JoVE Logo

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Эта статья описывает striaghforward и эффективный метод интубации мышей для измерения легочной функции или легочной инстилляции, что позволяет мыши, чтобы восстановиться и быть изучен на более позднее время. Процедура включает в себя недорогие волоконно-оптический источник света, который освещает непосредственно в трахею.

Аннотация

Простая процедура интубация мышей для измерения легочной функции будет иметь ряд преимуществ в продольных исследованиях с ограниченным числом или дорогих животных. Одной из причин того, что это не будет сделано более регулярно том, что это довольно сложно, несмотря на наличие нескольких опубликованных исследований, которые описывают способы его достижения. В этой статье мы покажем процедура, которая устраняет одно из основных препятствий, связанных с этим интубации, что визуализации трахеи в течение всего времени интубации. Этот подход использует 0,5 мм волоконно-оптический источник света, который служит интродьюсер направить интубации канюли в трахее мыши. Мы показываем, что можно использовать эту процедуру для оценки механики легких в отдельных мышей за время хода по крайней мере, несколько недель. Этот метод может быть установлен с относительно небольшими расходами и опыта, и она может быть выполнена регулярно с относительно небольшой подготовки. Это должно макE возможно в любой лаборатории регулярно проводят эту интубации, тем самым позволяя продольных исследований в отдельных мышей, уменьшая тем самым количество мышей необходима и повышения статистической мощности с помощью мыши, как каждый свой контроль.

Введение

В 1999 году Браун и др.. Опубликовал статью, описывающую метод интубации легких мыши 1. Такой метод имеет значительный полезный в этом повторные легочные функции или бронхоальвеолярного лаважа в отдельных мышей в продольных исследованиях 2. Так что оригинальная бумага, было несколько других работ, которые описал различные подходы к мыши интубации 3-9. Хотя все эти методы могут быть успешно использованы, они обычно требуют значительной подготовки или затрат. Одним из основных вопросов, с такой интубации в том, что по мере приближения интубации канюли приближается к трахее до вставки, канюли сама блокирует свет и, следовательно, визуализации, где она должна идти. Таким образом, становится слепым вставки в самый критический момент. В этой статье мы покажем, как просто и недорого устранить эту задачу визуализации, обеспечивая тем самым успешное интубации с относительно небольшой подготовки илиопыт.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

1. Подготовка к процедуре

Надо сначала получить и подготовить следующие пункты:

  1. Канюли. Для интубации 20-35 мышей г, мы используем 1 или 1,5 дюйма длиной, 20 калибра IV катетер (BD Insylte, Sparks, MD или Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Новый стерильный катетер может быть использован для каждой мыши, но катетеры также может быть повторно использован после стерилизации путем замачивания в 70% этаноле в течение ночи. Хотя ни глотки, ни трахеи мыши стерильную чистоту соответствующих процедур, в том числе использование стерильных перчаток и инструментов, должны быть соблюдены.
  2. Волоконно-оптического кабеля. Мы используем ≈ 70 см 0,5 мм оптический кабель от Эдмунд оптики, но длина не является критическим. Важно, чтобы убедиться, что волокно имеет свои края сглаженными, так как после резки кабеля длиной бритвой, краем остается относительно резким, и это не займет много усилий, чтобы пробить стенки трахеи. Тем не менее, яОчень легко сгладить этот край, держа волокно около 2 см от конца, а затем сделать небольшие круги в течение нескольких секунд с краями касаясь кончиком кусок бумаги зернистостью 1000 наждак (см. демонстрацию в видео и рисунке 1 Макдональд, и др.. 10). На другом конце вводится через резиновую пробку. Проще всего это достигается путем нажатия первой 18-иглы через пробку, вставки оптического волокна через иглу отверстие, затем снимают иглу. Резиновой пробкой связано с мощностью 150 Вт галогенных источников света (например, NCL-150, Volpi США, или любой другой источник света или даже менее 150 Вт). Важно удостовериться, чтобы использовать пробку из силиконовой резины (или другого термостойкого материала), так как обычные резиновые или пробка может гореть, когда расположены так близко к горячему источнику света.

2. Выполнение интубации

  1. См. рисунки 1 и 2. Вставьте волоконно-оптический кабель тhrough короткий кусок резиновой трубки силиконовые (≈ 0,8 мм ID х 4 мм OD, Cole-Palmer, EW-96410-13). Свяжите эту резиновую трубку достаточно жесткой, хотя и предоставляет волоконно-оптического кабеля для настройки. Установка силиконовых трубок уютно в Luer конца канюли фиксирует положение волоконно-оптического кабеля внутри канюли. Отрегулируйте положение волоконно-оптического кабеля так, чтобы она проходит через канюлю ≈ 4 мм в передней части канюли.
  2. Положите под наркозом мыши на вертикальной опоре, взвешенных по его верхние резцы (рис. 3). Большинство исследователей найти лучшие визуализации с вентральной стороне мыши перед собой. Очень осторожно вытащите язык и удерживать большим и указательным пальцами. Средний палец находится между шеей и пластиковые поддержки. Тяговые на языке с указательным и большим пальцем используется, чтобы открыть рот, и, чтобы выпрямить путь интубации, угол голове регулируется с помощью среднего пальца за шеюпоказано на рисунке 3.
  3. Использование волоконно-оптического кабеля в качестве источника света и интродьюсер, нажмите на нее через визуализировать голосовые связки. Если кабели не видна, осторожно тянуть сильнее на язык помощью среднего пальца в качестве поддержки. При вставке продвижению канюли ≈ 5 мм дальше. Тогда, будучи очень осторожным, чтобы не переместить канюлю, снять волоконно-оптического кабеля. Ли мышь вниз и закрепите канюлю с помощью ленты и поддерживать центр канюли на кусок пластилина (пластилин), как показано на рисунке 4.
  4. Процедура, описанная в пункте 3 не могут быть легко учить или даже продемонстрировал, поскольку это сольный операции. Однако, тонкие настройки тяги на языке и поддержку за голову почти все, кто пытается это скорее найти правильный путь для позиционирования мыши, чтобы представить себе голосовые связки.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

В качестве оценки этого метода, мы использовали четыре 20 неделя мужской линии BALB / C мышей среднего веса (± SEM) на 27,7 ± 0,40 г. Они были изучены на пять недель подряд, в котором легкого сопротивления измерялась с помощью системы, как описано выше 11. Каждая мышь была под наркозом с кетамин...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Описанная здесь процедура имеет ряд преимуществ. Первое устройство является простым и относительно недорогим .. Изготовление аппарата не требует никаких специальных инструментов или дорогостоящего оборудования. Использование катетера вводится что также является источником света о?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Ни один из авторов есть какие-то конфликты интересов раскрывать.

Благодарности

Поддерживается NIH HL-10342.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Материал Компания Каталог # Комментировать
Интубация канюли BD Insylte, Sparks, MD или Jelco Optiva, Carlsbad, CA 1-дюйма длиной, 20-калибровочного внутривенное (IV) катетер
Волоконно-оптический кабель Эдмунд оптики, Баррингтон, штат Нью-Джерси # NT02-542 Около 2-футов длиной 0,5-мм оптическим волокном (Communication класса волокна пластика). Край торца волокна, который вставляется в трахею должна быть плавными, держа волокно ≈ 2 см от конца, а затем, делая небольшие круги при перемещении наконечника в течение нескольких секунд на 1000-абразивной бумагой Эмори.
Источник света Volpi NCL-150 Хотя мы используем 150-W галогенные источник света, любого эквивалентного источника света, даже с гораздо меньшей мощностиможет быть использован.
Силиконовые резиновой пробкой № 1 из силиконовой резины пробка подходит к источнику света, используемые в этой демонстрации. Различные источники света могут требовать разного размера.
Малая трубка силиконовая резина Cole-Palmer EW-96410-13 ≈ 1,5 см кусок резиновой трубки силиконовые (0,8 внутренним диаметром 4 мм, внешний диаметр)
Угловой стенд поддержки Наше constucted из оргстекла, но и любой материал, к которому нить или проволока может быть прикреплен к удерживайте кнопку мыши на почти вертикальный угол может быть использован.

Ссылки

  1. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  2. Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).
  3. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
  4. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).
  5. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).
  6. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab Animal. 35, 39-42 (2006).
  7. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).
  8. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).
  9. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
  10. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  11. Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion. Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).
  12. MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

73

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Исследования

Образование

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены