Este trabalho foi apoiado pelo Plano de Desenvolvimento de Ciência e Tecnologia de 2020 na Cidade de Jinan (Grant Number 202019059), pelo Projeto de Ciência e Tecnologia de Medicina Tradicional Chinesa da Província de Shandong (Grant Number 2021Q080) e pelo Qilu School of Traditional Chinese Medicine Inherit Project (Grant Number [2022]93).

Este estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética do Hospital Afiliado da Universidade de Medicina Tradicional Chinesa de Shandong (Número: AWE-2022-023).
1. Animais de experimentação
<ol><li>Vinte ratos machos da raça Sprague-Dawley (SD) (7 semanas de idade, 250-280 g) foram alojados em condições padrão (temperatura ambiente [TR] 20-24 °C, umidade 40%-60% e ciclo claro/escuro de 12 h/12 h).</li>
</ol>2. Método de agrupamento
<ol><li>Agrupar os ratos SD em grupo controle (C), grupo controle modelo FS (M), grupo de tratamento Tuina modelo FS (MT) e grupo de tratamento oral modelo FS (MO), cada um composto por 5 ratos. Manter 5 ratos por gaiola (mesmo grupo).</li>
	<li>Após 7 dias de aclimatação, imobilizar um ombro dos ratos dos grupos M, MT e MO usando imobilização gessada por 3 semanas para mimetizar o SF como descrito na próxima seção.</li>
	<li>Administrar a terapêutica com Tuina aos ratos do grupo MT durante 2 semanas, conforme descrito na secção 4 (Figura 1).</li>
	<li>Calcular a dose necessária de dexametasona para cada quilograma de ratos (0,0675 mg/dia) com base na dose de adultos (0,75 mg/dia) e na relação entre a área de superfície do corpo do rato e o humano (0,018).</li>
	<li>Administrar diariamente solução de dexametasona intragástrica a ratos do grupo MO a 0,067 mg/kg/dia às 7:00 AM durante 2 semanas. NOTA: Use este método de agrupamento para confirmar o efeito do protocolo de Tuina neste estudo. Realizar o método de agrupamento de acordo com os propósitos experimentais em diferentes estudos.</li>
</ol>3. Desenvolvimento do modelo FS
<ol><li>Anestesiar ratos utilizando tribromoetanol (250 mg/kg, por injeção intraperitoneal)11. OBS: De acordo com as exigências do comitê de ética da instituição, uma solução estoque composta de tribomoetanol (10 g) e álcool terc-amílico (10 mL) foi armazenada a 4 °C.  Antes do uso, foi diluído a 2% com água destilada.</li>
	<li>Aplicar ataduras embebidas em gesso no ombro direito e tórax dos ratos, mantendo o membro torácico direito a 90° de rotação interna da articulação do ombro por 3 semanas (Figura 2)12. NOTA: Monitore os ratos para garantir que eles possam realizar atividades fisiológicas normais, como caminhar, comer e beber. Recorrija a bandagem de gesso se os ratos não puderem realizar atividades fisiológicas normais.</li>
	<li>Confirmar o sucesso do estabelecimento do modelo de fibromialgia observando o desenvolvimento de sintomas como rigidez na articulação do ombro direito, contração do membro superior direito, atrofia muscular e claudicação em ratos13.</li>
</ol>4. Método Tuina
OBS: Durante todo o procedimento, o investigador deverá utilizar equipamentos de proteção individual. Apenas um único médico Tuina profissional deve realizar todas as manipulações (Figura 3, Figura 4 e Figura 5).
<ol><li>Treinar pelo sistema de determinação de parâmetros da técnica de massagem inteligente, que inclui um mecanorreceptor e um computador (Figura 3A).<ol><li>Realizar manipulações nos parâmetros mecanorreceptores e de força em três direções exibidas através de software (Figura 3B).</li>
		<li>Use o dedo do polegar para realizar o método de amassamento rotatório em um movimento rotatório a uma força de 0,5 kg e uma frequência de 100-120 vezes/min (Figura 3C).</li>
		<li>Use a ponta do dedo do polegar para executar o método de prensagem de pontos a uma força de 0,5 kg (Figura 3D).</li>
		<li>Efectuar Tuina nos ratos mantendo o visor mecânico mencionado nos passos 4.1.2 e 4.1.3 durante 1 minuto.</li>
	</ol></li>
	<li>Segure o rato até que ele se acalme (~2 min). Em seguida, execute a manipulação. Coloque o rato na posição decúbito lateral, mas a posição pode mudar com base em diferentes métodos de manipulação.</li>
	<li>Use o dedo indicador direito e o dedo médio para pinçar o membro anterior direito do rato e flexioná-lo e estendê-lo várias vezes para determinar as posições da articulação do ombro, do cotovelo e do úmero do rato.</li>
	<li>Amasse o ombro direito, o membro anterior e o dorso do rato por rotação no sentido horário com a polpa do polegar na força de 0,5 kg e frequência de 100-120 vezes/min por 3 min (Figura 4A-C).<ol><li>Manipular os músculos dos membros torácicos em decúbito lateral.</li>
		<li>Manipular os músculos do ombro e das costas na posição prona.</li>
	</ol></li>
	<li>Prensar o acuponto LI15 (Jianyu), SI11 (Tianzong), HT01 (Jiquan,) e LI11 (Quchi) verticalmente com a ponta do dedo do polegar 30 vezes por acuponto na força de 0,5 kg (Figura 4D-G).<ol><li>Utilizar o atlas do acuponto do rato para definir a localização de cada acuponto (Figura 5)14,15.</li>
		<li>Pressione LI15, localizado na depressão anteroinferior à extremidade acromial, em decúbito ventral.</li>
		<li>Pressione SI11, localizado na depressão até a fossa infraespinal no ponto médio da coluna escapular, em decúbito ventral.</li>
		<li>Pressione HT01, localizada no centro da axila, em decúbito dorsal.</li>
		<li>Pressione LI11 localizado na depressão medial ao extensor radial do carpo na extremidade lateral da prega cubital na decúbito lateral.</li>
	</ol></li>
	<li>Segurar a articulação do ombro com o polegar e o dedo médio esquerdos e esticar o membro anterior nas posições de adução, abdução, extensão anterior e extensão posterior por 10 s (Figura 4H-K). NOTA: Este método de alongamento deve ser realizado sem resistência em ratos.</li>
	<li>Pause o procedimento de Tuina se o rato ficar agitado. Acaricie o rato por 10 s para acalmá-lo e, em seguida, prossiga com o teste.</li>
	<li>Realizar o procedimento diariamente por 2 semanas.</li>
</ol>5. Mensuração da ADM glenoumeral
NOTA: É importante completar o processo de medição o mais rápido possível para evitar a degeneração do tecido da cápsula articular.
<ol><li>Remover a escápula e os dois terços proximais do úmero em bloco após o sacrifício do rato com uma dose excessiva de tribromoetanol (dose inicial 3x, por injeção intraperitoneal), expondo a borda inferior da escápula.</li>
	<li>Insira uma agulha de injeção (1,2 cm x 0,45 mm) ao longo da diáfise umeral na cabeça do úmero.</li>
	<li>Insira duas agulhas de injeção verticalmente nos cantos superior e inferior da escápula em espuma plástica envolvida com uma folha cirúrgica estéril.</li>
	<li>Fixe um fio fino à agulha de injeção na haste umeral e puxe-a na outra extremidade com uma força de 5 g para torná-la paralela à haste umeral. Medir o ângulo entre a borda inferior da escápula e a diáfise umeral (Figura 6). NOTA: Para garantir resultados confiáveis, peça a um investigador separado que realize as medições.</li>
	<li>Relate os dados como média ±desvio padrão (DP) usando um software de análise estatística. NOTA: O software SPSS (SPSS, versão 25.0) foi usado aqui.</li>
	<li>Analise as diferenças entre os grupos usando a análise de variância (ANOVA) one-way.</li>
	<li>Obtenha gráficos de barras usando o software apropriado. NOTA: O GraphPad Prism 8 foi usado aqui.</li>
	<li>Avaliar a patologia da cápsula usando a coloração de H&E e Masson após a medição.</li>
</ol>6. Preparação da seção
<ol><li>Após avaliação da ADM glenoumeral, fixar amostras inteiras em PFA a 4% por 3 dias, seguido de descalcificação em solução de EDTA (pH 7,2) por mais 2 meses.</li>
	<li>Após a desidratação, cortar blocos de tecido contendo as amostras em cortes de 5 μm16.</li>
	<li>Secar a fatia a 65 °C durante 60 min.</li>
	<li>Decremar a fatia.</li>
	<li>Mergulhe o corte em xileno I, xileno II e xileno III por 7 min, seguido por uma série descendente de etanol (etanol anidro, 5 min; etanol 95%, 2 min; etanol 80%, etanol 70%, 2 min) e, finalmente, em água ultrapura por 2 min.</li>
</ol>7. Coloração H&E
<ol><li>Manchar os cortes com hematoxilina por 5 min, enxaguar com etanol de ácido clorídrico a 1% por 3 s e lavar com água corrente por 5 min.</li>
	<li>Manchar a seção com eosina por 3 min e lavar com água da torneira.</li>
	<li>Mergulhe a seção em uma série de etanol (etanol 95% I, 3 s; 95% etanol II, 3 s; etanol anidro I, 3 s, e etanol anidro II, 1 min) e, em seguida, mergulhe em uma série de xileno (xileno I, 1 min; xileno II, 1 min).</li>
	<li>Coloque uma gota de selante de goma neutra em cada amostra. Sele cada amostra com um vidro de cobertura.</li>
	<li>Coletar imagens em microscópio de fluorescência invertida (barra de escala = 100 μm).</li>
</ol>8. Coloração de Masson
<ol><li>Usando uma caneta imuno-histoquímica, desenhe um círculo ao redor das seções e, em seguida, incube as seções na solução de Bouin por 2 h a 37 °C até mordente. Em seguida, lave as seções com água até que a cor amarela desapareça.</li>
	<li>Trate as amostras com corante azul lápis-lazúli por 3 min e depois lave-as com água destilada.</li>
	<li>Após coloração dos cortes com hematoxilina (Mayer) por 2 min, tratar os cortes por 3 s na solução ácida de diferenciação com etanol. Em seguida, lave as seções em água corrente por 10 min.</li>
	<li>Manchar as seções com solução corante ponceau magenta por 10 min e posteriormente lavá-las com água.</li>
	<li>Imergir as secções na solução de ácido fosfomolíbdico durante 10 minutos.</li>
	<li>Adicione a solução de coloração azul de anilina às seções por 5 minutos e, em seguida, lave-as com uma solução de trabalho de ácido fraco por 2 minutos.</li>
	<li>Desidratar e tornar as secções transparentes, conforme descrito no passo 7.3.</li>
	<li>Coloque uma gota de agente selante de goma neutra em cada seção e cubra com um vidro de cobertura. Deixe as seções em uma coifa para secar.</li>
	<li>Colete imagens conforme descrito na etapa 7.5.</li>
</ol>

Terapia Tuina para ombros congelados em um modelo de rato

<ol>
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Os autores não têm nada a revelar.

O primeiro passo crítico é a seleção do modelo. Devido à dificuldade de implementação do modelo primário de SF, a imobilização gessada e a fixação interna cirúrgica são frequentemente utilizadas para estabelecer modelos de SFem ratos9,12. A restrição mais grave da mobilidade do ombro e da fibrose da cápsula foi observada no modelo de FM estabelecido por imobilização gessada por 3 semanas12,20. Neste estudo, as taxas de sucesso do modelo FS foram excelentes, com 100% de sucesso.
O segundo passo crítico são as manipulações utilizadas neste protocolo. Três manipulações (amassamento, prensagem e alongamento) foram utilizadas neste estudo. A manipulação do amassamento de partes moles foi aplicada no ombro, escápula e braço para relaxar a musculatura. A manipulação da prensagem foi realizada aplicando-se pressão em acupontos como TI15, SI11, HT01 e LI11, que são os mais utilizados na prática clínica para FM 5,21. LI15, SI11 e HT01 estão localizados em posições ao redor da cápsula do ombro e podem ser eficazes na melhora da ADM e da função do ombro22. O LI11 é frequentemente usado para comprometimento motor dos membros superiores e está localizado no mesmo meridiano que o LI15. Esse método de pareamento de acupontos ajuda a melhorar a eficácia do LI1523. Após o relaxamento total, técnicas de alongamento foram utilizadas para restaurar as atividades funcionais.
O possível problema neste protocolo é que os ratos exibem intensa resistência durante Tuina, que pode ser causada pelo medo em vez de exceder a tolerância dos ratos. Neste ponto, as manipulações devem ser interrompidas até que os ratos se acalmem (acariciar por 10 s acalma os ratos). Além disso, a extensão do alongamento deve ser ajustada de acordo com os sintomas dos ratos. Inicialmente, a limitação da articulação do ombro era óbvia, e a amplitude de alongamento era pequena. Juntamente com a intervenção, a função articular do ombro dos ratos gradualmente se recuperou e a amplitude do alongamento aumentou progressivamente. O padrão é que os ratos possam aceitar o método de alongamento sem resistência. Finalmente, os ratos têm um certo grau de agressão, e Tuina requer contato prolongado com ratos, por isso é importante usar equipamentos de proteção individual.
O controle quantitativo da manipulação é o mais difícil nos experimentos de Tuina. Enquanto um simulador de manipulação de massagem pode ser usado para controlar a força e a frequência de uma única manipulação, esse método é limitado quando múltiplas manipulações e locais de tratamento estão envolvidos24,25. Na prática clínica, Tuina é tipicamente realizada diretamente por profissionais e, neste estudo, foi difícil intervir com equipamentos médicos. Para controlar a estimulação, o sistema inteligente de determinação de parâmetros da técnica de massagem pode ser usado para padronizar o treinamento de Tuina. Após o treinamento, o pesquisador pode aplicar a mesma força em cada rato até certo ponto. A principal limitação desse protocolo é que as manipulações não podem ser completamente controladas.
A terapia TCM Tuina tem uma rica história de uso em toda a China, com vários médicos em hospitais usando diferentes combinações de locais de manipulação e tratamento. Portanto, é importante estabelecer protocolos replicáveis e eficazes tanto para experimentos animais quanto para estudos clínicos. Neste estudo, as manipulações e acupontos utilizados foram baseados em estudo prévio de nossa equipe, combinando nossa experiência clínica com as características do modelo animal deFM21. Este estudo demonstrou a eficácia do protocolo de Tuina desenvolvido em melhorar a função articular do ombro e reduzir a fibrose capsular em ratos FS. Estes resultados fornecem uma base para investigações adicionais sobre os mecanismos subjacentes ao tratamento com Tuina. Além disso, o protocolo pode ser útil para pesquisadores interessados em explorar a eficácia de tratamentos médicos alternativos para fibromialgia.
Um estudo anterior verificou que o mecanismo de intervenção de Tuina na fibrose pode estar relacionado à regulação negativa de TGF-β e CTGF enquanto regula o balanço de MMP-1/TIMP-1, aliviando assim a produção de matriz extracelular (MEC)26. O efeito de Tuina na fibrose da cápsula do ombro pode ser conseguido através da regulação de vários mecanismos. No entanto, mais pesquisas são necessárias para compreender completamente os mecanismos envolvidos nessa melhoria.

O ombro congelado (SF), também conhecido como capsulite adesiva do ombro, é uma doença autolimitada caracterizada por dor no ombro e déficits de mobilidade. Acomete tipicamente pessoas entre 30 e 70 anos, com média de idade de 50 anos, e tem prevalência em torno de 5% na população chinesa1. Relata-se que as mulheres têm uma incidência 1,6 vezes maior de fibromialgia em comparação com os homens2. A prevalência de FM é maior em pessoas com diabetes, distúrbios do metabolismo glicídico e lipídico ou outras doenças relacionadas, variando entre 10% e 36%2,3. Os tratamentos clínicos atuais da fibromialgia incluem fisioterapia, medicações esteroides e tratamentos cirúrgicos4.
A Tuina, uma terapia da medicina tradicional chinesa (MTC), demonstrou efetivamente aliviar a dor no ombro em pacientes com fibromialgia, melhorando sua qualidade de vida 5,6. No entanto, os mecanismos subjacentes desse tratamento não são bem compreendidos. Assim, o uso de modelos animais para estudar os efeitos e mecanismos de Tuina no tratamento da fibromialgia é crucial.
A articulação do ombro do rato tem uma estrutura complexa semelhante à do ombro humano e é frequentemente utilizada em estudos mecanísticos do SF7. O modelo de FS em ratos é caracterizado por declínio da ADM glenoumeral e fibrose capsular8. Além disso, esse modelo permite a observação da cápsula do ombro e possibilita a pesquisa anatomopatológica durante o reparo dalesão9. Além disso, os corticosteroides orais são frequentemente utilizados como grupo controle na pesquisa do tratamento da fibromialgia10. Este estudo tem como objetivo desenvolver um protocolo de Tuina para o modelo de ratos FS e demonstra a viabilidade da realização de experimentos com animais na pesquisa de Tuina comparando a eficácia da terapia com Tuina e dexametasona oral.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>Solarbio</td>
			<td>P1110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding machine</td>
			<td>Changzhou Paisijie Medical Equipment Co., Ltd</td>
			<td>BM450A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene Diamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td>
			<td>Solarbio</td>
			<td>E1171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin eosin (HE) staining kit</td>
			<td>Sparkjade</td>
			<td>EE0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intelligent-massage technique parameter determination system</td>
			<td>Shanghai Dukang Intrument Equipment Co. Ltd</td>
			<td>ZTC-<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/65440/65440eq01.jpg" style="margin: auto;" /></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>531CM-Y43</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td> 
			Modified Masson Trichrome Staining Solution</td>
			<td>Shanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd</td>
			<td>R20381-8</td>
			<td>Bouin 50 mL; 
			lapis lazuli blue dye 50 mL; 
			Hematoxylin (Mayer) 50 mL; 
			acidic ethanol differentiation solution 50 mL; 
			ponceau magenta dye solution 50 mL; 
			phosphomolybdic acid solution 50 mL; 
			aniline blue staining solution 50 mL; 
			&#160;weak acid 50 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tribromoethanol</td>
			<td>Macklin</td>
			<td>T903147-5</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tuina in a frozen shoulder rat model: an efficient and reproducible protocol

O ombro congelado (SF) é uma condição comum sem terapia ideal definida. A terapia com Tuina, uma técnica de medicina tradicional chinesa (MTC) usada para tratar pacientes com fibromialgia em hospitais chineses, tem demonstrado excelentes resultados, mas seus mecanismos não são totalmente compreendidos. Com base em um estudo anterior, este trabalho teve como objetivo desenvolver um protocolo de Tuina para um modelo de rato FS. Dividimos aleatoriamente 20 ratos SD em grupo controle (C; n = 5), modelo FS (M; n = 5), tratamento com Tuina modelo FS (MT; n = 5) e tratamento oral modelo FS (MO; n = 5). Este estudo utilizou o método de imobilização gessada para estabelecer o modelo de ratos FS. O efeito de Tuina e dexametasona oral sobre a amplitude de movimento (ADM) glenoumeral foi avaliado, e os achados histológicos foram avaliados. Nosso estudo mostrou que Tuina e dexametasona oral foram capazes de melhorar a ADM ativa do ombro e preservar a estrutura da cápsula, com a terapia com Tuina se mostrando mais eficaz do que a dexametasona oral. Em conclusão, o protocolo de Tuina estabelecido neste estudo foi altamente eficaz para a fibromialgia.

Frozen shoulder (FS), also known as adhesive capsulitis of the shoulder, is a self-limiting disease characterized by shoulder pain and mobility deficits. It typically affects people between the ages of 30 and 70 years old, with a mean age of 50 years, and has a prevalence of around 5% in the Chinese population1. Females are reported to have a 1.6 times higher incidence of FS compared to males2. The prevalence of FS is higher in people with diabetes, glucose and lipid metabolism disorders or other related diseases, ranging between 10% and 36%2,3. Current clinical treatments for FS include physiotherapy, steroid medications, and surgical treatments4.
Tuina, a traditional Chinese medicine (TCM) therapy, has been shown to effectively relieve shoulder pain in FS patients, improving their quality of life5,6. However, the underlying mechanisms of this treatment are not well understood. Thus, using animal models to study the effects and mechanisms of Tuina in treating FS is crucial.
The rat shoulder joint has a complex structure similar to that of the human shoulder and is often used in mechanistic studies of FS7. The FS rat model is characterized by a decline in glenohumeral ROM and capsule fibrosis8. Furthermore, this model allows for the observation of the shoulder capsule and enables pathological research while repairing the injury9. Moreover, oral corticosteroids are often used as the control group in FS treatment research10. This study aims to develop a Tuina protocol for the FS rat model and demonstrates the feasibility of conducting animal experiments in Tuina research by comparing the efficacy of Tuina therapy and oral dexamethasone.

Autor em destaque: investigando a eficácia da terapia Tuina para ombro congelado 

Tuina em um modelo de rato de ombro congelado: um protocolo eficiente e reprodutível

Our study aims to understand the mechanisms and the clinical effectiveness of Tuina therapy. Based on previous research, we are developing a Tuina protocols specifically for the frozen shoulder rat model. This study demonstrated the effectiveness of the developed Tuina protocol in improving shoulder joint function and reducing capsule fibrosis in affected rats.Tuina may regulate various mechanism to achieve an effect on the fibrosis of the shoulder capsule. The findings of this study lay the groundwork for further research into the mechanisms involved in Tuina treatment. In the future, we will continue using this protocol to treat frozen shoulders in rats and employ proteomics technique to investigate mechanisms related to capsule fibrosis treatment in these rats.

A atividade física dos ratos foi observada para avaliar o sucesso ou fracasso do modelo de fibromialgia. Um estudo anterior mostrou que a imobilização gessada reduziu significativamente a distância percorrida e a velocidade de caminhada em comparação com ratos normais17. Outra pesquisa sugeriu que a FM não afetou a distância percorrida, sendo a claudicação o sintoma manifesto mais comum13. Este estudo mostrou rigidez na articulação do ombro direito, contração do membro superior direito, atrofia muscular e claudicação em ratos após a modelagem. Essas lesões nos grupos MT e MO foram resolvidas completamente com 2 semanas de intervenção. Mas não houve mudança significativa no grupo M.
O critério primário para avaliar a eficácia de Tuina na FM é a mensuração da ADM glenoumeral18. Observamos que os valores médios de ADM glenoumeral foram de 149,3° ± 5,9° no grupo C, 111,1° ± 3,9° no grupo M, 128,5° ± 2,8° no grupo MT e 119,56° ± 2,9° no grupo MO. Como mostrado na Figura 7, a ADM glenoumeral dos ratos do grupo M foi significativamente menor do que a do grupo C (P < 0,0001). Além disso, a ADM no grupo MT e MO foi significativamente maior do que no grupo M (P < 0,05, P < 0,0001). Entretanto, a ADM no grupo MO foi significativamente menor do que no grupo MT (P < 0,0001). Este achado sugere que Tuina pode melhorar significativamente a função articular do ombro em ratos FS.
Além disso, a coloração de H&E e a coloração de Masson podem demonstrar ainda mais os efeitos de Tuina na preservação da estrutura e na redução da fibrose na cápsula. Para facilitar a observação, a cápsula da articulação glenoumeral foi utilizada para os achados histológicos. A cápsula articular do ombro é composta pelas camadas sinovial efibrosa19. A coloração H&E revelou proliferação de sinoviócitos, pregas sinoviais achatadas, estase eritrocitária e proliferação vascular no grupo M, características típicas da fibromialgia (Figura 8A,B). Essas características diminuíram em certa medida após Tuina e terapia oral com dexametasona (Figura 8C,D). Comparado ao grupo MT, o grupo MO também apresentou muitas células sinoviais. A coloração de Masson mostrou a disposição dos feixes de fibras em cada grupo (setas amarelas). A cápsula é composta por uma rede frouxa de fibras reticulares com feixes de fibras dispostos em direção ordenada (Figura 8E). No grupo M, os feixes de fibras estavam dispostos desordenadamente, indicando fibrose capsular (Figura 8F). As cápsulas dos ratos do grupo MT mostraram que os feixes de fibras são ordenadamente e claramente estratificados, mas permanecem ligeiramente desordenados no grupo MO (Figura 8G,H).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig01.jpg"> Figura 1: Protocolo para estabelecimento do modelo de FS e intervenção de Tuina. Os ratos permaneceram em alimentação adaptativa por 7 dias, estabelecimento do modelo FS por 21 dias e terapia com Tuina foi realizada diariamente por 14 dias. No 36º dia, todos os ratos foram sacrificados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig02.jpg"> Figura 2: Imobilização gessada para estabelecimento de um modelo de FS em ratos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig03.jpg"> Figura 3: Controle quantitativo da manipulação . (A) Sistema inteligente de determinação de parâmetros da técnica de massagem. (B) Três forças podem ser medidas como força paralela ao longo da direção X, força longitudinal ao longo da direção Y e força vertical ao longo da direção Z. (C) Força do método de amassamento rotatório. A curva vermelha representa a força vertical estabilizada (0,5 kg). A curva laranja representa a força paralela regular. A curva branca representa a força longitudinal regular. (D) A força do método de prensagem pontual. A curva vermelha representa a força vertical (0,5 kg). As curvas laranja e branca representam forças não paralelas e longitudinais. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig04.jpg"> Figura 4: Manipulação utilizada na terapia de Tuina. (A-C) Amasse os músculos dos ombros direitos, membros anteriores e costas. (D-G) Prensa pontual LI15, SI11, HT01 e LI11. (H-K) Alongar o membro torácico nas posições de adução, abdução, extensão anterior e extensão posterior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig05.jpg"> Figura 5: Posições anatômicas do LI15, SI11, HT01 e LI11 em ratos. ● Superfície lateral, ○ Superfície medial. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig06.jpg"> Figura 6: Medida da ADM glenoumeral. Um fio fino é preso a uma agulha de injeção inserida na haste umeral e puxada na outra extremidade com uma força de 5 g para torná-la paralela à haste umeral. O ângulo entre a borda inferior da escápula e a diáfise umeral é medido como ADM glenoumeral <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig06large.jpg" target="_blank">.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig07.jpg"> Figura 7: ADM glenoumeral em três grupos de ratos. Os valores são médias ± D.P., n = 5. Diferenças significativas são indicadas pela ANOVA one-way (a P < 0,001 e bP < 0,0001). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65440/65440fig08.jpg"> Figura 8: Achados histológicos da cápsula escapular. (A,E) O grupo controle contém uma estrutura cápsula normal (coloração H&E e Masson). (B,F) O grupo modelo de SF ilustra as alterações na estrutura da cápsula da seguinte forma: pregas sinoviais achatadas, fibrose da cápsula e feixes de fibras perturbados (coloração H&E e Masson). (C,G). O modelo de FS combinado com o grupo Tuina ilustra que a estrutura da cápsula está próxima do normal, e a fibrose não é óbvia (coloração de H&E e Masson). (D,H) O modelo de FS combinado com dexametasona oral mostra que a estrutura da cápsula está próxima do normal, e a fibrose é óbvia (coloração H&E e Masson). Barra de escala = 100 μm. HH: cabeça do úmero; seta preta: sulcos sinoviais; seta vermelha: estase eritrocitária e proliferação vascular; seta amarela: feixes de fibras. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65440/65440fig08large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Este estudo desenvolve um protocolo de Tuina eficiente e reprodutível para o tratamento do ombro congelado estabelecido em um modelo de rato. Esta abordagem ajudará a estudar o método de tratamento da terapia Tuina para ombros congelados.

Frozen shoulder (FS) is a common condition with no defined optimal therapy. Tuina therapy, a traditional Chinese medicine (TCM) technique used to treat FS ...

Nosso estudo visa compreender os mecanismos e a eficácia clínica da terapia com Tuina. Com base em pesquisas anteriores, estamos desenvolvendo um protocolo de Tuina especificamente para o modelo de ratos de ombro congelado. Este estudo demonstrou a eficácia do protocolo de Tuina desenvolvido em melhorar a função articular do ombro e reduzir a fibrose da cápsula em ratos afetados.Tuina pode regular vários mecanismos para conseguir um efeito sobre a fibrose da cápsula do ombro. Os resultados deste estudo estabelecem as bases para novas pesquisas sobre os mecanismos envolvidos no tratamento com Tuina. No futuro, continuaremos usando este protocolo para tratar ombros congelados em ratos e empregaremos a técnica proteômica para investigar mecanismos relacionados ao tratamento da fibrose capsular nesses ratos.

tuina-frozen-shoulder-rat-model-an-efficient-reproducible

Research

JoVE Journal

Medicine

Tuina in a Frozen Shoulder Rat Model: An Efficient and Reproducible Protocol

1.3K visualizações.  Shandong University of Traditional Chinese Medicine. Nosso estudo visa compreender os mecanismos e a eficácia clínica da terapia com Tuina. Com base em pesquisas anteriores, estamos desenvolvendo um protocolo de Tuina especificamente para o modelo de ratos de ombro congelado. Este estudo demonstrou a eficácia do protocolo de Tuina desenvolvido em melhorar a função articular do ombro e reduzir a fibrose da cápsula em ratos afetados.Tuina pode regular vários mecanismos para conseguir um efeito sobre a fibrose da cápsula do ombro. O...