The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Declaração de Ética: estudos de mouse são realizadas com a aprovação da Universidade de Kentucky Animal Care Institucional e Comitê de Uso (IACUC número de protocolo: 2006-0009). Os ratos são sacrificados no término usando um cocktail de sobredosagem de cetamina (~ 210 mg / kg) e xilazina (~ 30 mg / kg). 1. Cálculo do Valor AngII NOTA: Este protocolo utiliza o exemplo de infusão de AngII (1,000 ng / kg / min) durante 4 semanas em 4 receptor de LDL macho - / - ratos alimentados com uma dieta rica em gordura saturada. <ol><li> Pesar estudar camundongos antes de calcular a quantidade de AngII necessário para perfusão. </li><li> Use o modelo (Tabela 1) para calcular a massa AngII necessário para a experiência. Use a &quot;média de bombeamento Rate&quot; indicado na instrução de bombas como a &quot;taxa de bombeamento&quot; no Passo 4 do modelo. No modelo, ficha Passos 1-5 manualmente, e Passos 6-10 são calculados automaticamente. <ol><li> No modelo, assumir queratinhos ganhará 1 g de peso corporal durante a infusão de AngII 1.000 ng / kg / min, durante 4 semanas. NOTA: Cada rato podem ter muito diferente ganho de peso corporal que vai depender de muitas variáveis, tais como a estirpe de ratinhos e dieta. Nós usam rotineiramente &quot;0&quot; ou &quot;1 g&quot; com base em nossa própria experiência de estudos anteriores. </li><li> Calcular um volume total de 300 ul de solução de AngII para cada rato uma vez que cada bomba exige cerca de 250 ul. </li></ol></li></ol> 2. A dissolução de AngII <ol><li> Loja frascos liofilizados AngII a -20 ° C. Equilibrar frascos angii a RT antes da abertura. </li><li> Pesa-se a massa calculada AngII (7,3 mg como mostrados na Tabela 1) para um tubo de plástico estéril. NOTA: Por Merck Index, não usar tubos de vidro para a dissolução uma vez que uma solução aquosa de AngII tem uma forte afinidade para a ligação de vidro. </li><li> Adicionar o volume calculado de solução salina estéril (1,200 μl) no tubo de plástico contendo o liofilizado AngII, boné, e misture bem por inversão até que a solução é clara. </li><li> Números da etiqueta do rato # 1, # 2, # 3 e # 4 em tubos de plástico estéreis individuais com tampas (0,5 - 1,5 ml). Preparar a solução de AngII sob um capuz laminar para cada ratinho com base no peso corporal como calculado no passo 1.2 e Tabela 1. <ol><li> Por exemplo, pipeta 3,6 salina estéril ul no tubo # 1, em seguida, solução AngII 296,4 ul, e misture bem por pipetagem cima e para baixo com cuidado. </li></ol></li><li> Números da etiqueta do rato nos tubos de plástico com tampas (4 ml; estéreis). Estas serão usadas para incubar bombas como descrito no Passo 3,13. </li></ol> 3. Preenchimento osmótica bomba <ol><li> Obter bombas em duas partes distintas: o corpo principal da bomba e o regulador de fluxo (Figura 1). Cada caixa tem 10 corpos de bombas e reguladores de fluxo que são embalados individualmente. Anote o número do lote. NOTA: Use sempreluvas porque os óleos transferidos de mãos para o invólucro exterior de bombas vai afetar adversamente a função de bombeamento. Use luvas estéreis, tubos, gaze, agulha de enchimento, e pesar barcos para preparar as bombas, para evitar o risco de infecção a partir do implante. </li><li> Abra apenas o número de corpos de bomba e moderadores de fluxo necessários para o estudo, uma vez que estes não podem ser armazenados depois de aberto. Se forem necessários mais de 10 bombas, assegurar que os números de lote de as bombas são as mesmas para um estudo, desde bombas de diferentes números de lote diferente tem volume médio de preenchimento e Bomba Rate. </li><li> Pesar cada bomba (incluindo o corpo principal e fluxo moderador), e anotar o peso para 4 casas decimais (por exemplo, 1,1443 g de rato # 1). Este peso, denominado &quot;Peso da bomba vazio&quot; no modelo (Tabela 1), será utilizada para calcular o rácio preenchido. </li><li> Coloque a agulha de enchimento bomba a um 1 cc seringa estéril e cuidadosamente encher a seringa com a solução de AngII do adequadamentenumerados tubo de plástico. É importante evitar a aspiração de ar para dentro da seringa. </li><li> Retirar as bolhas de ar cuidadosamente a partir da seringa, enquanto a agulha está posicionado para baixo. Manter a agulha / seringa nessa posição para evitar a introdução de bolhas no interior da bomba. </li><li> Insira cuidadosamente a agulha de enchimento no corpo da bomba. Avançar a ponta da agulha para dentro da bomba. Não descansar a ponta da agulha firmemente na parte inferior da bomba. </li><li> Empurre o êmbolo da seringa lentamente a encher a bomba com solução AngII. Uma sombra escura no interior da bomba indica o nível de enchimento. O volume de enchimento é de aproximadamente 246 ul, por instruções. </li><li> Pare de encher a bomba e retire cuidadosamente a agulha assim que uma gota de fluido sobe para fora da bomba. </li><li> Insira regulador de fluxo para a bomba através do orifício na parte superior do corpo da bomba até que não haja lacuna é visto entre a cabeça do regulador de fluxo e parte superior do corpo da bomba (Figura 1). </li><li> Inserção de moderatou no corpo da bomba leva a alguma perda de líquido a partir da abertura do regulador de fluxo. Borre com cuidado todo o fluido extra que pode ter vazado durante a colocação de moderadores. </li><li> Pesar bomba cheia. Grave o peso sob &quot;Bomba Peso Cheio&quot; no modelo. </li><li> Calcular taxa de enchimento (%) = (Peso Bomba &quot;cheio&quot; - &quot;vazio&quot;) x 1000 / significam volume de enchimento x 100. <ol><li> Calcular Rácio de enchimento, tal como indicado na Tabela 1. Idealmente, enchendo proporção deve ser igual ou maior do que 100%. Bomba de reabastecimento se a taxa de enchimento é &lt;95% (implicando que as bolhas de ar podem estar presentes na bomba). </li></ol></li><li> Coloque bomba para encher o tubo rotulado ml 4 (Passo 2.5) com a cabeça voltada para cima moderador. Adicionar um volume suficiente de soro fisiológico estéril para cobrir a bomba. Mantenha bomba no tubo de soro fisiológico até a implantação. </li><li> Colocar os tubos em uma incubadora de 37 ºC. Bombas Incubar S / N (pelo menos 12 horas) para permitir a iniciação parcial, e então implantar em ratinhos. Bombaing de AngII começa cerca de 24 horas após o implante, o que permite que os ratos se recuperar de cirurgia antes de qualquer estresse potencial decorrente durante a infusão de AngII. </li></ol> 4. Preparação para a implantação da bomba <ol><li> Autoclave (modo de gravidade, ciclo de seca, 15 min) gaze, compressas de algodão e instrumentos cirúrgicos, incluindo tesouras, pinça hemostática, fórceps, grampos, grampeador e, pelo menos, um dia antes da cirurgia. </li><li> Em uma sala de procedimento, prepare vaporizador de anestesia usando isoflurano. Abra cortinas estéreis em uma câmara de fluxo laminar, e colocar o nariz cone para anestesia isoflurano. Coloque betadine, etanol 70%, água estéril, talão esterilizador, handrub anti-séptico, compressas, gazes, e bombas cheias em uma capa laminar. </li><li> Don uma máscara e vestido, em seguida, abrir uma cortina exterior em uma capa laminar com as mãos limpas. Calçar luvas estéreis e abrir o pacote dentro estéril. </li></ol> 5. Procedimento cirúrgico da Implantação da bomba <ol><li> Colocar o mouse em uma cham induçãober com influxo de isoflurano a uma taxa de fluxo de 1,5 - 2%. Monitorar o mouse para um adicional de 2 - 3 min depois de decúbito. Raspar uma área do tamanho de um quarto, sobre o ombro esquerdo ou direito. </li><li> Coloque o mouse em uma capa laminar, com seu nariz nivelada com um cone conectado à saída de isoflurano (Figura 2A). Coloque a cabeça do rato em direção a mão dominante do cirurgião. Use veterinário pomada nos olhos de ratos para prevenir o ressecamento enquanto sob anestesia. Certifique-se de que o mouse não tem nenhuma resposta a estímulos de dor antes da cirurgia. Por exemplo, a resposta do pedal é um bom indicador para a dor. </li><li> Cotonete e limpe a área raspada com betadine seguido por três toalhetes com álcool 70%. Don ou alterar luvas estéreis. </li><li> Use um bisturi cirúrgico para fazer uma ~ 1 centímetro incisão atrás da orelha sobre o ombro da perna da frente. Esta incisão deve ser perpendicular à cauda. Tenha cuidado para cortar tecidos somente a pele, e não subjacente. </li><li> Segure forceps em uma mão para abrir incisão, e use a outra mão para fazer um túnel subcutâneo sob a pele usando uma pinça hemostática (Figura 2B). </li><li> Avançar ponta hemostat em direção à cauda, ​​e criar um bolso para bomba. Isto é conseguido através da abertura cuidadosamente as maxilas da pinça hemostática sob a pele a abrir-se uma bolsa. Retirar a pinça hemostática de incisão. </li><li> Inserir bomba dentro da incisão com o moderador cabeça posicionada na parte traseira do rato (Figura 2C). Empurre a bomba completamente no bolso. Deve haver espaço livre suficiente para fechar a ferida sem tensão ou estiramento da pele. </li><li> Uma vez que uma bomba foi inserido, firmemente apertar ambos os lados da incisão, ajeitando para que as bordas se encontram, e colocar 1 ou 2 grampos de sutura para fechar (Figura 2D). Inspeccionar o local de incisão para assegurar que não há fecho completo da ferida, e que a bomba não está a pressionar directamente no local. </li><li> Aplique o creme de lidocaína tópica(4% p / p) com um rato swab.Remove algodão limpo a partir do cone do nariz, e coloque-o sobre uma almofada de aquecimento até que ele recupere a consciência. Após a recuperação, o rato é devolvido à sua gaiola. </li><li> Coloque instrumentos cirúrgicos em um esterilizador talão para 10 segundos entre camundongos. Permitir instrumentos para esfriar antes de usar. Luvas limpas com anti-séptico handrub entre ratos. Monitorar todos os ratos até que a recuperação esteja completa. </li><li> Monitorar ratos de perto após a cirurgia. Injetar um bolus de solução salina estéril (0,2 - 0,3 ml) por via subcutânea, se um rato mostra sinais de sofrimento, desidratação ou perda de peso aparente. Observar ratinhos, pelo menos, duas vezes por dia durante os primeiros 10 dias, e, pelo menos, uma vez todos os dias posteriormente. Executar uma necropsia imediatamente se algum ratos morrerem durante a infusão de AngII. Remover clips ferida entre 7 - 14 dias após a cirurgia. </li></ol> 6. colheita, Reparação, Limpeza, e imagem das aortas <ol><li> Cortar abrir o tórax do mouse e cavidades abdominal ventral, corte opeN átrio direito, perfundir com soro fisiológico através do ventrículo esquerdo do coração para remover o sangue na aorta, e em seguida a colheita da aorta 27. </li><li> Coloque aortas colhidas em tubos de plástico contendo pelo menos 3 ml de paraformaldeído a 4% ou 10% de formol neutro tamponado para 24-48 horas 27. </li><li> Remova cuidadosamente tecidos adventícios. Aorta Pin em cera preta com alfinetes. Adquirir imagens da aorta com a mesma ampliação. Incluir uma régua em cada imagem para calibração, conforme mostrado na Figura 3. </li></ol> 7. En rosto por imagem das aortas <ol><li> Corte aorta aberta longitudinalmente através da curvatura externa e interna do arco aórtico, e cortar ramos principais abertos, incluindo inominada, artéria carótida esquerda e artéria subclávia esquerda. Pin aorta plano com adventícia exterior, que ao lado da cera negra. </li><li> Adquirir en retrato face da superfície da íntima da aorta com a mesma ampliação. Incluir uma régua em cada imagem para calibração, como a mostraN na Figura 4. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

A publicação deste artigo é patrocinado pela Alzet.

Bombas osmóticas entrega AngII por via subcutânea é uma abordagem de rotina para indução de aneurismas da aorta em ratos. Com base em dados a partir de vários laboratórios, foram descobertas consistentes que este é um método de confiança e reprodutível para estudar tanto AAA TAA 3,4 e 22-26 em ratos. Portanto, este modelo do rato é considerado um modelo que recapitula vários recursos de aneurismas da aorta humanos e fornece insights mecanicistas para essas doenças devastadoras. Embora o envelhecimento é um fator de risco para AAAs em seres humanos, não foi estudado sistematicamente para AAAs induzidas por AngII em camundongos. No entanto, verifica-se a incidência e gravidade dos AAA induzidas por AngII são semelhantes em ratos com a idade de 8 - 48 semanas 4,5,7. Atualmente, existem apenas alguns estudos que relatam TAAs induzidas por AngII em camundongos com a idade de 8 - 24 semanas 22-26, que não apresentaram diferenças relacionadas com a idade ao nível de formação TAA. Camundongos fêmeas têm uma incidência muito menor de AAAs do que camundongos machos infundidos com AngII 4,28. Também é importante notar que a incidência de induzida por AngII AAAs é muito maior em hiper do que os ratos normo-cholesterolemic, o que é mais do que 50% versus menos de 30%, respectivamente. Além disso, ruptura da aorta é freqüente (aproximadamente 10-30%) em ambos os ratos normo e hipercolesterolêmicos durante a infusão de AngII. A infusão de AngII a uma taxa de 1.000 ng / kg / min em ratos com hipercolesterolemia, tais como o receptor de LDL - / - ratos alimentados com uma dieta ocidental ou apolipoproteína (apoE) - / - ratos alimentados com uma dieta normal ou Western, tem efeitos máximos sobre AAA desenvolvimento 3,4,29. Esta taxa de infusão é óptimo para um estudo no qual a manipulação de um gene de interesse em ratinhos hipercolesterolémicos é esperado para reduzir AAA. Se uma manipulação em ratinhos hipercolesterolémicos é esperado para aumentar AAA, recomenda-se a infundir AngII a uma taxa de 500 ng / kg / min ou inferior 30. Em contraste com AAA, não há demonstraçãonstrated associação entre o sexo masculino ou hipercolesterolemia e induzida por AngII TAAs 25. No entanto, de forma semelhante ao AAA, se a manipulação de um gene de interesse é esperado para aumentar TAAs, recomenda-se uma taxa de infusão menor do que 1000 ng / kg / min durante a infusão AngII. Também é importante saber que a incidência e gravidade dos aneurismas da aorta induzida por Ang II variam entre ratinhos individuais e entre estudos. Se os ratos não desenvolvem aneurismas da aorta, uma possibilidade potencial é que AngII pode não ter sido entregue com sucesso em camundongos. Para a validação de uma elevada taxa de infusão de AngII, tal como 1,000 ng / kg / min, medição da pressão arterial é recomendada antes de, e durante, a infusão de AngII usando um método de cauda-manguito não-invasivo 31. AngII infusão a uma taxa de 1.000 ng / kg / min aumenta a pressão arterial sistólica nos ratos. Além disso, as concentrações plasmáticas de renina pode ser medida durante a infusão de AngII ou no término desde AngII tem um feedback negativo sobre rsecreção enin. Portanto, a infusão de AngII leva a reduções nas concentrações de renina plasma. Se um rato infundido com AngII não tem patologias aparentes aórtica, sem aumento da pressão arterial, e sem diminuição da concentração plasmática da renina, isso indicaria que AngII não foi entregue de forma eficiente através da mini-bomba osmótica implantado. Nós recomendamos de remover este rato do estudo. Também é importante notar que alguns ratos não desenvolvem aneurismas da aorta, apesar de aumento das pressões arterial sistólica e diminuição das concentrações plasmáticas de renina. Estes ratinhos devem permanecer no estudo. Em resumo, a infusão de AngII é conseguido por implantação subcutânea utilizando bombas osmóticas para induzir aneurismas da aorta em ratos. Este método proporciona a AngII constantemente a uma taxa definida para durações designados que são usados ​​para estudar ambos AAA e TAA.

Aneurismas da aorta apresentam expansão luminal permanente da aorta que prenuncia ruptura e normalmente leva à morte. Esta doença ocorre em ambas as regiões da aorta abdominal e torácica, que são denominados como aneurismas da aorta abdominal (AAA) e aneurismas da aorta torácica (AAT), respectivamente. Devido a uma compreensão incompleta dos mecanismos moleculares e processos patofisiológicos, não existe uma terapia médica comprovada que pode evitar expansão ou ruptura de qualquer um dos tipos de aneurismas aórticos. Uma vez que é difícil de adquirir amostras de pacientes e realizar experiências em seres humanos directamente, concentrando-se em pesquisas que define mecanismos dos AAA tem sido frequentemente extrapoladas a partir de modelos animais. Um modelo animal frequentemente utilizado consiste infusão subcutânea de angiotensina II (AngII) em ratinhos. Em comparação com outras abordagens cirúrgicas para induzir AAAs em ratinhos, tais como elastase perfusão intra-aórtico ou aplicação peri-aórtico de cloreto de cálcio que requerem laparotomia 1,2, este metod não requerem a entrada na cavidade do corpo e requer perícia cirúrgica mínimo 3,4. Infusão subcutânea de AngII através de bombas osmóticos para induzir AAAs foi inicialmente relatada em baixa densidade lipoproteína receptor (LDL) - / - ratos alimentados com uma dieta rica em gordura saturada 3, e, posteriormente, em apoE - / - ratos alimentados com uma dieta normal de laboratório 4. Muitos estudos recentes também demonstraram que AngII induz AAAs em ratos normolipidêmicos 5-7. A abordagem de infusão de AngII foi aplicado para induzir AAA e explorar os mecanismos moleculares, bem como o desenvolvimento de estratégias terapêuticas potenciais (por exemplo, 5-15) uma vez que este modelo recapitula muitas características observadas em AAA humanos. Por exemplo, fatores de risco de AAAs humanos, como o tabagismo, o envelhecimento e gênero masculino também aumentar AAAs induzidas por AngII em ratos 16,17. A associação de hipercolesterolemia com AAAs em seres humanos requer esclarecimentos. No entanto, tem seren consistente que a hipercolesterolemia aumenta AngII-induzida em camundongos AAAs 18. Patologias de AAAs induzidas por AngII em camundongos são muito heterogénea e são caracterizados por uma profunda infiltração de macrófagos, a degradação do colágeno, formação trombótica e resolução, e neovascularização 19-21. Em contraste com a localização da aorta infra-renal mais comum dos AAA em seres humanos, AngII-AAA induzida em ratinhos ocorrer na região supra-renal da aorta. Outra característica onipresente de induzida por AngII AAAs é a ruptura medial transmural, levando a trombose transmural. Não está claro se a ruptura transmural elastina ocorre em seres humanos desde o desenvolvimento patológico de AAAs em humanos não foi estudado exclusivamente devido à falta de tecidos aneurismáticas de fases anteriores. Infusão AngII em ratinhos conduz também a uma profunda expansão da região torácica da aorta, que é predominantemente restrita à aorta ascendente, que é a região mais comum nos seres humanos para TAAs <sup&gt; 19,22-26. Semelhante a AAAs induzidas por AngII, TAAs induzida durante a infusão de AngII também recapitular muitas características de TAAs humano 25. No entanto, em contraste com AAA induzidas por AngII, TAAs induzidas por AngII não estão associadas com hipercolesterolemia e não têm diferenças de género. O objectivo global da infusão subcutânea em ratos AngII é estudar características patológicas e mecanismos moleculares de AAAs e TAAs.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Angiotensin II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1705</td>
			<td>compound used to induce aortic aneurysms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alzet Osmotic Pumps</td>
			<td>DURECT Corporation</td>
			<td>Alzet Model 2004</td>
			<td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &#62; 20 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturated fat-enriched diet</td>
			<td>Harlan Teklad</td>
			<td>TD.88137</td>
			<td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Os 4 receptor de LDL macho - / - ratos descritos na secção protocolo foram sacrificados após 4 semanas de infusão AngII. Aortas foram recolhidas, limpas, e fotografada para visualizar dilatações da aorta. Como mostrado na Figura 3, as aortas têm várias características diferentes, incluindo a expansão da região supra-renal (AAAS; Figura 3A), a expansão da região ascendente (TAAs; Figura 3B), ou a expansão de ambas as regiões (presença de ambos AAA e TAA; Figura 3C), enquanto que a morfologia de um rato foi grosseiramente normal (Figura 3D). A dilatação da aorta abdominal é quantificada através da medição da largura máxima ex vivo da região supra-renal, como ilustrado pela linha a vermelho na Figura 3A. Para medir a dilatação da aorta ascendente, as aortas foram cortadas aberta e fixada, conforme mostrado na Figura 4. A área de superfície da intima foi medido na região da aorta ascendente (área rodeada por The as linhas vermelhas na Figura 4A) para quantificar TAAs. Uma régua foi incluído em cada imagem para normalizar as medições, como mostrado em ambas as Figuras 3 e 4. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . Figura 1. Imagem representativa de bomba osmótica cheia Cada bomba contém duas partes: um corpo principal e um regulador de fluxo. Depois de encher o corpo de bomba com AngII, o regulador de fluxo é inserido para vedar a bomba. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> Figura 2. Processo de cirurgia de implantação da bomba (A) do rato é colocado numa campânula laminar com um cone de nariz que é continuamente libertar isoflurano e oxigénio.; (B) uma pinça hemostática linear é inserido na incisão na pele para formar um túnel subcutâneo; (C) da bomba é inserido através da<html> incisão na pele suavemente; (D) A incisão na pele é grampeado após a inserção da bomba. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> Figura 3. imagens aórtica (ex vivo) a partir de murganhos sujeitos a infusão com AngII AngII 1.000 ng / kg / min foi infundido em receptor de LDL macho -. / - Ratos, durante 28 dias. (A) AAA acompanhada por trombose; A linha a vermelho (2,05 mm) mostra a medição da largura máxima da aorta na região supra-renal. (B) dilatação da aorta ascendente (TAA) com aorta abdominal grosseiramente normal; (C) dilatações profundas, tanto na aorta ascendente e regiões supra-renais (TAAs e AAAS); (D) aorta grosseiramente normal, sem dilatação aparente de ascendente ou região da aorta supra-renal. 4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. En imagens de face de regiões da aorta torácica de ratos infundidos com AngII angii 1.000 ng / kg / min foi infundida no receptor LDL masculino -. / - Ratos por 28 dias. Superfície contornado por uma linha vermelha representa a região da aorta ascendente, incluindo parte do arco aórtico. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> Dose requerida </td><td></td><td> 1000 </td><td colspan="2"> ng / kg / min </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td colspan="3"> Comece o peso corporal (o maior mouse) </td><td> 24,8 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> Ganho de peso corporal total estimado </td><td> 1 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> Taxa de bombeamento </td><td></td><td></td><td> 0,25 </td><td> uL / hr </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td colspan="2"> Number de murganhos </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="2"> Dose por hora para animais </td><td></td><td> 1518 </td><td> ng </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Conc necessário </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> ng / ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> Para 300 solução ul </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> mg / 300 ul </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> Solução necessária </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> Total de AngII (mg) </td><td></td><td> 7.3 </td><td> mg </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10 </td><td colspan="2"> Dissolvido em solução salina &amp;# 160; </td><td></td><td> 1200 </td><td> ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rato </td><td> Peso corporal </td><td> Factor de diluição </td><td colspan="2"> Volume (uL) </td><td colspan="2"> Bomba Peso (g) </td><td> Rácio preenchido </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salina </td><td> Vazio </td><td> Preenchidas </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0,9 </td><td> 278.2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0,9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> Factor de diluição = peso do corpo do rato peso / corpo do rato maior </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Rato </td><td> Peso corporal </td><td> Factor de diluição </td><td colspan="2"> Volume (uL) </td><td colspan="2"> Bomba Peso (g) </td><td> Rácio preenchido </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salina </td><td> Vazio </td><td> Preenchidas </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0,9 </td><td> 278.2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0,9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Tabela 1: Cálculo para a infusão de 28 dias por meio de bombas osmóticas.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

A implantação subcutânea de bombas osmóticas fornece uma abordagem conveniente para administração prolongada e constante de compostos. Esta abordagem tem sido amplamente utilizado para estudar ambos os aneurismas aórticos torácicos e abdominais em ratos.

Subcutânea perfusão de angiotensina II usando osmótica Bombas Induz aneurismas da aorta em ratos

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

36.7K visualizações.  University of Kentucky.  A implantação subcutânea de bombas osmóticas fornece uma abordagem conveniente para administração prolongada e constante de compostos. Esta abordagem tem sido amplamente utilizado para estudar ambos os aneurismas aórticos torácicos e abdominais em ratos. 

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Transplante ortotópico de aorta em camundongos para o Estudo da Doença Vascular

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Medicina

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Geração de subcutânea e intra-hepática Humanos carcinoma hepatocelular Xenoenxertos em Immunodeficient Ratos

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound and aortic blood pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is raised then lowered incrementally by intravenous infusion of vasoactive drugs phenylephrine and sodium nitroprusside. Aortic diameter is measured for each pressure step to characterize the pressure-diameter relationship of the ascending aorta. Stiffness indices derived from the pressure-diameter relationship can be calculated from the data collected. Calculation of arterial compliance is described in this protocol.
This technique can be used to investigate mechanisms underlying increased aortic stiffness associated with cardiovascular disease and aging. The technique produces a physiologically relevant measure of stiffness compared to ex vivo approaches because physiological influences on aortic stiffness are incorporated in the measurement. The primary limitation of this technique is the measurement error introduced from the movement of the aorta during the cardiac cycle. This motion can be compensated by adjusting the location of the probe with the aortic movement as well as making multiple measurements of the aortic pressure-diameter relationship and expanding the experimental group size.

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Medição da aorta ascendente Rigidez<em&gt; In Vivo</em&gt; Em ratos usando ultra-som

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It is well established that synapse loss and ensuing neurodegeneration are the best predictors for memory impairments in AD. Latest studies have emphasized the neurotoxic role of soluble amyloid-beta oligomers (A&#946;o) that begin to accumulate in the human brain approximately 10 to 15 yr before the clinical symptoms become apparent. Many reports indicate that soluble A&#946;o correlate with memory deficits in AD models and humans. The A&#946;o-induced neurodegeneration observed in neuronal and brain slice cultures has been more challenging to reproduce in many animal models. The model of repeated A&#946;o infusions shown here overcome this issue and allow addressing two key domains for developing new disease modifying therapies: identify biological markers to diagnose early AD, and determine the molecular mechanisms underpinning A&#946;o-induced memory deficits at the onset of AD. Since soluble A&#946;o aggregate relatively fast into insoluble A&#946; fibrils that correlate poorly with the clinical state of patients, soluble A&#946;o are prepared freshly and injected once per day during six days to produce marked cell death in the hippocampus. We used cannula specially design for simultaneous infusions of A&#946;o and continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps. This innovative in vivo method can now be used in preclinical studies to validate the efficiency of new AD therapies that might prevent the deposition and neurotoxicity of A&#946;o in pre-dementia patients.

To study the effects of A&#946;o in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble A&#946;o coupled with continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of A&#946;o.

Neurodegeneração em um modelo animal de Chronic beta-amilóide Oligï¿½ero Infusion é contrariada pelo anticorpo Tratamento infundido com bombas osmóticas

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimamente Invasiva transversal aórtica constrição em Ratos

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Um modelo de peito fechado para induzir a constrição da aorta transversa em ratos

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Improved Registration of 3D CT Angiography with X-ray Fluoroscopy for Image Fusion During Transcatheter Aortic Valve Implantation

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to facilitate anatomical guidance is of huge interest for complex cardiac interventions like TAVI procedures with cerebral protection. Co-registration of CTA and XR has been introduced either based on additional intraoperative non-/contrast-enhanced cone-beam computed tomography (CBCT) or two separate aortograms. With the related increase of radiation exposure and/or contrast agent (CA) dose, a potential additional risk for the patient is introduced. Here, we propose a modified co-registration approach making use of arteriograms of the iliofemoral arteries, routinely performed during the femoral puncture and sheath introduction. On-the-fly refinement of the co-registration during the on-going procedure enables accurate co-registration without any additional angiograms, thus reducing CA, XR dose and procedure time, while simultaneously improving operator confidence and procedure safety.

The aim of this study was to improve the co-registration for image fusion (IF) of pre-interventional CT data with real-time x-ray (XR) fluoroscopy during transfemoral transcatheter aortic valve implantation (TAVI).

Melhorou o registo de 3D CT angiografia com fluoroscopia de raio-x para fusão de imagem durante a implantação de válvula aórtica percutânea

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to ...

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and pharmacological information regarding the electrocardiogram. However, making electrocardiogram measurements in small animals in vivo, such as mice, has been challenging. To this end, we used an electrocardiogram recording method in anesthetized mice with many advantages: it is a technically simple procedure, is inexpensive, has short measuring time, and is affordable, even in young mice. Despite the limitations with using anesthesia, comparisons between control and experimental groups can be performed with enhanced sensitivity. We treated mice with agonists and antagonists of the autonomic nervous system to determine the validity of this protocol and compared our results with previous reports. Our ECG protocol detected increased heart rates and QTc intervals on treatment with atropine, decreased heart rates and QTc intervals after carbachol treatment, and higher heart rates and QTc intervals with isoprenaline but did not note any change in ECG parameters on administration of propranolol. These results are supported by previous reports, confirming the reliability of this ECG protocol. Thus, this method can be used as a screening approach to making ECG measurements that otherwise would not be attempted due to high cost and technical difficulties.

We present an ECG protocol that is technically easy, inexpensive, fast, and affordable in small mice, and can be performed with enhanced sensitivity. We suggest this method as a screening approach for studying pharmacological agents, genetic modifications, and disease models in mice.

Gravações de eletrocardiograma em camundongos anestesiados usando chumbo II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and ...

The Intra-Aortic Balloon Pump

Cardiogenic shock remains one of the most challenging clinical syndromes in modern medicine. Mechanical support is being increasingly used in the management of cardiogenic shock. Intra-aortic balloon pump (IABP) is one of the earliest and most widely used types of mechanical circulatory support. The device acts by external counterpulsation and uses systolic unloading and diastolic augmentation of aortic pressure to improve hemodynamics. Although IABP provides less hemodynamic support when compared with newer mechanical circulatory support devices, it can still be the mechanical support device of choice in appropriate situations because of its relative simplicity of insertion and removal, need for smaller size vascular access and better safety profile. In this review, we discuss the equipment, procedural and technical aspects, hemodynamic effects, indications, evidence, current status and recent advances in the use of IABP in cardiogenic shock.

We describe the steps for the percutaneous implantation of the intra-aortic balloon pump (IABP), a mechanical circulatory support device. It acts by counterpulsation, inflating at the onset of diastole, augmenting diastolic aortic pressure and improving coronary blood flow and systemic perfusion, and deflating before systole, reducing left ventricular afterload.

A Bomba de Balão Intra-Aórtico

Cardiogenic shock remains one of the most challenging clinical syndromes in modern medicine. Mechanical support is being increasingly used in the ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Minimizando o sangramento da veia do portal pós-infusão durante o transplante de ilhotas intrahápticas em camundongos

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...