O Procedimento Alvar Gaaud é aplicar estimulação de corrente direta transcraniana em camundongos. Isso foi conseguido gerando correntes intensas baixas a partir de um gerador de corrente direta, e enviando-o diretamente para o animal através de eletrodos. O TDCS tem sido investigado como uma alternativa terapêutica não medicamentosa para os principais transtornos psiquiátricos em humanos, como depressão, esquizofrenia, doença de Alzheimer, AHDH e autismo.
Além disso, o TDCS é uma técnica única devido ao seu baixo custo, facilidade de uso e perfil não invasivo. No entanto, os efeitos biológicos da TDCS não são inteiramente compreendidos, e não há consenso quanto aos parâmetros de estimulação, como intensidade atual, duração e telha das áreas cerebrais. Dessa forma, o uso de ordens mínimas é essencial para um estudo minucioso desses mecanismos, o que levará a uma melhor compreensão da eficácia clínica do TDCS através da aquisição e análise de dados comportamentais celulares e moleculares.
Atualmente existem duas configurações de eletrodos para tDCS, chamadas de estimulação anodal e catódal. Na estimulação anodal, as correntes são entregues diretamente na cabeça do animal, através do corpo do animal, e no cátodo posicionado no tórax do animal. Enquanto na estimulação catódal a corrente entra através do tórax do animal, viaja até sua cabeça e para o cátodo.
Em ambas as situações, um gerador de corrente controla a intensidade atual e a duração da estimulação. Ao produzir uma qualidade de contato e inferir feedback. Existem muitas configurações diferentes para posicionamento ativo.
Com isso, todo o eixo tridimensional deve ser levado em consideração. Neste protocolo, um eletrodo de cabeça foi implantado um milímetro em bregma enraizado, na linha lateral para o meio do crânio, e o eletrodo corporal foi posicionado no peito do animal. Devido a uma simulação de curto período, foi recomendado o uso de uma ação rápida e anestesia de curto prazo, como isoflurane vaporizado.
Este procedimento é composto por duas etapas críticas. Colocação de eletrodos e estimulação de corrente direta transcraniana. Os instrumentos cirúrgicos foram esterilizados com pré-manutenção a 440 graus Celsius.
Cotonetes de algodão foram autoclaved a 20 libras por polegada quadrada a 121 graus Celsius por 20 minutos. Gire o controlador da plataforma térmica para 37 graus Celsius. Pese o animal e calcule a dose apropriada para indução de anestesia.
Use uma mistura de cetamina e xilazina a uma dose de 100 miligramas por quilograma de cetamina, e 8 miligramas por quilograma de xilazina. Tamanho da agulha 31G. O animal deve dormir dentro de 2 a 3 minutos.
Use um barbeador elétrico ou uma navalha para raspar o local cirúrgico. Coloque o animal sobre o aparelho estereotaxo sobre a placa de aquecimento pré-aquecida. Segure a cabeça do animal e insira as barras de ouvido de ponta em cada uma das orelhas do animal, para fixá-la na plataforma sterotaxic.
Verifique se não há mudança lateral da cabeça, e pouco movimento vertical, deslocando lentamente a cabeça do animal. Deslize suavemente a máscara de anestesia sobre o nariz do mouse e fixe no lugar apertando o parafuso. Aplique pomada nos olhos do animal para evitar a secagem da córnea durante a cirurgia.
Use um cotonete para preparar o local cirúrgico com três esfoliantes alternados de iodo povidone, ou 2% de clorohexidina e 70% de ethinol. Use um par de pinças para verificar a anestesia adotada apertando levemente os dedos dos dedos dos dedos do animal, e verificando as leis do reflexo geral de pedrelação de pedo animal. Faça uma incisão cerca de três milímetros posterior à linha de ouvido do animal, e pare na linha dos olhos.
O local da incisão deve ter aproximadamente um centímetro de comprimento para ser grande o suficiente para receber o implante. Raspe suavemente o crânio com um raspador ósseo para melhorar a aderência da cola e do cimento. Isso deve ser feito com a intenção de criar micro-arranhões.
Posicione cuidadosamente os ganchos cirúrgicos na pele solta para manter um campo cirúrgico aberto e libertá-lo de obstruções, como a pele de uma pele. Use um cotonete estéril para secar suavemente o couro cabeludo do animal. Use um microscópio de dissecção para visualizar a parte superior do crânio do animal.
Coloque uma agulha no suporte sterotaxic e localize o bregma. Posicione a agulha diretamente acima da cabeça do animal está tocando levemente o bregma. Use o bregma como referência para ajustar as coordenadas da área de interesse.
Fixar o implante no suporte estereotaxista. Posicione o implante sobre a cabeça do animal e abaixe-o lentamente sobre a região de interesse. Use uma agulha para espalhar uma gota, aproximadamente 35 microliters, de supercola no espaço do implante.
Mova lentamente o suporte para baixo até tocar o crânio. Certifique-se de que o espaço do implante está totalmente em contato com a superfície. Prepare o cimento cirúrgico de acordo com as instruções do fabricante.
Após um posicionamento preciso, aplique três camadas finas e uniformes de cimento através do crânio, e na porção inferior do implante. Aplique gota por gota usando uma escova de aplicação. As camadas devem formar estrutura em forma de U para maior suporte estrutural do implante.
Deixe o fio do parafuso do implante limpo de cimento para permitir uma conexão lisa e desobstruída. Deixe cada camada secar por aproximadamente quatro minutos. Após a secagem, retire cuidadosamente o suporte até que esteja completamente desconectado do implante.
Tenha sempre extrema cautela ao manusear o implante, pois pode ser acidentalmente destruído do crânio do animal. Hidrate a pele do animal e o local da incisão com um cotonete encharcado de soro fisiológico. Corte a pele sobre a base do implante.
Use um par de pinças para unir o tecido, e feche a incisão com uma gota de cola cirúrgica de tecido por ponto de 2 centímetros de tecido. Infiltrar-se de 1 a 2% de lidocaína no local da incisão e nos tecidos subjacentes. Hidrate o animal com 500 microliters de lactato ringer simultaneamente.
Coloque o mouse em uma gaiola de casa limpa de 37 graus Celsius pré-aquecida. Construa um pequeno prato de pelotas de comida molhada na gaiola, para fácil acesso à comida nas horas seguintes. Registre o peso pós-cirúrgico do animal.
O animal deve ser administrado com cetoprofeno. 5 miligramas por quilograma simultaneamente após a cirurgia e nos próximos dois dias. Certifique-se de que o estimulador tDCS está totalmente carregado.
Conecte os cabos de ânodo e cátodo ao estimulador tDCS e disponibilize-os perto do local da simulação. Conecte o eletrodo tipo pino ao suporte sterotaxic. Coloque a plataforma térmica em 37 graus Celsius.
Ligue o medidor de oxigênio no sistema de anestesia de inalação para 1 litro por minuto. Coloque o rato na câmara de indução da anestesia. Ligue o vaporizador isoflurane a 3% Permitir que o animal soure efeitos isoflurane por quatro minutos.
Enquanto o animal estiver na câmara de indução, use uma seringa estéril para encher o eletrodo corporal com solução salina de 0,9%. Retire o animal da câmara de indução e posicione seu peito sobre o eletrodo corporal. Deslize suavemente a máscara de anestesia sobre o nariz do mouse e fixe no lugar.
Abaixe a saída isoflurane para 1,5% Encha o implante e o eletrodo tipo pino com soro fisiológico. Anexá-los cuidadosamente. Ajuste o tempo de estimulação e a intensidade atual de acordo com o protocolo.
Verifique a qualidade de contato no sistema tDCS mais tarde. Comece a estimulação. Observe a corrente subindo por 20 segundos para o valor selecionado.
E mantendo-se firme para o tempo estabelecido. Então, no final da seção subindo novamente. Ative o botão canela para controlar.
Observe a corrente subindo por 20 segundos para o valor selecionado. E depois para baixo um para o resto do período de estimulação, com uma rampa final para o valor selecionado, no final, com uma rampa consecutiva para baixo. Uma das seções de estimulação está completa, transfira cuidadosamente o animal para uma gaiola pré-aquecida de 37 graus Celsius por 10 minutos.
Este protocolo usa tDCS para estimular o córtex cerebral do mouse um milímetro antes do bregma. Este gráfico mostra a expressão estatisticamenteizada e genética após o protocolo de estimulação do TDCS. Usando uma intensidade de corrente de 0,35 miliamperes durante 10 minutos por dia.
O implante tCDS apresentou auto-viável do primeiro ao quinto dia sem diferença significativa entre os dias em qualidade de contato. Há uma variedade de protocolos de estimulação de TCDS em cérebros modelo. Os protocolos devem ser escolhidos de acordo com as particularidades do seu experimento.
Área de estimulação, intensidade atual, duração da sessão e posicionamento de eletrodos. Neste protocolo em particular, visamos modular o córtex motor através do nosso tDCS conhecido com a corrente de 350 microamperes por 10 minutos. Depois de assistir a este vídeo, você poderá executar tDCS em ratos.
Quando alguém pratica cirurgia pode levar até quatro minutos por animal. É essencial levar em consideração as orientações de cuidado animal ao utilizar os camundongos durante a operação e acompanhar os cuidados pós-cirúrgicos aos animais para que os animais permaneçam saudáveis durante o estudo. Também recomendamos esperar de cinco a sete dias após a colocação do implante para realizar os experimentos, uma vez que a resposta fisiológica do animal ao trauma pode interferir nos desfechos biológicos.
