesmos critérios para áreas infartadas, por exemplo, apenas áreas em branco são infarto. Áreas brancas rosadas não infartado. Nós cegos investigadores para intervenções e planimetria bem. </li></ol> 8. Preparação Coração alternativa para Histologia <ol><li> Siga os passos 7.1 a 7.2. e proceder a 8,2. Avaliação confiável do infarto com a coloração TTC pode ser feito dentro de 72 horas de reperfusão por causa da retração da cicatriz. </li><li> Prepare-se fora de qualquer tecido extracardial e neutralizar dissecar o timo cobrindo a raiz da aorta. </li><li> Agarre a aorta ascendente com a pinça e cortar o coração com tecido como menos extracardíaco possível. </li><li> Lave e esprema delicadamente o coração em solução cardioplégica. </li><li> Colocar o coração em um prato de p35 cheio com solução cardioplégica. </li><li> Preparar a aorta ascendente. </li><li> Canular a aorta ascendente com uma cânula que é pré-preenchido com formaldeído. Usamos zinco-formalina fixador e uma linha de 24 G iv 3. </li><li> Corte um buraco entre a aurícula esquerda e átrio esquerdo. </li><li> Inserir um cateter G 26 para dentro do átrio esquerdo com um tubo de 16 cm de comprimento ligada a ela. Você também pode usar um tubo PE50. </li><li> Perfundir o coração durante dez minutos com o fixador formalina. </li><li> Colocar o coração em um tubo cheio com o fixador para um máximo de 24 horas a 7 ° C. </li><li> Continue com a preparaçãoparação para histologia / imuno-histoquímica. </li></ol> 9. Os resultados representativos Ligadura da artéria coronária crônica é uma técnica complexa, com várias armadilhas. No entanto, uma vez que é dominado ela pode ser realizada com taxas de mortalidade muito baixos e os resultados altamente fiáveis. Posicionamento ideal dos ratos e de acesso ao coração são cruciais para a identificação bem-sucedida e instrumentação do LAD. A posição da ligadura irá, obviamente, influenciar o tamanho do enfarte, exigindo assim a ter um local de ligação normalizada. Além disso, se ramos septais são afetados isto poderia levar a um bloqueio de ramo em vez de elevação do ST. Sangramento de veias epimiocárdicos ou do ventrículo, se a ligação é muito profundo, pode ocorrer e ratos deve ser excluída se o sangramento é excessivo. Pericard deve ser removido, tão completamente quanto possível. Deixando o Pericard irá agravar empurrando a agulha no myocard para ligação. Além disso, ele irá causar pericardite, eventualmenteinduzir aderências e fará exame histológico difícil. A PE-prótese deve ser tão curto quanto possível, sem quaisquer cantos afiados para minimizar o trauma para myocard. A hiperinflação dos pulmões é absolutamente crucial para evitar pneumotórax hipertensivo após o fechamento do tórax. Não há necessidade de uma drenagem torácica. Ensaios de uma posição correcta da ligadura no tórax aberto, puxando as extremidades de sutura deve ser omitidos porque puxando tensão é difícil de controlar. Se instrumentação da LAD falhar, outras tentativas deve ser evitado porque isto irá adicionar trauma e edema para o miocárdio. A fim de alcançar resultados fiáveis, parâmetros de protocolo deve ser padronizada. Portanto, os ratos são entubados e ventilados com ar ambiente ea temperatura do corpo é rigorosamente controlada com um sistema de realimentação. O uso de pesos de suspensão já foi enfatizado. Outros dispositivos de tracção têm a desvantagem de perda de tensão e não padronizado a tensão de puxar. Isquêmicaprotocolos pré-e pós com múltiplos ciclos de reperfusão e oclusão são mais facilmente realizadas com pesos pendurados, porque eles só precisam de ser levantada e deixar pendurado (Figura 1). Áreas de infarto (branco) deve ser distinguível de áreas de risco (vermelho) e área não menos riscos (azul) (Figura 2A-B). Infarto tamanhos são dependentes duração da isquemia. Tempo de reperfusão deve ser de pelo menos 2 horas para permitir a coloração TTC bem sucedida (Figura 1 e 2). Mais importante ainda, a expressão de citocinas RNA é baixa nos animais operação simulada que tinham todos os procedimentos cirúrgicos, excepto isquemia e reperfusão, em comparação com os animais que foram submetidos a enfarte do miocárdio (Figura 3A-C). <img alt="A Figura 1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> Figura 1. Infartar tamanho em percentagem de área em risco (IS /% AAR). Camundongos submetidos a 30 minutos de isquemia seguido por 120 minutos de reperfusão (I / R, n = 10). IPC: pós-condicionamento isquémico, os ratinhos foram submetidos a 30 minutos de isquemia seguidos por 3 ciclos de reperfusão / oclusão 20 seg cada (n = 6, * indica p &lt;0,05). <img alt="A Figura 2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> Figura 2A. Representante fatia coração TTC-manchado. Branco: área de infarto, Vermelho: área de risco, Azul: não-ocluído área. <img alt="A Figura 2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> Figura 2B. Fatia representativa de uma área (branco) infartado. Note-se que, devido à forma cónica da estreita ventrículo esquerdo para o vértice, a epimyocard aparecerá como área plana e não deve ser considerado para a medição planimétrico (rosa / azul área externa). Vermelho = TTC manchada myocard viável. <img alt="A Figura 3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> Figura 3A. Não houve diferença significativa na minhaocardial TNF-α expressão do mRNA após 30 minutos de isquemia e 120 minutos de reperfusão. n = 4-6 por grupo. <img alt="A Figura 3B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> Figura 3B. Expressão do mRNA do miocárdio IL-1β após 30 minutos de isquemia e 120 minutos de reperfusão (I / R). Não existe diferença significativa entre o controlo (sem cirurgia) e sham operado (não isquemia / reperfusão) grupo. n = 4-6 por grupo, * indica p &lt;0,05. <img alt="A Figura 3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> A Figura 3C. Miocárdica IL-6 a expressão do mRNA após 30 minutos de isquemia e 120 minutos de reperfusão (I / R). Não existe diferença significativa entre o controlo (sem cirurgia) e sham operado (não isquemia / reperfusão) grupo. n = 4-6 por grupo, * indica p &lt;0,05. <img alt="A Figura 4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> A Figura 4A-C. Heart dispositivo de corte. A: fechado com lâminas de barbear em posição de corte. B: vista, aberto lado. C: ponto de vista, aberto da frente. Coração serão alinhados na ranhura do leito de plástico branco com o seu eixo maior perpendicular às lâminas de barbear (seta).

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	<li>Lim, S. Y., Davidson, S. M., Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preconditioning+and+postconditioning:+the+essential+role+of+the+mitochondrial+permeability+transition+pore.">Preconditioning and postconditioning: the essential role of the mitochondrial permeability transition pore.</a> Cardiovasc. Res. 75, 530-535 (2007).</li><li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Hanging+Weight+System+for+Coronary+Artery+Occlusion+in+Mice.">Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice.</a> J. Vis. Exp. (50), e2526 (2011).</li><li>Michael, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+and+remodeling+in+mice:+effect+of+reperfusion.">Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion.</a> Am. J. Physiol. 277, H660-H668 (1999).</li><li>Nossuli, T. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chronic+mouse+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion:+essential+in+cytokine+studies+52.">A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies 52.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 278, H1049-H1055 (2000).</li><li>Irwin, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+expression+and+immunolocalization+of+tumor+necrosis+factor-alpha+in+postinfarction+dysfunctional+myocardium+846.">Tissue expression and immunolocalization of tumor necrosis factor-alpha in postinfarction dysfunctional myocardium 846.</a> Circulation. 99, 1492-1498 (1999).</li><li>Michael, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creatine+kinase+and+phosphorylase+in+cardiac+lymph:+coronary+occlusion+and+reperfusion.">Creatine kinase and phosphorylase in cardiac lymph: coronary occlusion and reperfusion.</a> Am. J. Physiol. 248, 350-359 (1985).</li><li>Tonkovic-Capin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+cardioprotection+by+isoflurane:+role+of+K(ATP)+channels+765.">Delayed cardioprotection by isoflurane: role of K(ATP) channels 765.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 283, H61-H68 (2002).</li><li>Tsutsumi, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+caveolin-3+and+glucose+transporter-4+in+isoflurane-induced+delayed+cardiac+protection.">Role of caveolin-3 and glucose transporter-4 in isoflurane-induced delayed cardiac protection.</a> Anesthesiology. 112, 1136-1145 (2010).</li><li>Benedict, P. E., Benedict, M. B., Su, T. P., Bolling, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opiate+drugs+and+delta-receptor-mediated+myocardial+protection.">Opiate drugs and delta-receptor-mediated myocardial protection.</a> Circulation. 100, II357-II360 (1999).</li><li>Ren, X., Wang, Y., Jones, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TNF-alpha+is+required+for+late+ischemic+preconditioning+but+not+for+remote+preconditioning+of+trauma.">TNF-alpha is required for late ischemic preconditioning but not for remote preconditioning of trauma.</a> J. Surg. Res. 121, 120-129 (2004).</li><li>Andrassy, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-mobility+group+box-1+in+ischemia-reperfusion+injury+of+the+heart.">High-mobility group box-1 in ischemia-reperfusion injury of the heart.</a> Circulation. 117, 3216-3226 (2008).</li><li>Kim, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+heat+shock+protein+60,+cardiac+myocytes,+and+apoptosis.">Extracellular heat shock protein 60, cardiac myocytes, and apoptosis.</a> Circ. Res. 105, 1186-1195 (2009).</li><li>Lin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HSP60+in+heart+failure:+abnormal+distribution+and+role+in+cardiac+myocyte+apoptosis.">HSP60 in heart failure: abnormal distribution and role in cardiac myocyte apoptosis.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 293, 2238-2247 (2007).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nós modificamos um modelo fechado de tórax murino, acessando o coração através de uma toracotomia lateral intercostal esquerdo e levando as suturas LAD no peito esquerdo na linha hemiclavicular. Saindo da caixa torácica óssea intacta irá minimizar o trauma, a necessidade de medicação para a dor, infecção de sítio cirúrgico e assim, facilitar a recuperação. Ao preservar a esquerda da artéria mamífero interna não há necessidade de electrocauterização. Deixamos o laço de sutura no tecido subcutâneo ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Vapor </td><td> Drägerwerk AG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td> Microscópio </td><td> Leica </td><td> M80 </td></tr><tr><td> Fonte de luz </td><td> Schott </td><td> KL 1500 LCD </td></tr><tr><td> Unidade de Controle homeotérmicos Blanket </td><td> Harvard Apparatus </td><td></td></tr><tr><td> MiniVent Tipo 845 </td><td> Hugo Sachs Elektronik </td><td></td></tr><tr><td> 8-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV130-5 6,5 milímetros 3/8C </td></tr><tr><td> 6-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV-1 9,3 milímetros 3/8C </td></tr><tr><td> Kalt agulha de sutura 3 </td><td> FST </td><td> 12050-03 </td></tr><tr><td> Trifeniltetrazólio </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 93145 </td&gt; </tr><tr><td> Phthalo azul </td><td> Heucotech LTD </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

O trauma cirúrgico, por toracotomia de tórax aberto em modelos de ligadura coronária induz uma resposta imune que modifica diferentes mecanismos envolvidos na isquemia e reperfusão. A resposta imune inclui a expressão de citocinas e de libertação ou secreção de ligandos endógenos de inatos receptores imunes. Ativação da imunidade inata pode potencialmente modular tamanho do infarto. Nós modificamos uma já existente modelo fechado de tórax murino usando pesos pendurados que podem ser úteis para o estudo do miocárdio pré-e pós eo papel da imunidade inata na isquemia miocárdica e reperfusão. Este modelo permite animais para se recuperar de trauma cirúrgico antes do início da isquemia do miocárdio. Os anestésicos voláteis foram intensamente estudados e seu efeito de pré-condicionamento para o coração isquémico é bem conhecida. No entanto, este efeito protector impede a sua utilização em modelos de tórax aberto de ligação da artéria coronária. Assim, uma outra vantagem pode ser a utilização de thde e bem controláveis ​​anestésicos voláteis para a instrumentação em um modelo fechado de tórax crônica, uma vez que seu efeito de pré-condicionamento dura até 72 horas. Doenças cardíacas crônicas com isquemia intermitente e modelos de vida são múltiplas outras possíveis aplicações deste modelo. Para o modelo fechado de tórax crônica, ratos intubados e ventilados submetidos a uma toracotomia lateral brusco através do 4 º espaço intercostal. Na sequência de identificação do descendente anterior esquerda uma ligadura é passado por baixo do vaso e ambas as extremidades de sutura são enfiados através de um oclusor. Em seguida, as duas extremidades de sutura são passados ​​através da parede torácica, em espiral para formar um laço e deixado no tecido subcutâneo. Após o encerramento peito e recuperação por 5 dias, os ratos são anestesiados novamente, a pele do peito é reaberto e pesos pendurados são conectados ao circuito sob controle de ECG. No final do protocolo de isquemia / reperfusão, corações podem ser marcadas com TTC para enfarteavaliação do tamanho ou sofrer fixação de perfusão para permitir estudos morfométricos além de histologia e imuno-histoquímica.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

O trauma cirúrgico induz uma resposta inflamatória. As citocinas e ligandos endógenos são conhecidos para modular o tamanho do enfarte do miocárdio após isquemia e reperfusão. Apresentamos um modelo modificado fechado de tórax murino de isquemia e reperfusão utilizando pesos pendurados para minimizar os efeitos de toracotomia.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

a-murine-closed-chest-model-of-myocardial-ischemia-and-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K visualizações.  University of Bonn, Germany. O trauma cirúrgico induz uma resposta inflamatória. As citocinas e ligandos endógenos são conhecidos para modular o tamanho do enfarte do miocárdio após isquemia e reperfusão. Apresentamos um modelo modificado fechado de tórax murino de isquemia e reperfusão utilizando pesos pendurados para minimizar os efeitos de toracotomia.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproducable Paraplegia por Thoracic Aorta Oclusão em um modelo murino de Medula Espinhal A isquemia-reperfusão

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

A confirmação da Isquemia Miocárdica e reperfusão em ratos usando Pad Superfície Eletrocardiografia

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Aprimoramento do modelo de suínos do miocárdio peito fechado pela padronização do tecido e os procedimentos de recolha de amostras de sangue

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Um modelo de peito fechado para induzir a constrição da aorta transversa em ratos

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Avaliação da reserva de fluxo coronariano após reperfusão de isquemia miocárdica em ratos

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Entrega intramiocárdica atrasada de células-tronco após lesão de reperfusão de Isquemia em um modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...