This work was supported by a National Heart, Lung, and Blood Institute grant 1RO1-HL-105296-01 (to D.E. Berkowitz) and an Australian Research Council Grant DP110101134 (to A. Avolio).

Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Uso e Cuidado Animal Institucional da Universidade Johns Hopkins. 1. Preparação de Soluções, Materiais e animal <ol><li> Prepara-se uma solução / ml 300 ug de fenilefrina (PE) e 300 ug / ml, solução de nitroprussiato de sódio (SNP) em 0,9% de solução salina. Prepara-se uma solução de heparina-solução salina separado por mistura de 1 mL de 1.000 U / ml de heparina em 10 ml de solução salina a 0,9%. NOTA: Os medicamentos devem estar em temperatura ambiente antes do uso. </li><li> Faça o cateter para a infusão de drogas intravenosas de dois 30 G x ½ &quot;agulhas hipodérmicas e PE 10 tubos de polietileno. Para fazer com que o cateter, inserir uma agulha numa extremidade do tubo. Remover a parte da agulha da outra agulha hipodérmica e inserir a extremidade cega na outra extremidade do tubo. Anexar o cateter a uma seringa de 1 ml e preencher o cateter com a solução de heparina-solução salina. </li><li> Colocar o mouse na indução da anestesia câmara containing 2-2,5% de isoflurano em 100% de oxigênio. Deixe o mouse na câmara de indução até que ele não responde a estímulos externos. </li><li> Retire o rato da câmara de indução e colocá-lo no bloco de eletrocardiograma aquecida (ECG). Manter o animal em 2% de isoflurano. </li><li> Aplicar pomada veterinário ou solução salina para os olhos do animal para evitar a secura durante o procedimento. </li></ol> 2. A inserção de um cateter dentro da veia da cauda <ol><li> Uma vez que as veias da cauda estão localizados lateralmente em ambos os lados da cauda, ​​deve colocar o animal no seu lado para um melhor acesso. Fixe o mouse sobre o bloco de ECG com fita adesiva. Certifique-se de que o animal é mantido quente para promover a vasodilatação das veias da cauda. </li><li> Utilizar um pedaço de tubo de silastic como um torniquete, o torniquete laço em torno da base da cauda. Amarre o garrote apertado o suficiente para fechar as veias, mas não o suficiente para cortar a circulação arterial. Depois de 2-3 min, a veia deve ser empurrada para fora e se tornam mais visíveis. </li><li> Puxe delicadamente a cauda esticada. Dobre a cauda em um ângulo com uma mão e segure a agulha paralela à cauda com o outro. Pierce da agulha onde a cauda é dobrada através da pele para dentro da veia. O sangue irá empurrar para trás para dentro do cateter, se a agulha é inserida na veia. </li><li> Coloque uma gota de cola de tecidos em que a agulha é inserida para proteger o cateter. Retire o torniquete e confirmar a permeabilidade através da injeção de solução salina com pouca resistência. </li></ol> 3. A inserção do cateter de pressão arterial através artéria femoral <ol><li> Posicionar o cateter de pressão para uma seringa de 30 ml cheia com água destilada e conectar o cateter para a unidade de controlo de pressão. Mergulhe o cateter em água, ligado, por 30-45 min durante os procedimentos de set-up e cirurgia. </li><li> Coloque o supino animais e gravar suas patas sobre o bloco de ECG. Aplique o creme depilatório no peito e na área sobre a artéria femoral. <ol><li> Espere 3-5 minutos e remova o creme e cabelo. Thoroughly remover os pêlos do peito para evitar artefatos durante o ultra-som. Limpe tanto a regiões do membro posterior de peito e com uma almofada umedecida para remover o excesso de creme depilatório. </li></ol></li><li> Utilizando uma tesoura fina, fazer uma incisão na pele acima da localização da artéria femoral. Dissecar através do tecido adiposo subcutâneo para revelar a artéria femoral. A artéria femoral é parcialmente coberto pelo abdômen. Use hemostáticos para mover o abdómen de distância. Mantenha os tecidos úmidos cobrindo-o com uma gaze úmida ou, alternativamente, pingando salina sobre ele periodicamente para evitar tecidos de secar. </li><li> Usando uma pinça fina, separar o nervo longe do bundle-veia artéria. Suavemente perfurar a bainha em torno do feixe artéria veia para separar a artéria da veia. Passar um fio de sutura em volta da artéria, a extremidade proximal e colocar-se duas suturas na extremidade distal. </li><li> Segurança num nó da sutura mais distal para parar o fluxo de sangue distal. Use hemostats para puxar o psutura roximal para interromper temporariamente o fluxo de sangue na artéria femoral. Use microtesouras para fazer uma pequena incisão na artéria femural. Faça a incisão perto do nó distal. </li><li> Calibrar o software de aquisição de dados para o cateter usando as configurações de calibração da unidade de controle de pressão. Ligue o aparelho de controlo de pressão de volta para a leitura do transdutor e equilibrar o cateter de pressão para que as saídas de cateter 0 mm Hg na seringa cheia de água. </li><li> Inserir o cateter na artéria femoral. Abrir a incisão com uma pinça fina com uma mão e insira a cabeça do cateter na artéria com a outra mão. <ol><li> Atar o meio de sutura em torno do fio do cateter para fixar o cateter no interior da artéria. Relaxe a sutura proximal e avançar o cateter para a frente na aorta abdominal. Ate a sutura proximal para proteger ainda mais o cateter e prevenir o sangramento. </li></ol></li><li> Mova cuidadosamente a almofada ECG com o mouse, cateter de pressão e salina syringe para a fase de imagens de ultra-sons. Conectar o cateter de pressão sanguínea para a unidade de controlo de pressão. Colocar a seringa de solução salina na bomba de seringa. Permitir que o animal e o cateter para equilibrar durante 20 min. </li></ol> 4. Medir diâmetro da aorta em uma faixa de pressões de sangue <ol><li> Reduzir isoflurano a 1,5%. Visualize a aorta ascendente longitudinalmente sobre B-mode usando uma visão de longo eixo. Montar o transdutor no sistema ferroviário, de modo que o mesmo ponto de vista é mantida durante a duração da experiência. </li><li> No mainframe de ultra-som, coloque o cursor do modo-M sobre a seção de aorta a ser rastreado. Acompanhe a mudança aórtica diâmetro ao longo do ciclo cardíaco usando M-mode. </li><li> Alterar a solução salina na seringa para a solução de PE e colocar a seringa na bomba de seringa. <ol><li> Grave M-mode à pressão aórtica linha de base. Comece a infusão a 360 mg / kg / min e infusão por 1 min para a pressão aórtica para chegar a um platô. Para um 25 g rato, fazei istose equipara a 30 ul / min. </li><li> Registre o modo M, em seguida, parar a infusão, e esperar 2 min para a pressão arterial para retornar à linha de base. </li></ol></li><li> Baixa taxa de infusão de 240 ug / kg / min. Para um ratinho de 25 g, esta dose corresponde a 20 mL / min. Comece infusão, infusão por 1 min para a pressão arterial para planalto, e gravar M-mode. Interrompa a infusão, e esperar 2 min para a pressão arterial para retornar à linha de base. </li><li> Repetir o passo 4.4 para 120 ug / kg / min PE (10 ul / min para um ratinho de 25 g). </li><li> Substitua PE com solução salina e infundir a salina na taxa utilizada para a 360 mg / kg / min de infusão (30 mL / min para a 25 g mouse). Infusão por 2-3 minutos, até que a infusão ainda não produz um aumento na pressão aórtica e a pressão é de retornar à linha de base. Espere 5 min para a pressão arterial para estabilizar no início do estudo. </li><li> Substitua salina com SNP. <ol><li> Grave M-mode à pressão aórtica linha de base. Comece a perfusão a 240 ug / kg / min (20 mL / min para 25 g de rato)e infusão por 1 min. Quando a pressão aórtica atinge um patamar, registre o modo-M. Interrompa a infusão e esperar 2 min para a pressão arterial para retornar à linha de base. </li></ol></li><li> Baixa taxa de infusão de 120 ug / kg / min (10 mL / min para 25 g de ratinho). Comece infusão, infusão por 1 min para a pressão arterial para planalto, e gravar M-mode. Pare de infusão e esperar 2 min para a pressão arterial para retornar à linha de base. </li><li> Repetir o passo 60 para 4,8 ug / kg / min de SNP (5 ul / min por 25 g de ratinho). </li></ol> 5. concluir o experimento <ol><li> Para sacrificar o animal, aumentar isoflurano a 4%. Quando a respiração desacelerou, geralmente em 1-2 min, cortar o esterno com uma tesoura para abrir a cavidade torácica e expor o coração. </li><li> Segure o coração com uma pinça de médio e extirpar-lo do corpo através do corte na aorta ascendente com uma tesoura. </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Tomando medições de diâmetro em vários incrementos de pressão ao longo de uma ampla gama de valores da pressão é necessário para a caracterização precisa da relação de pressão de diâmetro. Os limites de pressão superior e inferior que podem ser induzidas farmacologicamente pode variar de acordo com o grupo experimental, mas a gama ideal é de cerca de 25 mm Hg a 125 mm Hg e diastólica 50 mm Hg até 200 mm Hg sistólica. As doses de 360 ​​ug / kg / min e PE 240 ug / kg / min SNP provocam geralmente os limites da gama de pressão. No entanto, as doses de PE pode ser aumentada para 480 ug / kg / min e para o SNP 360 ug / kg / min para verificar que os limites tenham sido atingido. As concentrações de trabalho de PE e SNP pode ser diminuído para atingir incrementos de pressão mais finas. À medida que o diâmetro mudará com pressão aórtica, induzindo os mesmos valores de pressão entre os animais e os grupos experimentais não é importante. Venoso e canulação arterial pode ser realizada em outros locais com o mesmo UOtcomes. Canulação da veia da cauda pode ser um desafio devido ao pequeno tamanho da veia da cauda. Além disso, a veia da cauda não é facilmente visível em ratinhos de cor escura. A veia femoral pode ser canulado como uma alternativa. Esta via pode ser mais fácil desde a veia femoral é mais acessível. Para a inserção do cateter de pressão, além da artéria femoral, o cateter pode ser inserido através da carótida. A artéria femoral é preferível sobre a artéria carótida, no entanto, porque a região do tórax permanece intacto para a imagiologia de ultra-sons. Canulação da artéria femoral pode ser mais difícil porque a artéria femoral é menor. Utilizando um cateter de 1,2 M e a introdução do cateter na artéria femoral proximal abaixo da cavidade abdominal irá facilitar o processo de punção. Colocando algumas gotas de um agente vasodilatador como lidocaína para a artéria femoral ou utilizando um introdutor de cateter também pode ajudar a aumentar o vaso para facilitar a inserção do cateter. O cateter de pressão deve ser manuseado e utilizadode acordo com as instruções do fabricante. Localização do cateter no interior da aorta não precisa de ser consistente entre os animais, como a queda de pressão no interior da aorta é insignificante. No entanto, a colocação do cateter na aorta abdominal pode ser melhor para minimizar a interferência com a imagiologia de ultra-som da aorta torácica. Alguns mainframes de ultra-som pode gravar pressão em tempo real com o traço M-mode, dando assim uma medida de pressão para cada diâmetro medido no modo-M. Infelizmente, uma vez que o local onde o diâmetro é medido não é o mesmo local onde a pressão é registado, existe um desfasamento entre a pressão registada no cateter e a pressão efectiva na aorta ascendente. Como resultado, só as medições de diâmetro mínimo e máximo podem ser utilizados para a análise de dados. A principal limitação deste método é a incerteza de medição introduzido pela aorta entrando e saindo of o plano de ultra-sons durante o ciclo cardíaco. Erro introduzido-Motion é comum a todos os estudos de imagem com base, incluindo ressonância magnética e tomografia. Estratégias de compensação incluem o uso de características anatômicas para mudar o quadro de referência com o movimento de 18 e são implementadas durante o processamento de dados. Como software de compensação de movimento não está prontamente disponível, o investigador deve estar vigilante sobre como ajustar a localização da sonda para acompanhar a mudança na localização da aorta como aumento da pressão arterial e diminui. As medições do diâmetro deve também ser tomada através do centro da aorta. No entanto, determinar se o local de gravação do modo-M está a passar através do centro pode ser difícil julgar a imagem de ultra-sons em, especialmente com as posições mutáveis ​​aorta. A incerteza introduzida por essas limitações evidentes no grau de dispersão dos dados, como evidente na Figura 6. A obtenção de uma imagem da secção transversal, em vez do eixo longitudinal da Ascending aorta pode ser uma solução. Entretanto, obter essa visão às vezes pode ser mais desafiador e o traço de modo M resultante pode ser menos clara. A circunferência da secção transversal a partir da imagem em modo B pode ser medido, em vez de o diâmetro da imagem do modo-M. No entanto, determinar quando a circunferência máxima e mínima foi conseguido será limitada pela velocidade de fotogramas em modo B e pode ser mais difícil de avaliar que no modo-M. Fazendo várias medições da trama de pressão de diâmetro e aumento do tamanho experimental grupo pode melhorar a precisão dos dados. Os dados de pressão de diâmetro podem ser recolhidos a partir de vários locais ao longo do peito. Este protocolo poderia ser efectuado em primeiro lugar com a sonda colocada em um local, com o peito. A aorta iria então ser visualizado com a sonda colocada em um outro local e o protocolo repetido. Os agentes vasoativos utilizados para modular a pressão arterial poderia afetar potencialmente musc suave aórticatom le, que por sua vez afetam a rigidez. No entanto, a manipulação de pressão aórtica por retorno venoso foi demonstrado que produz alterações semelhantes nos VOP medido invasivamente como manipulação farmacológico em ratos. Estes resultados demonstraram que a infusão de drogas vasoactivas actuam principalmente nas artérias de resistência periférica e não afectam significativamente tono do músculo liso da aorta 19. Este protocolo pode ser realizada em ratos com algumas pequenas modificações. O peito é raspada antes de aplicar o creme depilatório. A disponível comercialmente 27 G x ½ &quot;cateter é utilizado para a infusão da droga. As doses de medicamentos utilizados para modular a pressão aórtica são 40, 80, e 120 ug / kg / min de PE e 40, 80, e 120 ug / kg / min de SNP. Além da aorta ascendente, diferenças regionais na rigidez aórtica pode ser determinada com este protocolo. Rigidez Regional medido por esta abordagem seria mais precisa do que a VOP como medições de are retirado de um local como se opor a dois locais para a VOP. No entanto, regiões ao longo da aorta que podem ser medidos com esta técnica são limitados aqueles que podem ser visualizados por ultra-som. Módulo de elasticidade também podem ser calculados a partir dos dados recolhidos por este método, se uma medição de espessura de parede pode ser obtido. Preciso na medição in vivo da aorta do rato é limitada pelos limites de resolução de tecnologia de ultra-sons actual. Melhoria futura da tecnologia de ultra-som poderia fazer na medição de espessura de parede vivo mais viável. Como alternativa, as medições de espessura pode ser realizado ex vivo. Miografia Pressão iria fornecer as medições mais precisas, porque a espessura pode ser medido a cada incremento de pressão.

O aumento da rigidez aórtica é uma característica da doença cardiovascular. Envelhecimento 1, fumar 2, 3 diabetes, hiperlipidemia 4, e outros factores de risco de doença cardiovascular têm sido mostrados para aumentar a rigidez da aorta. Estudos epidemiológicos têm demonstrado mais rigidez aórtica como um poderoso preditor independente de o aparecimento da doença cardíaca coronariana e acidente vascular cerebral, bem como a ocorrência de eventos e mortalidade 5-8 cardiovasculares. Devido à importância clínica e de saúde pública da rigidez aórtica aumentada, a pesquisa atual está focada na compreensão dos mecanismos subjacentes ao desenvolvimento e progressão da rigidez vascular. Portanto, grande interesse existe no desenvolvimento de medidas precisas de rigidez vascular em modelos experimentais de doença cardiovascular. A rigidez do material pode ser caracterizado pela sua relação de tensão-deformação e quantificados como modificação elásticaulus. Um material elástico linear deforma reversível e seu estresse aumenta proporcionalmente à tensão. A aorta e as artérias são grandes corpos elásticos não lineares: quando esticado, a rigidez da artéria não permanece constante, mas aumenta com o grau de distensão. Esta não-linearidade das propriedades mecânicas de grandes artérias é devido às diferentes propriedades de rigidez dos elementos de suporte de cargas, ou seja, a elastina e o colagénio, o que constitui a parede do vaso. A elastina é altamente extensível, com um módulo de elasticidade de 0,6 MPa. Em comparação, o colagénio é muito rígido com um módulo de elasticidade de 1 GPa 9. A rigidez inicial exibido pela aorta em valores de deformação mais baixos é atribuída a elastina, enquanto a alta rigidez exposto em valores elevados de tensão é devido ao colágeno. A carga é transferida da elastina como o colagénio para o navio e distende-se esta região de transferência de carga é o sistema vascular, onde opera. Portanto, a pressões fisiológicas, a rigidez arterialdepende da contribuição de ambos elastina e colágeno 10. A distribuição e orientação de colagénio e elastina variar por camada dentro da parede arterial. Nos meios de comunicação, a elastina, colágeno e células musculares lisas são empacotados em hélices apertados que estão em camadas de forma concêntrica. Este arranjo permite que a artéria para resistir cargas elevadas na direcção circunferencial. A adventícia é predominantemente colágeno com pouca elastina e fibras de colágeno são organizados de forma net-like. Estas fibras de colágeno são ondulado em um estado átono e endireitar como carga aumenta. Aumenta rigidez, as fibras de colágeno endireitar, impedindo assim a artéria de overstretching e ruptura. Por causa da organização estrutural e orientação variável das fibras de colágeno, as artérias são anisotrópica: a rigidez exibiu depende se o navio é esticada longitudinalmente ou circunferencial 11 in vivo stiffnes.s é, portanto, um composto de rigidez longitudinal e circunferencial da aorta. A rigidez arterial é geralmente quantificada in vivo como velocidade de onda de cumprimento ou de pulso (VOP). Complacência arterial é definido como C = ΔD / AP onde ΔD é a mudança de diâmetro e AP é a mudança correspondente na pressão. Os valores mais baixos de cumprimento indicam vasos mais duras. A conformidade é calculado a partir da relação de pressão de dimensão da artéria e é, portanto, uma medida directa de rigidez. Como rigidez é disseminada não uniformemente na vasculatura 12, cumprimento deverá ser medido no mesmo local / semelhantes em cada disciplina para fazer comparações significativas entre os grupos experimentais. A diferença entre a aderência e o módulo de elasticidade é que o módulo de elasticidade é normalizado com as dimensões do material. Conformidade reflecte, portanto, a rigidez estrutural, ao passo que o módulo elástico reflects rigidez do material. Com o envelhecimento, parede arterial espessura aumenta e elastina / proporção de colágeno diminui, por isso tanto a rigidez estrutural e rigidez do material são maiores. Em comparação com o cumprimento, a VOP é uma medida indireta da rigidez arterial. VOP é a velocidade a que um impulso de pressão desloca ao longo de um comprimento da artéria e é influenciada pelas propriedades da parede do vaso. A equação Moens-Korteweg é utilizado para modelar a relação entre VOP e módulo de elasticidade: VOP 2 = E h / (2 ρ r) onde E é o módulo elástico incremental, h é a espessura da parede, ρ é a viscosidade do sangue, e r é raio do vaso . Por conseguinte, um valor mais elevado VOP sugere um navio mais rígida. Compliance e módulo de elasticidade pode ser medido experimentalmente ex vivo em um segmento extirpado da embarcação. Para determinar a conformidade, o segmento do vaso é montado sobre uma pressão myograph 13,14. Pressão dentro do vaso é aumentado passo a passo e the resultando mudança de diâmetro é rastreado usando microscopia de vídeo. Compliance é determinada a partir dos dados de pressão de diâmetro. Módulo de elasticidade incremental pode ser medido por ensaio de tracção. Nestas experiências, o recipiente é puxado para além dos dados escalonada e força-deslocamento é recolhido até que o anel vaso quebras. Os valores de tensão e deformação podem ser calculados e plotados para determinar o módulo de elasticidade incremental. Estes ex vivo abordagens podem ser usadas para avaliar as alterações nas propriedades passivas que influenciam a rigidez. In vivo, para além da parede de conteúdo, rigidez vascular é influenciada de forma dinâmica pelo tono do músculo liso e 13,15,16 pressão arterial. VOP é o método mais utilizado para a medição da rigidez aórtica vivo em modelos experimentais. VOP pode ser determinada de forma não invasiva com ultra-som Doppler ou tonometria de aplanação 17. Pulso de pressão é medido em dois pontos separados e o tempo necessário parao pulso para atravessar a distância é a velocidade da onda de pulso. Porque VOP é medida ao longo de um comprimento da aorta, que é um valor médio da rigidez. As grandes artérias são não-linear elástico, de modo a rigidez e, portanto, a VOP irá variar com a pressão arterial. Um valor maior VOP poderia, portanto, surgir do aumento da rigidez ou pressão elevada. Valores da VOP, portanto, deve ser normalizado a pressão arterial para tirar conclusões sobre a rigidez da embarcação. Os métodos de medição que incorporam a influência da pressão arterial com as propriedades passivas da parede vascular e os efeitos de mediadores vasoactivos que alteram o tom produziria um índice fisiologicamente relevante de rigidez arterial. Esta abordagem é implementada pela medição VOP invasiva com um cateter com dois sensores de pressão separados a uma distância fixa 13. Este cateter de pressão dupla é inserido na aorta e as drogas vasoactivas, tais como a fenilefrina ou nitroprussiato de sódio, são infundidos intravenosamente atravésum cateter venoso para levantar e pressão arterial mais baixa. Este protocolo descreve um método para determinar a rigidez da aorta in vivo a partir da sua relação de pressão de dimensão num modelo de ratinho. Esta abordagem oferece várias vantagens sobre a medição invasiva VOP. Índices de rigidez, tal como o cumprimento, pode ser calculada a partir dos dados de pressão de dimensão recolhidos por este procedimento. Além disso, esta técnica permite a medição da rigidez aórtica local, pois a rigidez é medido a partir de um único local. Esta abordagem é particularmente útil para medir a rigidez da aorta ascendente como o comprimento curto da região faz uma medição VOP difícil de obter. O interesse dos pesquisadores existe especificamente na aorta ascendente, porque suas propriedades mecânicas influenciar a perfusão da circulação coronária ea resposta cardíaca à disfunção vascular. Para medir a relação de pressão de diâmetro da aorta in vivo </em&gt;, a aorta ascendente é visualizado e o seu diâmetro é medido por ultra-sonografia. Pressão sanguínea aórtica é medido de forma invasiva com um cateter de pressão. A pressão arterial é alterada de forma incremental por infusão intravenosa de drogas vasoativas. A fenilefrina contrai os vasos sanguíneos e é usado para elevar a pressão aórtica. O nitroprussiato de sódio dilata os vasos sanguíneos e é utilizado para baixar a pressão aórtica. Diâmetros da aorta sistólica e diastólica e pressões aórtica correspondentes são medidos para cada aumento de pressão. A conformidade pode ser calculado a partir dos dados recolhidos pressão de diâmetro.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="878">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:197px;">Company</td>
			<td style="width:141px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Equipment</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">High-resolution ultrasound machine</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Vevo2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">13-24 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS250</td>
			<td>Used for imaging rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">22-55 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS550D</td>
			<td>Used for imaging mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Imaging Station</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Imagine Station 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1.2F Pressure catheter</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FTH-1211B-0018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">SP200 pressure control unit</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FFS-095-DP01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:303px;">Standard Infusion Only Harvard Pump 11 Plus syringe pump</td>
			<td style="width:197px;">Harvard Apparatus</td>
			<td align="right" style="width:141px;">702208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Isoflurane vaporizer</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">911103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Induction chamber</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">941443</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">100% O2</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">OX USP200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:303px;">Single Stage Brass 0-50 psi General Purpose Cylinder Regulator CGA540</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">Y11215B540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Stereo Boom Stand Microscope</td>
			<td style="width:197px;">National Optical</td>
			<td style="width:141px;">420-BMSQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fiber optic illuminator &#38; light pipe</td>
			<td style="width:197px;">Cole Palmer</td>
			<td style="width:141px;">EW-41500-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Supplies</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">30G x 1/2&#34; BD PrecisionGlide Needle</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">305106</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Polyethylene Tubing PE10</td>
			<td style="width:197px;">Becton Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:141px;">427401</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">27Gx1/2&#34; Surfloe winged infusion set</td>
			<td style="width:197px;">Terumo</td>
			<td style="width:141px;">SV*27EL</td>
			<td>For tail vein cannulation in rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Signa Gel Electrode Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">15-25</td>
			<td>Use for ECG recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Aquasonic Clear Ultrasound Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">03-08</td>
			<td>Use for ultrasound</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1mL Sub-Q Syringes, 26G x 5/8&#34;</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Nair</td>
			<td style="width:197px;">Nair</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td>Depilatory cream</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Histoacryl</td>
			<td style="width:197px;">TissueSeal</td>
			<td style="width:141px;">TS1050071FP</td>
			<td>Tissue glue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Braided Silk Suture 6-0</td>
			<td style="width:197px;">Teleflex</td>
			<td style="width:141px;">104-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Dumostar P55 fine forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-4984</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Microscissors</td>
			<td style="width:197px;">WPI</td>
			<td style="width:141px;">501839</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:197px;">FST</td>
			<td style="width:141px;">14060-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Medium forceps</td>
			<td style="width:197px;">Ted Pella</td>
			<td align="right" style="width:141px;">5665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Hemostatic forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-7131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Non-sterile cotton gauze sponge</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">22-362-178</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:197px;">Oritan</td>
			<td style="width:141px;">803-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Label tape</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">15-901-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Drugs</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">R-Phenylephrine hydrochloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">P6126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium nitroprusside dihydrate</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:141px;">71778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Software</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Prism</td>
			<td style="width:197px;">GraphPad</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Excel</td>
			<td style="width:197px;">Microsoft</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring ascending aortic stiffness in vivo in mice using ultrasound

Nós apresentamos um protocolo para a medição da rigidez aórtica vivo em ratos usando ultra-sonografia de alta resolução. Diâmetro aórtico é medido por ultra-sons e a pressão sanguínea aórtica é medido de forma invasiva com um cateter de pressão de estado sólido. A pressão arterial é levantada depois baixou de forma incremental por infusão intravenosa de drogas vasoativas fenilefrina e nitroprussiato de sódio. Diâmetro aórtico é medido para cada etapa de pressão para caracterizar as relações de pressão de diâmetro da aorta ascendente. Rigidez índices derivados da relação de pressão de diâmetro pode ser calculado a partir dos dados recolhidos. Cálculo da complacência arterial é descrito neste protocolo. Esta técnica pode ser utilizada para estudar os mecanismos subjacentes a rigidez da aorta aumentado associado com doença cardiovascular e envelhecimento. A técnica produz uma medida fisiologicamente relevante de rigidez em relação ao ex vivo aproxima porque phinfluências ysiological na rigidez aórtica são incorporados na medição. A principal limitação desta técnica é o erro de medição introduzido a partir do movimento da aorta durante o ciclo cardíaco. Este movimento pode ser compensada através do ajuste da localização da sonda com o movimento da aorta, bem como fazer múltiplas medições de pressão a relação de diâmetro da aorta e expandir o tamanho grupo experimental.

Uma imagem longitudinal do ventrículo esquerdo ea aorta ascendente, é capturada no modo B, como mostrado na Figura 1. Alternativamente, uma imagem de apenas longitudinal da aorta pode ser obtido, como na Figura 2. O movimento da parede da aorta durante a cardíaca ciclo aparece como duas linhas brancas no modo-M, como mostrado na Figura 3. Os lúmen da aorta é a área entre as linhas. Pressão aórtica é modulada por infusão de drogas vasoativas. PE aumenta a pressão aórtica, como mostrado na Figura 4A, e SNP reduz a pressão, conforme mostrado na Figura 4B. Modo-M é registada quando planaltos pressão arterial, 1 min após o início da infusão. A pressão na aorta é incrementalmente alterado através da alteração da dose de medicamento administrado, conforme mostrado na Figura 5. A dose da droga é controlada por meio da taxa de infusão. Todas as doses de drogas estão em ug / kg / min. Diâmetros máximo e mínimo são medidos a partir tele modo-M, mostrado na Figura 3. Estes diâmetros correspondem a pressões sistólica e diastólica da aorta gravados pelo cateter de pressão. Sistólica e diastólica de diâmetro e pressão valores de três ciclos cardíacos são medidos no início do estudo e para cada dose PE e SNP. O desvio-padrão entre as três medições de diâmetro em uma dose da droga varia entre 0,01 mm e 0,04 mm. Diâmetro da aorta pode ser representada graficamente em função da sua pressão aórtica correspondente para ilustrar a relação de pressão de diâmetro, como mostrado na Figura 6A. Estes valores de pressão de diâmetro são usados ​​para calcular a conformidade da aorta. Complacência arterial é calculado pela C = (sys D - D diâmetro) / (sys P - P diâmetro) (1) onde sys D e D dia são diâmetros sistólica e diastólica e sys P e P diasão as pressões sistólica e diastólica. Compliance e pressão aórtica (PAM) são calculados no início do estudo e para cada dose PE e SNP. Compliance é plotado contra MAP para demonstrar a pressão-dependência de rigidez. Devido ao comportamento elástico não linear da aorta, a conformidade diminui com o aumento da MAP, como pode ser visto na Figura 6B. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig1highres.jpg" /> Figura 1: vista. As medições do diâmetro longitudinal da aorta ascendente em modo-B são retiradas de uma imagem longitudinal da aorta ascendente deixando o ventrículo esquerdo. LV: ventrículo esquerdo; PA: artéria pulmonar; AA: aorta ascendente. A visualização da artéria pulmonar depende da colocação da sonda. Diâmetro da aorta é medido distal à válvula aórtica. Frequência da sonda utilizada para capturar esta imagem é de 40 MHz. Figura 2:. Vista Alternativa da aorta ascendente em modo-B da aorta ascendente é apresentado com mais destaque e as paredes do ventrículo esquerdo do coração e são menos distintos. AA: aorta ascendente; LV: ventrículo esquerdo. Frequência de sonda utilizada para gravar esta imagem é de 40 MHz. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig3highres.jpg" /> Figura 3:. Diâmetro da aorta Aorta visualizado no modo-M é medido a partir da imagem do modo-M. O movimento da parede aórtica aparece como duas linhas onduladas. O espaço entre as duas linhas é o lúmen da aorta. Diâmetros da aorta sistólica e diastólica de três ciclos cardíacos são medidos a partir do modo-M. Nesta imagem, a pressão aórtica registrado pelo cateter de pressão, sinal de ECG, e ciclo respiratório são exibidos em vermelho, verde e amarelo no modo-M. Probe frequenciay usado para gravar esta imagem é de 40 MHz e a velocidade de varredura de aquisição é de 1.200 Hz. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig4highres.jpg" /> Figura 4:. Alterando a pressão aórtica incrementalmente a pressão aórtica é incrementalmente alterado pela dose de infusão de drogas. A dose de fármaco é modulada pela taxa de infusão. Todas as doses são em ug / kg / min. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig5highres.jpg" /> Figura 5:. A modulação da pressão aórtica com drogas vasoactivas aórtica pressão é aumentada com a infusão de vasoconstritor fenilefrina (PE) e diminuiu com a infusão de nitroprussiato vasodilatador de sódio (SNP). Planaltos pressão na aorta 1 min após o início da infusão da droga. Modo-M do diâmetro da aorta é registada no planalto. (A) mostra o aumento da pressão aórticacom infusão / kg / min PE 360 ug. (B) mostra a redução da pressão aórtica com 240 ug / kg / min de infusão SNP. O tempo de infusão é iniciado eo tempo que o modo M é gravado são colocados nos traços. &#160; A pressão na aorta é alterado de forma incremental por a dose de fármaco infundido. A dose de fármaco é modulada pela taxa de infusão. Todas as doses são em ug / kg / min. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig6highres.jpg" /> Figura 6: Diâmetro vs. pressão e cumprimento vs. significa parcelas pressão aórtica diâmetro da aorta podem ser plotados contra a sua pressão aórtica correspondente para mostrar a relação de pressão de diâmetro (A).. A conformidade pode ser calculado para cada incremento de pressão e representada graficamente contra a pressão aórtica média (MAP) para mostrar a dependência da pressão de rigidez da aorta (B).

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Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Medição da aorta ascendente Rigidez<em&gt; In Vivo</em&gt; Em ratos usando ultra-som

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

measuring-ascending-aortic-stiffness-in-vivo-in-mice-using-ultrasound

Research

JoVE Journal

Medicine

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

15.9K visualizações.  Johns Hopkins University. We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Vídeo: Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell proliferation in the bone marrow cavity as well as for interaction of tumor and bone cells resulting in local bone destruction. Our aim was to develop a model of experimental bone metastasis that allows in vivo assessment of angiogenesis in skeletal lesions using non-invasive imaging techniques.
For this purpose, we injected 105 MDA-MB-231 human breast cancer cells into the superficial epigastric artery, which precludes the growth of metastases in body areas other than the respective hind leg1. Following 25-30 days after tumor cell inoculation, site-specific bone metastases develop, restricted to the distal femur, proximal tibia and proximal fibula1. Morphological and functional aspects of angiogenesis can be investigated longitudinally in bone metastases using magnetic resonance imaging (MRI), volumetric computed tomography (VCT) and ultrasound (US).
MRI displays morphologic information on the soft tissue part of bone metastases that is initially confined to the bone marrow cavity and subsequently exceeds cortical bone while progressing. Using dynamic contrast-enhanced MRI (DCE-MRI) functional data including regional blood volume, perfusion and vessel permeability can be obtained and quantified2-4. Bone destruction is captured in high resolution using morphological VCT imaging. Complementary to MRI findings, osteolytic lesions can be located adjacent to sites of intramedullary tumor growth. After contrast agent application, VCT angiography reveals the macrovessel architecture in bone metastases in high resolution, and DCE-VCT enables insight in the microcirculation of these lesions5,6. US is applicable to assess morphological and functional features from skeletal lesions due to local osteolysis of cortical bone. Using B-mode and Doppler techniques, structure and perfusion of the soft tissue metastases can be evaluated, respectively. DCE-US allows for real-time imaging of vascularization in bone metastases after injection of microbubbles7.
In conclusion, in a model of site-specific breast cancer bone metastases multi-modal imaging techniques including MRI, VCT and US offer complementary information on morphology and functional parameters of angiogenesis in these skeletal lesions.

In the pathogenesis of bone metastasis, angiogenesis is a crucial process and therefore represents a target for imaging and therapy. Here, we present a rat model of site-specific breast cancer bone metastasis and describe strategies to non-invasively image angiogenesis in vivo using magnetic resonance imaging, volumetric computed tomography and ultrasound.

Multi-modal de imagem de angiogênese em um modelo de rato nu de Câncer de mama utilizando a ressonância magnética, tomografia computadorizada volumétrica e ultra-som

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell ...

Medicina

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Transplante ortotópico de aorta em camundongos para o Estudo da Doença Vascular

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

In vivo 19 F MRI para Rastreamento celular

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Aorta ascendente constrição em ratos para a criação de sobrecarga de pressão Cardíaca Hipertrofia Modelo

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Guiada por ultra-som transtorácica intramiocárdico Injection em Ratos

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusões artéria carótida para farmacocinéticas e farmacodinâmicas Análise de taxanos em Ratos

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

Validação de nanocorpo e Antibody Based<em&gt; In Vivo</em&gt; Experimentos Tumor Xenoenxerto NIRF-imagem em ratos usando<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Citometria de fluxo e microscopia

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Subcutânea perfusão de angiotensina II usando osmótica Bombas Induz aneurismas da aorta em ratos

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Depleção de células do rato de xenoenxertos de tumor humano Melhora Significativamente Análise Downstream de células alvo

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This parameter is being increasingly investigated in small rodent models in which it is used for assessing alterations in vascular function related to particular genotypes/treatments or for characterizing cardiovascular disease progression. This protocol describes an image processing algorithm which leads to non-invasive arterial PWV measurement in mice using ultrasound (US) images only. The proposed technique has been used to assess abdominal aorta PWV in mice and evaluate its age-associated changes.
Abdominal aorta US scans are obtained from mice under gaseous anesthesia using a specific US device equipped with high-frequency US probes. B-mode and Pulse-Wave Doppler (PW-Doppler) images are analyzed in order to obtain diameter and mean velocity instantaneous values, respectively. For this purpose, edge detection and contour tracking techniques are employed. The single-beat mean diameter and velocity waveforms are time aligned and combined in order to achieve the diameter-velocity (lnD-V) loop. PWV values are obtained from the slope of the linear part of the loop, which corresponds to the early systolic phase.
With the present approach, anatomical and functional information about the mouse abdominal aorta can be non-invasively achieved. Requiring the processing of US images only, it may represent a useful tool for the non-invasive characterization of different arterial sites in the mouse in terms of elastic properties. The application of the present technique can be easily extended to other vascular districts, such as the carotid artery, thus providing the possibility to obtain a multi-site arterial stiffness assessment.

Arterial stiffness represents a key factor in cardiovascular disease and pulse wave velocity (PWV) can be considered as a surrogate index for arterial stiffness. This protocol describes an image processing algorithm for calculating PWV in mice based on ultrasound image processing that is applicable at different arterial sites.

O ultra-som à base de pulso de onda Velocity Avaliação em ratos

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This ...