Name: monitoring the effect of osmotic stress on secretory vesicles and exocytosis
Uploaded: 2018-02-19T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
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Os autores gostaria de agradecer o Conselho Sueco de pesquisa (349-2007-8680) para financiamento e Dalsjöfors Kött AB (Dalsjöfors, Suécia) pela doação de bovinos das glândulas supra-renais.

1. celular cultura de bovinas células cromafins isoladas por digestão enzimática de glândulas supra-renais
<ol><li>Para isolar células cromafins coletadas de bovinos das glândulas supra-renais, esterilize células com solução de etanol 70%. Apare fora gordura e tecido conjuntivo usando um bisturi. Para remover o sangue, lave as veias adrenais usando solução de Locke (NaCl 154 mM, KCl 5.6 mM, NaHCO3 3.6 mM, hidroxietil piperazineethanesulfonic ácido (HEPES) 5,6 mM, pH 7,4) que tem sido termostatizada a 37 ° C.</li>
	<li>Digerir o tecido, inflar cada glândula injetando aproximadamente 2,5 mL de filtrado estéril 0,2% colagenase P solução morna na veia adrenal, usando uma seringa e incubar o tecido por 20 min a 37 ° C. Examine as glândulas para garantir que o processo de digestão da medula é concluído. O tecido deve se sentir mole e não tensa.</li>
	<li>Colete a medula digerida por cortar fora as glândulas no sentido longitudinal. Picar o tecido da medula usando um bisturi. Filtrar a suspensão de tecido sobre uma peneira de aço e diluir com solução de Locke está a aproximadamente um volume de 50 mL para reduzir a atividade da colagenase P.</li>
	<li>As células em 300 g de x em uma centrífuga durante 10 minutos à temperatura de pelotas e coletar em tubos de ensaio estéreis de 50 mL. Ressuspender o pellet obtido na solução de 20 mL do Locke e filtrar a solução ao longo de uma malha de nylon 100-µm estéril para tubos.</li>
	<li>Misturar a suspensão de células cromafins com Percoll estéril (1:1) e centrifugar a solução de célula a 18.600 x g por 20 min em temperatura ambiente. Recolher a camada superior do gradiente de densidade e filtrar a solução ao longo de uma malha de nylon de 100 µm para tubos.</li>
	<li>Para excluir Percoll, dilua a suspensão de células com Locke solução e centrifugar 300 x g por 10 min à temperatura ambiente antes de re-suspender a pelota na solução do Locke. A densidade estimada de célula de suspensão de células isoladas é aproximadamente 4 milhões células/mL.</li>
	<li>Para gravação amperométrico de exocitose e medições de citometria intracelular, células cromafins de placa no colagénio IV revestido 60 mm plásticos pratos em uma densidade de cerca de 17,5 × 103 células/cm2 e incubam a 37 ° C em um 5% CO2 células meio ambiente. Realizar os experimentos de eletroquímicos dentro de 1-3 dias de cultura de células.</li>
	<li>Para a temperatura de imagem experimentos, células cromafins do prato em frascos de cultura de células de 75 cm2 em uma densidade de 7 milhões de células por balão e incubar a 37 ° C, num ambiente 5% CO2 por 1 dia.</li>
</ol>2. única célula exocitose Amperometry experimentos24
<ol><li>Para fabricar fibra de carbono microeletrodos para estas experiências, tome um vidro capilar com um diâmetro externo apropriado para o eléctrodo na fase principal que será usado nesses experimentos. Use um capilar de vidro borosilicato com diâmetro exterior de 1,2 mm de diâmetro interno de 0,69 mm.<ol>
<li>Conecte uma das extremidades da capilares para um tubo de aspiração de água. Lugar 5 µm de diâmetro fibras de carbono em algo, como um pedaço de papel branco, para melhorar a visualização.</li>
		<li>Identificar uma única fibra de carbono e segure a fibra em uma extremidade com o dedo para manter a fibra de carbono no lugar enquanto a extremidade aberta do capilar de posicionamento em proximidade com a extremidade livre da fibra da carbono. Delicadamente, Aspire a fibra de carbono para o capilar de vidro para que a fibra de carbono se destaca através de ambas as extremidades do capilar. Afaste-se da força de aspiração.</li>
	</ol></li>
	<li>Colocar um extrator de micropipeta capilar com a fibra de carbono e puxar o vidro capilar em duas pontas de pipetas de vidro separado. Para desconectar a fibra de carbono que é conectada entre as pontas de dois vidros, use um par de tesouras para cortar a fibra de carbono e ganhar dois microeletrodos de fibra de carbono.</li>
	<li>Sob um microscópio, coloque a fibra de carbono em cima de uma lâmina de microscópio mais grossa que permite o corte manual da fibra carbono na borda de onde a fibra é alargar a partir do revestimento capilar de vidro, usando um bisturi.</li>
	<li>Depois de cortar a fibra de carbono, deixando uma ponta de vidro revestido de fibra de carbono, inserir alguns mm da ponta do eletrodo em uma solução de epóxi para 10 min puxar para cima da cola epoxy e selar qualquer possível espaço aberto entre a fibra de carbono e o vidro ao redor. Levante os eléctrodos lentamente fora a solução de epóxi para evitar que gotas de cola volumosos formando na ponta do eletrodo.</li>
	<li>Coloque os eléctrodos sobre um suporte (por exemplo, uma vara de madeira plana) com dois lados pegajosa fita resistente ao calor para que os eletrodos podem ser anexados. Asse os eléctrodos de epóxi tratada durante a noite em estufa a 100 ° C. O eletrodo dicas facilmente quebram se entram em contacto com uma superfície, para garantir os eléctrodos sempre são armazenados com segurança usando um suporte onde os eletrodos são fixados no lugar e dicas não o risco de ser tocado.</li>
	<li>Para obter uma superfície de eletrodo de disco liso, coloque o eletrodo no suporte de um microgrinder e bisel cada eletrodo de fibra de carbono em um anjo de 45°. Depois de chanfradura, marca o capilar na sua superfície usando um marcador permanente para depois saber como localizar a superfície do eletrodo de disco em um ângulo de 45°, quando da colocação do eletrodo perto de células para a medição de exocitose. Nota: Este passo é importante como estas experiências, o eletrodo de disco oval deve ser colocada horizontalmente em cima de células com sua superfície e paralelo à superfície da caixa de Petri. Também, chanfrando eletrodos são feitos no mesmo dia como experimentos para assegurar uma superfície de eletrodo fresco e limpo.</li>
	<li>Antes de usar, coloca cada microeletrodos de fibra de carbono em uma solução de teste (por exemplo, dopamina de 0,1 mM em tampão PBS (pH 7,4)) para monitorar o estado estacionário atual utilizando voltametria cíclica. Para uma verificação de voltametria cíclica, aplicar uma forma de onda potencial do triângulo de-0.2 V para mais 0,8 V vs um eletrodo de referência Ag/AgCl a 100 mV/s para garantir boa reação cinética dados obtidos que estão de acordo com valores teoricamente calculados para um disco de 5 µm de diâmetro fibra de carbono microeletrodos25.</li>
	<li>Para a gravação de amperometry de exocitose, coloque a placa de Petri com culturas de células cromafins em um microscópio invertido. É importante proteger o microscópio configurar com uma gaiola de Faraday, para eliminar o ruído eletrônico durante a gravação, devido as correntes muito pequenas sendo medidas amperometry. Use um microscópio de fase de aquecimento para manter uma temperatura de 37 ° C durante os experimentos de célula.</li>
	<li>Usar um instrumento de braçadeira do remendo de baixo ruído para aplicar um potencial constante de 700 mV para o eletrodo de trabalho contra um eletrodo de referência Ag/AgCl que também é colocado a placa de Petri longe o eletrodo de trabalho. Gravação de exocitose de células cromafins, digitalizar o sinal de 10 kHz e aplicar uma interna passa-baixa filtro de Bessel de 2 kHz para filtrar o sinal gravado.</li>
	<li>Para executar amperométrico gravação em células individuais, monte o microeléctrodo de disco recentemente testado e chanfrada da fibra do carbono no porta eletrodo do palco principal que é usado com o potentiostat.<ol>
<li>Cuidadosamente coloque o eletrodo com o disco oval plana forma eletrodo superfície virado para baixo em direção à superfície apical da célula e o eletrodo em contato com a membrana da célula, usando um micromanipulador.</li>
		<li>Ajustar a distância entre o eletrodo para a célula, monitorando a deformação da célula causada pelo eletrodo após colocação em cima da membrana celular e em seguida, retraia cuidadosamente o eletrodo para uma distância onde a célula recupera uma forma perto de sua forma original de célula . O ideal para gravação de cinética e quantitativa é criar uma fina película de líquido de 100 nanômetros para separar a superfície do eletrodo e células, que são de condições semelhantes para a deteção pós-sináptica de liberação química de uma sinapse.</li>
	</ol></li>
	<li>Para estimular as células a exocitose, posicionar uma micropipeta de vidro com um tamanho de bico de 2-3 µm de diâmetro, preenchido com solução de BaCl2 de 5mm a uma distância de pelo menos 20 µm longe da célula, para evitar qualquer solução vazando de ponta da pipeta para influenciar o experimentar e aplicar um pulso de injeção 5 s de 5 mM BaCl2 solução na superfície da célula para estimular a célula a exocitose.</li>
	<li>Para estudar os efeitos reversíveis da pressão osmótica no processo de exocitose, preparar uma solução-tampão isotônica (150 mM de NaCl, 5 mM KCl, 1,2 mM MgCl2, glicose de 5 mM, 10 mM HEPES, pH 7,4) com 310 mOsm/kg de pressão iso-osmótica e um buffer hipertónica feita ajustando o NaCl de concentração da solução-tampão isotônica com uma osmolalidade correspondente a 730 mOsm/kg.</li>
	<li>Coloque as pilhas no buffer isotônico e estimular a célula para exocitose aplicando um pulso de injeção de bário enquanto gravava as transientes de corrente amperométrico durante a atividade de exocitose iniciados por aproximadamente 3 min.<ol>
<li>Para comparar as respostas de exocitose em condições isotónicas às condições hipertónica, Incube as celulas por 10 min em solução tampão hipertônica e posteriormente aplicar um pulso de injeção de bário para estimular a exocitose e executar 3 min de gravação amperométrico.</li>
		<li>Para a resposta reversível das células, incubar as células novamente por 10 min em solução tampão isotônica e estimular células aplicando um 5s injeção de bário do pulso e executar 3 min de gravação a resposta de exocitose da célula.</li>
	</ol></li>
	<li>Como experimentos de controle para determinar o efeito sobre a atividade de exocitose por vários estímulos de bário, realizar uma gravação amperométrico de exocitose lançamento de três consecutivos BaCl2 estímulos na mesma célula colocados em tampão isotônico e usando o mesmo protocolo de tempo para os experimentos de incubação de células consecutivas com osmolaridade diferente.</li>
</ol>3. intracelular Cytometry eletroquímica24,26
<ol><li>Para fabricar eletrodos para medições de tamanho quantal vesículas, usar os mesmos materiais e começar a preparar um 5 µm em eletrodo de fibra de carbono de diâmetro de acordo com as descrições nas seções 2.1 e 2.2 da fabricação de microeletrodos para exocitose amperométrico medições.</li>
	<li>Sob um microscópio, use um bisturi para cortar a fibra de carbono estendendo fora a ponta do vidro para que uma fibra de carbono com um comprimento que varia de 30 a 100 µm é deixada de fora da ponta de vidro.</li>
	<li>Para preparar uma flama gravado ponta do eletrodo de fibra de carbono, use uma chama de butano. Para conseguir um uniformemente gravado, ponta de eletrodo em forma cilíndrica, segure o eletrodo cilíndrico em forma de fibra de carbono enquanto rodá-la e colocar a fibra de carbono estendendo-se desde o vidro na borda azul da chama do butano até a ponta do carbono desenvolve um vermelho Cor. Isso geralmente leva menos de 2 s. Se for bem sucedida, isso resulta em um tamanho de ponta de eletrodo gravado de 50 a 100 nm de diâmetro (uma imagem SEM de tal dica é mostrada na Figura 5B). Depois chama decapagem, coloque o eléctrodo sob um microscópio para avaliar a ponta do eletrodo.</li>
	<li>Inserir o microeléctrodo cilíndrico nanotip em solução de epóxi para 3 min, seguido por um 15 s mergulhando de ponta do eletrodo em uma solução de acetona. Isso permite que o epóxi selar o espaço potencial da lacuna entre a fibra de carbono e a parede capilar de vidro isolante, enquanto a acetona limpa o epóxi fora da superfície do eletrodo gravado da fibra do carbono. Para curar o epóxi, asse os eléctrodos em estufa durante a noite a 100 ° C.</li>
	<li>Antes de usar, testar a corrente de estado estacionário de microeletrodos cada fibra de carbono, conforme explicado na seção 2.7 utilizando voltametria cíclica. Para experiências, apenas usar eléctrodos que exibem um platô atual em torno de 1.5-2.5 at27.</li>
	<li>Para as medições amperometry intercelular, colocar as células em microscópio, conforme descrito em 2.8 e usar as mesmas configurações experimentais do potentiostat, conforme descrito em 2.9.</li>
	<li>Para executar a medição amperométrico intracelular e para evitar danos físicos significativos para a célula, insira o microeléctrodo cilíndrica de nanotip a célula adicionando um mecânico suave forçar, apenas o suficiente para empurrar o elétrodo através do plasma celular membrana e para o citoplasma da célula usando um micromanipulador.</li>
	<li>Após a inserção e com a membrana da célula, selado em torno do eletrodo cilíndrico, inicie a gravação de amperométrico in situ na célula viva. Na oxidação potencial que é aplicada ao eletrodo, vesículas irão adsorver na superfície do eletrodo e estocàstica romper.  Portanto, não há nenhuma necessidade para qualquer tipo de estímulo para iniciar este processo.</li>
	<li>Para determinar o efeito osmótico no tamanho quantal vesículas, colete as medições de citometria intracelular de um grupo de células que têm sido incubados em isotônica e hipertônica buffer usando a condição experimental, conforme descrito na seção 2.13.</li>
</ol>4. dados análise de gravações Amperometry
<ol><li>Para analisar os dados de amperometry gravado de exocitose e vesículas intracelulares tamanho quantal análise, use um programa de software que permite a análise de transientes atuais no atual gravado contra rastreamento de tempo assim tão cinético parâmetros de pico e a carga total integrada para picos de corrente individuais pode ser determinada. Para análise de dados, usamos software desenvolvido no laboratório de Sulzer, o que foi escrito para o programa de análise de dados Igor28.</li>
	<li>Quando analisar o amperométrico picos, selecione um limite para picos de três vezes o raiz da média quadrado (RMS) desvio-padrão do ruído para cada gravação.</li>
	<li>Coletar os picos amperométrico de cada gravação de célula manualmente para evitar picos de falsos que não siga a forma gaussiana, o dobro de pontos que podem ser o resultado de eventos exocitose mesclado e só aceita Gaussian em forma de picos com um limite de três vezes maior do que o ruído de RMS.</li>
	<li>Recolher os dados para o custo total por amperométrico único pico e usar a lei de Faraday (N = QnF) para calcular a quantidade molar de neurotransmissor de catecolamina detectado por exocitose ou evento de ruptura de vesícula única intracelular, onde N é os moles de neurotransmissores, passando por uma reação redox na superfície do elétrodo, Q = carga total detectada sob cada spike, n = número de elétrons transferidos na reação redox (n = 2 para catecolaminas) e o Faraday´s constante F = 96485 C/mol.</li>
	<li>Realizar análise estatística dos dados coletados pelo primeiro calcular a carga média detectada por evento para cada célula. Então para a variação entre as células, calcular a carga média entre as células e usar um de t-Student entre células assumindo Variância desigual. Este estudo utilizou o programa MATLAB para análise estatística.</li>
</ol>5. TEM imagens para análise de tamanho de vesículas
<ol><li>Para executar a imagem TEM de células em diferentes condições osmóticos, primeiro Incube as celulas em tampão isotônica ou hipertônica por 10 min a 37 ° C em 5% CO2 ambiente antes fixação química das células.</li>
	<li>Realize a fixação de células usando o método fixador de Karnovsky29. Usando esse método, incubar as células com uma solução contendo 0,01% de azida de sódio, 1% de formaldeído e glutaraldeído de 1,25%, em que a amostra pode ser armazenada a 4 ° C.</li>
	<li>Após a fixação, lavam-se as células com tampão de cacodylate de sódio 0,15 M.</li>
	<li>Manchar a célula amostras post fixação e em preparação para TEM imagem, incubam as células com uma solução de tetróxido de ósmio 1% para 2 h a 4 ° C, seguido de incubação de 1 h em solução de acetato de uranilo 0,5% à temperatura ambiente no escuro.</li>
	<li>Em uma etapa final da fixação, desidrata as células primeiro enxaguando as células em etanol 100% e depois enxaguar células com acetona.</li>
	<li>Incorporar as amostras de células em epoxyresin e posteriormente realizar a centrifugação a 4.000 x g por 30-40 min e permitir que a amostra de células polimerizar a 40 ° C por 15 h seguido de incubação de 48 h a 60 ° C.</li>
	<li>Em preparação para a imagem latente, seção amostra celular incorporado em ágar 100 resina em fatias com espessura de 60 nm, utilizando um ultramicrotome.</li>
	<li>Submeter as células a uma solução de etanol acetate/25% de uranilo 4% durante 4 min, seguido por 20 s de lavagem com água. Lavar as células com citrato de chumbo de Reynolds por 3 min, seguido por 20 s de lavagem com água.</li>
	<li>Imagem de microscopia eletrônica de transmissão de amostras de células de executar. Em nossos experimentos, nós usamos um microscópio eletrônico de transmissão que foi operado em 120 kV.</li>
	<li>De cada imagem gravada de uma seção de célula ilustrando a ultraestrutura celular que exibe uma população das vesículas no citoplasma celular, primeiro calibre o tamanho de pixel da imagem, relacionando os pixels para a barra de escala gravada em cada imagem TEM. Use o software de imagem para determinar os tamanhos de vesículas em cada imagem de células expostas a condições isotônicas ou hipertônica. Em nossos experimentos, utilizamos o software ImageJ para análise de imagem. É interessante notar que para análise de imagens de ultraestrutura celular de imagens TEM de células, ajuste do tamanho dessas medições com base na espessura das seções de célula precisa ser considerado e têm sido descritas anteriormente por Almers´s laboratório30.</li>
</ol>

<ol>
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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exocytotic+release+from+individual+granules+exhibits+similar+properties+at+mast+and+chromaffin+cells.">Exocytotic release from individual granules exhibits similar properties at mast and chromaffin cells.</a> Biophys J. 71 (3), 1633 (1996).</li><li>Jankowski, J. A., Finnegan, J. M., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+ionic+composition+alters+kinetics+of+vesicular+release+of+catecholamines+and+quantal+size+during+exocytosis+at+adrenal+medullary+cells.">Extracellular ionic composition alters kinetics of vesicular release of catecholamines and quantal size during exocytosis at adrenal medullary cells.</a> J Neurochem. 63 (5), 1739-1747 (1994).</li><li>Leszczyszyn, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nicotinic+receptor-mediated+catecholamine+secretion+from+individual+chromaffin+cells.+Chemical+evidence+for+exocytosis.">Nicotinic receptor-mediated catecholamine secretion from individual chromaffin cells. Chemical evidence for exocytosis.</a> J Biol Chem. 265 (25), 14736-14737 (1990).</li><li>Wightman, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+resolved+catecholamine+spikes+correspond+to+single+vesicle+release+from+individual+chromaffin+cells.">Temporally resolved catecholamine spikes correspond to single vesicle release from individual chromaffin cells.</a> P Natl Acad Sci. 88 (23), 10754-10758 (1991).</li><li>Fathali, H., Dunevall, J., Majdi, S., Cans, A. -. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+osmotic+stress+reduces+the+vesicle+size+while+keeping+a+constant+neurotransmitter+concentration.">Extracellular osmotic stress reduces the vesicle size while keeping a constant neurotransmitter concentration.</a> ACS Chemical Neuroscience. , (2017).</li><li>Bath, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subsecond+adsorption+and+desorption+of+dopamine+at+carbon-fiber+microelectrodes.">Subsecond adsorption and desorption of dopamine at carbon-fiber microelectrodes.</a> Anal Chem. 72 (24), 5994-6002 (2000).</li><li>Li, X., Majdi, S., Dunevall, J., Fathali, H., Ewing, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Measurement+of+Transmitters+in+Individual+Vesicles+in+the+Cytoplasm+of+Single+Cells+with+Nanotip+Electrodes.">Quantitative Measurement of Transmitters in Individual Vesicles in the Cytoplasm of Single Cells with Nanotip Electrodes.</a> Angew Chem Int Edit. 54 (41), 11978-11982 (2015).</li><li>Zoski, C. G., Mirkin, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Steady-state+limiting+currents+at+finite+conical+microelectrodes.">Steady-state limiting currents at finite conical microelectrodes.</a> Anal Chem. 74 (9), 1986-1992 (2002).</li><li>Mosharov, E. V., Sulzer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+exocytotic+events+recorded+by+amperometry.">Analysis of exocytotic events recorded by amperometry.</a> Nat Methods. 2 (9), 651-658 (2005).</li><li>Morris, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+formaldehyde+glutaraldehyde+fixative+of+high+osmolality+for+use+in+electron+microscopy.">A formaldehyde glutaraldehyde fixative of high osmolality for use in electron microscopy.</a> J Cell Biol. 27, 137-139 (1965).</li><li>Parsons, T. D., Coorssen, J., Horstmann, H., Almers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Docked+granules,+the+exocytic+burst,+and+the+need+for+ATP+hydrolysis+in+endocrine+cells.">Docked granules, the exocytic burst, and the need for ATP hydrolysis in endocrine cells.</a> Neuron. 15 (5), 1085-1096 (1995).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Aqui apresentamos um protocolo e as vantagens da combinação de três métodos analíticos complementares para análise de vesículas secretoras e o processo de exocitose para ganhar uma melhor compreensão de como uma força física, tais como a pressão osmótica pode afetar vesículas secretoras e o processo de exocitose em células secretoras. Estes métodos incluem amperometry de microeletrodos de fibra de carbono, que é um método estabelecido para gravar a atividade de exocitose, citometria eletroquímica intrac...

Células cromafins em glândulas supra-renais são células neuroendócrinas que liberam moléculas de neurotransmissor na corrente sanguínea. Isto ocorre através de um processo celular que envolve o encaixe e a fusão de vesículas cheias de neurotransmissores, resultando em liberação de conteúdo de vesículas para o espaço extracelular em um processo chamado exocitose. Os neurotransmissores (adrenalina e noradrenalina) nas células cromafins são ativamente transportados por proteínas de membrana em vesículas grande núcleo denso (LDCVs) e armazenados em altas concentrações (~0.5-1 M)1,2. Acúmulo de neurotransmissores dentro as LDCVs é conseguido a afinidade das moléculas de catecolaminas para a matriz de proteína intravesicular denso núcleo composta de cromogranina proteínas (~ 169 mg/mL),3,4,5 ,6e uma solução de cocktail intravesicular contendo componentes-chave para armazenamento e carregamento de catecolaminas da vesícula como o ATP (125-300mm)7, Ca2 + (50-100 µM na solução e ~ 40 mM ligado para o matriz de proteína)8, Mg2 + (5 mM)9, ascorbato (10-30 mM)10e um pH de11,de ~5.512. Os LDCVs mantenham uma condição de iso-osmótica com a célula citoplasma (310 mOsm/kg)13, mesmo que a concentração de soluto teórica dentro as vesículas soma até mais de 750 mM. A composição dos componentes intravesicular não só é essencial para o carregamento e armazenamento de catecolaminas, mas também para a agregação de solutos para a matriz de proteína de núcleo denso. Isto reduz significativamente a osmolaridade das vesículas é significativamente reduzida e pode afetar a catecolamina quantidade que é liberada durante a exocitose5,6.
Estudos sobre o efeito da pressão osmótica extracelular sobre o processo de exocitose por gravação amperométrico relataram essa alta pressão osmótica extracelular inibe a atividade de exocitose e reduz o número de neurotransmissores secretados de único vesículas compartimentos4,14,15,16,17,18,19. As explicações destas observações têm especulado sobre o possível reforço do apinhamento macromolecular em eventos de fusão de vesículas inibindo o célula citoplasma e uma alteração nas propriedades biofísicas de membrana que afetam o número de neurotransmissores liberados durante a exocitose. Estes pensamentos assumiram que alto estresse osmótico extracelular não afeta o tamanho de vesículas quantal, que define o número de moléculas de neurotransmissor armazenado em um compartimento de vesículas na fase prévia de exocitose desencadeada14, 15 , 17 , 19 , 20 , 21. em amperométrico medições de exocitose liberação de células únicas, um microeléctrodo de disco de fibra de carbono é colocado em contato com a superfície da célula, criando um conjunto experimental até imitando a configuração de sinapse, onde o amperométrico eletrodo serve como um detector pós-sináptico (Figura 1)22,23. Estimulando uma célula a exocitose, pode-se induzir vesículas cheias de neurotransmissores se fundem com a membrana plasmática de célula e liberar a parte ou o conteúdo completo da vesícula para o espaço extracelular. Estas moléculas de neurotransmissor liberadas na superfície do eléctrodo podem ser detectadas eletroquimicamente se os neurotransmissores são eletroativos (por exemplo, catecolaminas) aplicando um potencial redox de 700 mV vs um eletrodo de referência Ag/AgCl . Por conseguinte, uma série de picos de corrente marca a detecção de eventos individuais exocitose. A corrente contra rastreamento de tempo em uma gravação de amperométrico, a área sob cada espiga amperométrico único representa a carga detectada por evento de exocitose e pode ser convertida para a toupeira de neurotransmissores liberados, usando a equação de Faraday. Portanto, as gravações amperométrico fornecem informações quantitativas sobre os neurotransmissores quantidade expelidos de eventos único exocitose e relatam sobre a frequência de eventos de exocitose, mas não apresentam informações quantitativas sobre as vesículas secretoras iniciou-se o conteúdo antes da fusão de vesículas e liberação de neurotransmissores.
Portanto, para obter uma melhor compreensão de como secretoras vesículas na célula citoplasma responder ao estresse osmótico extracelular antes que a célula é acionada para se submeter a exocitose, outros métodos analíticos complementares podem ser usados para enriquecer esta informação. Por exemplo, para investigar se estresse osmótico altera o volume de vesículas, microscopia eletrônica de transmissão (TEM) análise de imagem pode ser usada para medir o tamanho de vesículas de células após a fixação química. Para examinar se estresse osmótico afeta tamanho quantal vesículas, uma técnica recentemente desenvolvidos amperométrico chamada citometria eletroquímica intracelular, pode ser aplicado para a quantificação do conteúdo de neurotransmissor de vesículas em vesículas secretoras no seu estado nativo quando ainda residindo no citoplasma das células vivas,26. Na técnica de citometria de eletroquímica intracelular, um eletrodo cilíndrico de fibra de carbono de nanotip é delicadamente inserido no citoplasma das células vivas e, aplicando um potencial de mV 700 para o eletrodo (eletrodo de referência vs um Ag/AgCl), o conteúdo de catecolaminas nas vesículas pode ser quantificado pela detecção de um pico de corrente redox de vesículas único colidindo, fixando e posteriormente estocàstica ruptura na superfície do eletrodo e, assim, liberando seu conteúdo contra o eletrodo superfície26. Portanto, no amperométrico atual contra rastreamento de tempo, cada evento rompendo vesícula única pode resultar em uma corrente transitória e, integrando a área de cada pico atual, o tamanho quantal vesículas pode ser calculado usando a lei de Faraday´s.
Portanto, vinculando-se as informações quantitativas adquiridas com medições de tamanho de vesículas utilizando TEM imagens juntamente com a análise de tamanho de quantal de vesículas, como registrado por citometria de eletroquímica intracelular, concentração do neurotransmissor de vesículas pode também ser determinada. Isto permite a caracterização de vesículas quando as células estão expostas a diferentes condições osmóticos e fornece uma visão melhor sobre como vesículas podem responder ao estresse osmótico extracelular na fase antes da exocitose. Os resultados da combinação desses métodos demonstraram que na presença de extracelular alta pressão osmótica, vesículas encolhem e ajustar seu tamanho quantal e mostra que, comparar as informações quantitativas sobre alterações relativas a partir dessas medições enquanto a encolher, vesículas ajuste seus conteúdos e tamanho para manter um neurotransmissor constante concentração24. Assim, este entendimento é valioso em conexão com as observações feitas na liberação do neurotransmissor em células expostas ao estresse osmótico. Estes protocolos, descrevemos o uso dessas três metodologias complementares que permitem a caracterização das vesículas secretoras como em seu ambiente nativo responder a osmolalidade extracelular e os efeitos da resposta sobre a exocitose processo. Além de nossas observações anteriores sobre o efeito da alta pressão osmótica na exocitose24, apresentamos experimentos adicionais que descrevem a recuperação celular após choque osmótica e o efeito de vários estímulos de bário em cromafim células.

<table><tbody><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-2670</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase P</td><td>Roche, Sweden</td><td>11 213 857 001</td><td></td></tr><tr><td>100-&amp;micro;M Nylon mesh</td><td>Fisher Sientific</td><td>08-771-19</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1677</td><td></td></tr><tr><td>Collagen IV coated 60 mm plastic dish</td><td>VWR</td><td>354416</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Avanti J-20XP</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillary</td><td>Sutter instrument Co., Novato, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micropipette puller</td><td>Narishing Inc., Japan</td><td>PE-21</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy solutions (A and B)</td><td>Epoxy technology, Billerica, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Beveller</td><td>Narishing Inc.</td><td>EG-400</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Microscope</td><td>Olympus</td><td>IX81</td><td></td></tr><tr><td>Patch clamp Instrument</td><td>Molecular Devices, Sunnyvale, CA</td><td>Axopatch 200B</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Burleigh Instrument Inc., USA</td><td>PCS-5000</td><td></td></tr><tr><td>Butane Flame</td><td>Multiflame AB, H&amp;auml;sselholm, Sweden</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transmission electron microscopy</td><td>Omega</td><td>Leo 912 AB</td><td></td></tr></tbody></table>

monitoring the effect of osmotic stress on secretory vesicles and exocytosis

Amperometry gravação de células submetidas a choque osmotic mostrar que as células secretoras respondem a este estresse físico, reduzindo a atividade de exocitose e a quantidade de neurotransmissor liberado de vesículas em eventos de exocitose único. Sugeriu que a redução de neurotransmissores expulso é devido a alterações nas propriedades biofísicas de membrana quando células encolhem em resposta a estresse osmótico e com as suposições feitas que secretoras vesículas no citoplasma celular não são afetadas pela pressão osmótica extracelular. Amperometry gravação de exocitose monitora o que é liberado das células no momento uma vesícula funde-se com a membrana plasmática, mas não fornece informações sobre o conteúdo da vesícula antes da fusão de vesículas é disparada. Portanto, combinando amperometry gravação com outros métodos analíticos complementares capazes de caracterizar as vesículas secretoras antes de exocitose em células é disparada oferece uma visão mais ampla para analisar como secretoras vesículas e o processo de exocitose são afetados pelo choque osmótica. Aqui descrevemos como complementar amperometry gravando com citometria eletroquímica intracelular e imagem de microscopia eletrônica (TEM) de transmissão pode ser usado para caracterizar alterações no conteúdo de tamanho e neurotransmissor de vesículas secretoras no células cromafins em relação à atividade de exocitose antes e após a exposição ao estresse osmótico. Vinculando-se as informações quantitativas adquiridas com experimentos usando todos os três métodos analíticos, conclusões foram feitas anteriormente que vesículas secretoras responderem a pressão osmótica extracelular a encolher no tamanho e reduzindo o tamanho da vesícula quantal a manter uma concentração de neurotransmissor de vesículas constante. Portanto, isto dá algum esclarecimento sobre por vesículas, em resposta a estresse osmótico, reduzem os neurotransmissores montante lançados durante lançamento de exocitose. As gravações de amperométrico aqui indicam que este é um processo reversível e essa vesícula após choque osmotic são recarregados com neurotransmissores quando colocadas células são revertidas em um ambiente de isotônico.

Aqui descrevemos o protocolo para como combinar imagens TEM juntamente com duas metodologias eletroquímicas, fibra de carbono amperometry e intracelular citometria de eletroquímica, pode fornecer informações que ganha uma visão mais ampla, aludindo ao efeito de pressão osmótica extracelular em vesículas secretoras e o processo de exocitose. Comparando o representante amperométrico gravações de liberação de exocitose no única células cromafins usando o experimental Setup (mostrado na Fi...

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Monitoring the Effect of Osmotic Stress on Secretory Vesicles and Exocytosis

Estresse osmótico afeta a exocitose e a quantidade de neurotransmissor liberado durante este processo. Demonstramos como combinando métodos eletroquímicos juntamente com microscopia eletrônica de transmissão pode ser usado para estudar o efeito da pressão osmótica extracelular na atividade de exocitose, vesículas quantal tamanho e a quantidade de neurotransmissor liberado durante a exocitose.

O efeito do estresse osmótico em vesículas secretoras e exocitose de monitoramento

Amperometry recording of cells subjected to osmotic shock show that secretory cells respond to this physical stress by reducing the exocytosis activity ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.5K visualizações.  Chalmers University of Technology. Estresse osmótico afeta a exocitose e a quantidade de neurotransmissor liberado durante este processo. Demonstramos como combinando métodos eletroquímicos juntamente com microscopia eletrônica de transmissão pode ser usado para estudar o efeito da pressão osmótica extracelular na atividade de exocitose, vesículas quantal tamanho e a quantidade de neurotransmissor liberado durante a exocitose.

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Membrane Remodeling of Giant Vesicles in Response to Localized Calcium Ion Gradients

In a wide variety of fundamental cell processes, such as membrane trafficking and apoptosis, cell membrane shape transitions occur concurrently with local variations in calcium ion concentration. The main molecular components involved in these processes have been identified; however, the specific interplay between calcium ion gradients and the lipids within the cell membrane is far less known, mainly due to the complex nature of biological cells and the difficultly of observation schemes. To bridge this gap, a synthetic approach is successfully implemented to reveal the localized effect of calcium ions on cell membrane mimics. Establishing a mimic to resemble the conditions within a cell is a severalfold problem. First, an adequate biomimetic model with appropriate dimensions and membrane composition is required to capture the physical properties of cells. Second, a micromanipulation setup is needed to deliver a small amount of calcium ions to a particular membrane location. Finally, an observation scheme is required to detect and record the response of the lipid membrane to the external stimulation. This article offers a detailed biomimetic approach for studying the calcium ion-membrane interaction, where a lipid vesicle system, consisting of a giant unilamellar vesicle (GUV) connected to a multilamellar vesicle (MLV), is exposed to a localized calcium gradient formed using a microinjection system. The dynamics of the ionic influence on the membrane were observed using fluorescence microscopy and recorded at video frame rates. As a result of the membrane stimulation, highly curved membrane tubular protrusions (MTPs) formed inside the GUV, oriented away from the membrane. The described approach induces the remodeling of the lipid membrane and MTP production in an entirely contactless and controlled manner. This approach introduces a means to address the details of calcium ion-membrane interactions, providing new avenues to study the mechanisms of cell membrane reshaping.

We present a technique for contactless micromanipulation of vesicles, using localized calcium ion gradients. Microinjection of a calcium ion solution, in the vicinity of a giant lipid vesicle, is utilized to remodel the lipid membrane, resulting in the production of membrane tubular protrusions.

Remodelação de membrana das vesículas gigantes em resposta a gradientes de íons cálcio localizadas

In a wide variety of fundamental cell processes, such as membrane trafficking and apoptosis, cell membrane shape transitions occur concurrently with local ...

Química

Investigating Mast Cell Secretory Granules; from Biosynthesis to Exocytosis

Mast Cells (MC) are secretory cells of the immune system that accomplish their physiological and pathological functions by releasing pre-formed and newly synthesized allergic, inflammatory and immunoregulatory mediators. MCs&#8217; mediators affect multiple tissues and organs culminating in allergic and immune responses. The synthesis, storage and release of the MC mediators are highly regulated. The pre-formed mediators are packed in cytoplasmic secretory granules&#160;(SG) that fuse with the plasma membrane and release their content by regulated exocytosis. We present a protocol, based on the co-expression of a gene of interest with a reporter gene that is targeted to the SGs and is released in a regulated fashion alongside the endogenous SG mediators. The protocol enables high resolution four dimensional confocal analyses of the MC SGs and monitoring their timeline from biogenesis to triggered exocytosis. Thus, using this protocol for screening genes of interest for their phenotypic and functional impact allows deciphering the molecular mechanisms that govern the biogenesis and exocytosis of the MC SGs and identifying the regulators involved. Thereby, further insights into the cellular mechanisms that account for MCs function in health and disease should be provided.

The goal of the present&#160;protocol was to develop a method that will allow functional genomic analyses of mast cell secretion. The protocol is based on quantitative assessment of the release of a fluorescent reporter gene cotrasfected with the gene of interest and real time&#160;analyses of the secretory granule&#39;s morphology.

Investigando Mastócito Secretory grânulos; de Biossíntese de Exocytosis

Mast Cells (MC) are secretory cells of the immune system that accomplish their physiological and pathological functions by releasing pre-formed and newly ...

Imunologia e Infecção

Modulating Shape of Polyester Based Polymersomes using Osmotic Pressure

Polymersomes are membrane-bound, bilayer vesicles created from amphiphilic block copolymers that can encapsulate both hydrophobic and hydrophilic payloads for drug delivery applications. Despite their promise, polymersomes are limited in application due to their spherical shape, which is not readily taken up by cells, as demonstrated by solid nanoparticle scientists. This article describes a salt-based method for increasing the aspect ratios of spherical poly(ethylene glycol) (PEG)- based polymersomes. This method can elongate polymersomes and ultimately control their final shape by adding sodium chloride in post-formation dialysis. Salt concentration can be varied, as described in this method, based on the hydrophobicity of the block copolymer being used as the base for the polymersome and the target shape. Elongated nanoparticles have the potential to better target the endothelium in larger diameter blood vessels, like veins, where margination is observed. This protocol can expand therapeutic nanoparticle applications by utilizing elongation techniques in tandem with the dual-loading, long-circulating benefits of polymersomes.

Polymersomes are self-assembled polymeric vesicles that are formed in spherical shapes to minimize Gibb's Free Energy. In the case of drug delivery, more elongated structures are beneficial. This protocol establishes methods to create more rod-like polymersomes, with elongated aspect ratios, using salt to induce osmotic pressure and reduce internal vesicle volumes.

Forma modulada de poliéster baseado em polimeroses usando pressão osmótica

Polymersomes are membrane-bound, bilayer vesicles created from amphiphilic block copolymers that can encapsulate both hydrophobic and hydrophilic payloads ...

Bioengenharia

Temporal Quantification of MAPK Induced Expression in Single Yeast Cells

The quantification of gene expression at the single cell level uncovers novel regulatory mechanisms obscured in measurements performed at the population level. Two methods based on microscopy and flow cytometry are presented to demonstrate how such data can be acquired. The expression of a fluorescent reporter induced upon activation of the high osmolarity glycerol MAPK pathway in yeast is used as an example. The specific advantages of each method are highlighted. Flow cytometry measures a large number of cells (10,000) and provides a direct measure of the dynamics of protein expression independent of the slow maturation kinetics of the fluorescent protein. Imaging of living cells by microscopy is by contrast limited to the measurement of the matured form of the reporter in fewer cells. However, the data sets generated by this technique can be extremely rich thanks to the combinations of multiple reporters and to the spatial and temporal information obtained from individual cells. The combination of these two measurement methods can deliver new insights on the regulation of protein expression by signaling pathways.

Two complementary methods based on flow cytometry and microscopy are presented which enable the quantification, at the single cell level, of the dynamics of gene expression induced by the activation of a MAPK pathway in yeast.

A quantificação temporal da expressão MAPK induzida em células de levedura Solteiro

The quantification of gene expression at the  single cell level uncovers novel regulatory mechanisms obscured in measurements  performed at the population ...

Biologia

Imaging FITC-dextran as a Reporter for Regulated Exocytosis

Regulated exocytosis is a process by which cargo, which is stored in secretory granules (SGs), is released in response to a secretory trigger. Regulated exocytosis is fundamental for intercellular communication and is a key mechanism for the secretion of neurotransmitters, hormones, inflammatory mediators, and other compounds, by a variety of cells. At least three distinct mechanisms are known for regulated exocytosis: full exocytosis, where a single SG fully fuses with the plasma membrane, kiss-and-run exocytosis, where a single SG transiently fuses with the plasma membrane, and compound exocytosis, where several SGs fuse with each other, prior to or after SG fusion with the plasma membrane. The type of regulated exocytosis undertaken by a cell is often dictated by the type of secretory trigger. However, in many cells, a single secretory trigger can activate multiple modes of regulated exocytosis simultaneously. Despite their abundance and importance across cell types and species, the mechanisms that determine the different modes of secretion are largely unresolved. One of the main challenges in investigating the different modes of regulated exocytosis, is the difficulty in distinguishing between them as well as exploring them separately. Here we describe the use of fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran as an exocytosis reporter, and live cell imaging, to differentiate between the different pathways of regulated exocytosis, focusing on compound exocytosis, based on the robustness and duration of the exocytic events.

Here we detail a method for live cell imaging of regulated exocytosis. This method utilizes FITC-dextran, which accumulates in lysosome-related organelles, as a reporter. This simple method also allows distinguishing between different modes of regulated exocytosis in cells that are difficult to manipulate genetically.

Imagem latente FITC-dextrano como repórter por exocitose regulada

Regulated exocytosis is a process by which cargo, which is stored in secretory granules (SGs), is released in response to a secretory trigger. Regulated ...

Quantifying Spatiotemporal Parameters of Cellular Exocytosis in Micropatterned Cells

Live imaging of the pHluorin tagged Soluble N-ethylmaleimide-sensitive-factor Attachment protein REceptor (v-SNARE) Vesicle-associated membrane protein 7 (VAMP7) by total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM) is a straightforward way to explore secretion from the lysosomal compartment. Taking advantage of cell culture on micropatterned surfaces to normalize cell shape, a variety of statistical tools were employed to perform a spatial analysis of secretory patterns. Using Ripley&#8217;s K function and a statistical test based on the nearest neighbor distance (NND), we confirmed that secretion from lysosomes is not a random process but shows significant clustering. Of note, our analysis revealed that exocytosis events are also clustered in nonadhesion areas, indicating that adhesion molecules are not the only structures that can induce secretory hot spots at the plasma membrane. Still, we found that cell adhesion enhances clustering. In addition to precisely defined adhesive and nonadhesive areas, the circular geometry of these micropatterns allows the use of polar coordinates, simplifying analyses. We used Kernel Density Estimation (KDE) and the cumulative distribution function on polar coordinates of exocytosis events to identify enriched areas of exocytosis. In ring-shaped micropattern cells, clustering occurred at the border between the adhesive and nonadhesive areas. Our analysis illustrates how statistical tools can be employed to investigate spatial distributions of diverse biological processes.

Live imaging of lysosomal exocytosis on micropatterned cells allows a spatial quantification of this process. Morphology normalization using micropatterns is an outstanding tool to uncover general rules about the spatial distribution of cellular processes.

Quantificando parâmetros espáteris de exocitose celular em células micropatteradas

Live imaging of the pHluorin tagged Soluble N-ethylmaleimide-sensitive-factor Attachment protein REceptor (v-SNARE) Vesicle-associated membrane protein 7 ...

Automated Detection and Analysis of Exocytosis

Timelapse TIRF microscopy of pH-sensitive GFP (pHluorin) attached to vesicle SNARE proteins is an effective method to visualize single vesicle exocytic events in cell culture. To perform an unbiased, efficient identification and analysis of such events, a computer-vision based approach was developed and implemented in MATLAB. The analysis pipeline consists of a cell segmentation and exocytic-event identification algorithm. The computer-vision approach includes tools for investigating multiple parameters of single events, including the half-life of fluorescence decay and peak &#916;F/F, as well as whole-cell analysis of the frequency of exocytosis. These and other parameters of fusion are used in a classification approach to distinguish distinct fusion modes. Here a newly built GUI performs the analysis pipeline from start to finish. Further adaptation of Ripley&#39;s K function in R Studio is used to distinguish between clustered, dispersed, or random occurrence of fusion events in both space and time.

We developed automated computer vision software to detect exocytic events marked by pH-sensitive fluorescent probes. Here, we demonstrate the use of a graphical user interface and RStudio to detect fusion events, analyze and display spatiotemporal parameters of fusion, and classify events into distinct fusion modes.

Detecção e Análise Automatizada de Exocistose

Timelapse TIRF microscopy of pH-sensitive GFP (pHluorin) attached to vesicle SNARE proteins is an effective method to visualize single vesicle exocytic ...

Role of ER in the Secretory Pathway

Eukaryotic cells have a special pathway that enables communication between various intracellular membrane-bound compartments and also with the extracellular environment. This pathway is termed as the secretory pathway.
Components of the secretory pathway
About a third of proteins synthesized in the cell are sorted via the secretory route. They shuffle between different compartments in membrane-bound vesicles until they reach their final destination. The main intracellular compartments involved in the secretory pathway are the endoplasmic reticulum, the ER-Golgi intermediate compartment, and the Golgi apparatus. Eventually, the functional protein cargo is delivered within the endomembrane system, exported out of the cell, or inserted into the plasma membrane.
Endoplasmic reticulum: the gateway to the secretory pathway
The endoplasmic reticulum is the primary gateway to the secretory pathway. It is the site where the proteins are folded, modified, and checked for quality before entering the secretory pathway. Various physiological stresses can increase the demand for secretory proteins or cause the accumulation of misfolded proteins in the ER. The disruption in the balance between protein demand and capacity to deliver correctly folded proteins in the ER causes stress.
Unchecked ER stress disturbs ER homeostasis, resulting in cellular dysfunction and disease. The primary characteristics of ER-related diseases are decreased protein folding capacity, failure to recognize and respond to misfolded proteins, and improper activation of responses to misfolded proteins. ER stress is implicated in the pathogenesis of diseases like diabetes mellitus, viral infections, and cancer.&#160; For example, in type II diabetes mellitus, insulin resistance in the peripheral tissues of the liver results in hypersecretion of insulin by the &#946; cells. The secretory overload experienced by the &#946; cells skews the ER balance. It can also result in cell death in later stages of type II diabetes mellitus.

Função do RE na via secretora

Eukaryotic cells have a special pathway that enables communication between various intracellular membrane-bound compartments and also with the ...

Education

JoVE Core

Biologia Celular

Unidade 1

Transporte Transmembranar no Retículo Endoplasmático e Peroxissomos

TERMOS E CONCEITOS CHAVE

Exocytosis

Exocytosis is a process that releases molecules outside the cell. Like other bulk transport mechanisms, exocytosis requires energy.
Exocytosis is the opposite of endocytosis, which brings molecules inside the cell. Sometimes, the released materials are signaling molecules. For example, neurons typically use exocytosis to release neurotransmitters. Cells also use exocytosis to insert proteins such as ion channels into their cell membranes, secrete proteins for use in the extracellular matrix, or remove waste.
There are two main types of exocytosis in eukaryotes&#8212;regulated and non-regulated (or constitutive). Regulated exocytosis requires an external signal and is used to release neurotransmitters and secrete hormones. Unlike regulated exocytosis, constitutive exocytosis is carried out by all cells. Cells use constitutive exocytosis to release components of the extracellular matrix or incorporate proteins into the plasma membrane.
Both regulated and constitutive exocytosis occur in a stepwise manner.
The first step is vesicle trafficking, in which vesicles transport material to the plasma membrane. Motor proteins actively move vesicles along the cytoskeletal tracks of microtubules and filaments. The second step is vesicle tethering, in which vesicles are partially linked to the plasma membrane. In the third step, vesicle docking, the vesicle membrane attaches to the plasma membrane, and the two membranes begin to pair with each other.
The fourth step, vesicle priming, occurs only in regulated exocytosis. Vesicle priming includes modifications occurring after the vesicle docks but before releasing its contents. Priming prepares vesicles for fusion with the plasma membrane.
The fifth step is vesicle fusion. Vesicle fusion can be complete or kiss-and-run. In complete fusion, vesicles entirely collapse and become part of the plasma membrane, expelling the contents from the cell in the process. In kiss-and-run fusion, the vesicle is recycled: It only temporarily fuses with the plasma membrane, releases its contents, and returns to the cell&#39;s interior.

Exocitose

Exocytosis is a process that releases molecules outside the cell. Like other bulk transport mechanisms, exocytosis requires energy.
Exocytosis is the ...

Endocitose e Exocitose

Overview of Secretory Vesicles

Secretory vesicles, also known as dense core vesicles (DCVs), are membrane-bound vesicles that transport secretory proteins, such as hormones or neurotransmitters. Regulated secretory vesicles transport proteins from the trans-Golgi network to the exterior of the cell. Proteins present in regulated secretory vesicles are required to be rapidly exocytosed in large amounts upon a specific stimulus.
Various proteins regulate the aggregation of molecules inside the secretory vesicles. Chromogranins (Cgs) A and B are proteins that bind to soluble molecules present in secretory vesicles. This binding aggregates the soluble molecules, forming DCVs. Cgs function optimally at low pH and high intracellular calcium concentration. The low pH is maintained by the continuous pumping of protons by the V-type ATPases. A high concentration of calcium is present in the endoplasmic reticulum and Golgi complex of most mammalian cells. Hence, the secretory vesicles that bud off from the trans-Golgi network are rich in calcium. Calcium induces pH-dependent conformational changes in Cgs A and B. These conformational changes lead to the binding and aggregation of CgsA and B among other vesicular matrix proteins with the vesicular membrane. Aggregation is important for specific proteins to be sorted into regulated secretory vesicles.
The yeast Saccharomyces cerevisiae is a model system for studying the regulation of secretory vesicle-mediated transport. In 1979, Randy Schekman and Peter Novik generated temperature-sensitive mutants of S. cerevisiae. These mutants expressed proteins that were functional only at low temperatures but not at 37&#176;C. Schekman and Novik observed that these mutants accumulated vesicles and internal membranes. These mutants were also defective in different stages of protein secretion and therefore called them sec mutants. Some sec mutants contained vesicles that were unable to fuse with the plasma membrane, while other mutants could not transport proteins to other organelles. Further, molecular analysis of these mutants revealed 23 sec genes that produced proteins with regulatory roles in different transport stages of secretory vesicles.