АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Животные модели атеросклероза важны, чтобы понять механизм и исследовать новые подходы к предотвращению развития зубного налета или разрыв, ведущей причиной смерти в промышленно развитых странах. Этот протокол использует сочетание шар травмы и богатым содержанием холестерина чтобы побудить атеросклеротических бляшек в кролика подвздошных артерии.

Аннотация

Острый коронарный синдром, обусловленных коронарной окклюзии после развитие атеросклеротических бляшек и разрыв является ведущей причиной смерти в промышленно развитых странах. Новая Зеландия Белый (NZW) кроликов широко используются как животной модели для исследования атеросклероза. Они разрабатывают спонтанное поражений, когда кормили с атерогенные диеты; Однако это требует длительного времени 4-8 месяцев. Для дальнейшего укрепления и ускорения атерогенеза, часто используется сочетание атерогенные диеты и механических повреждений эндотелия. Представлена процедура заставить атеросклеротических бляшек в кроликов использует баллонного катетера сорвать эндотелия в левой подвздошной артерии NZW кроликов кормят атерогенные диеты. Такие механические повреждения, вызванные баллонного катетера вызывает цепь воспалительных реакций, инициирование neointimal накопление липидов в времени зависит от моды. Атеросклеротических бляшек после шар травмы шоу neointimal утолщение с обширной липидной инфильтрации, содержимое ячейки высокой гладких мышц и присутствие макрофагов производные ячейки пены. Этот метод прост, воспроизводимые и производит налета контролируемой длины в пределах подвздошных артерии. Вся процедура завершается в течение 20-30 мин. Процедура является безопасной с низкой смертности и также предлагает высокий успех в получении существенной интимы поражений. Процедура баллонного катетера индуцированной артериальной травмы результаты в атеросклероза в течение двух недель. Эта модель может использоваться для изучения болезни патологии, диагностической визуализации и оценить новые терапевтические стратегии.

Введение

Разрыву уязвимых атеросклеротических бляшек является одной из ведущих причин смерти в промышленно развитых странах1. Хотя исследования в течение последних десятилетий развернул несколько молекулярных и клеточных механизмов, участвующих в прогресс зубного налета, продолжали усилия по-прежнему необходимы не только для того, чтобы распутать сложный механизм прогрессирования заболевания, но и для тестирования новых терапевтических подходы. Было предложено несколько животных моделей для изучения атеросклероз. Генетические манипуляции, холестерин кормления или механической травмы эндотелия являются стандартной стратегии разделяют большинства животных моделей атеросклероза, включая мышей, кроликов или minipigs. Среди них NZW кролики чувствительны к холестерин диета, в то время как нормальных крыс и мышей значительно не впитывают диетического холестерина2,3,4. Кролики спонтанно развивать аорты поражения богата макрофагами с некоторыми волокнистого компонента когда кормили с холестерина богатых диеты5,6. Однако длительного подготовительного времени 4-8 месяцев, чтобы побудить атеросклеротической plaquesby кормления холестерина диета только6,7 является основным препятствием для большинства экспериментальных параметров. В стремлении заставить поражений в относительно короткое время сочетание высокого холестерина диеты и шар травмы был разработан Baumgarter и Studer8. Общая цель этой техники заключается в том, чтобы побудить атеросклеротических бляшек, состоящий из пены клетки (аналогично жирных испещрять в людях) в повышенным кроликов в течение 2 недель. Настоящий метод описывается процедура артериальной стенки травмы, основанный на Baumgarter в метод с помощью баллонного катетера, расширенный в подвздошные артерии NZW употреблением кроликов.

Вместе с богатыми холестерина травмы в результате индуцированной шар де endothelialization приведет к атеросклероза. Воздушный шар травмы ускоряет образование атеросклеротических поражений и производит налета одинакового размера и распределения. Интимы утолщение увеличивается в течение времени и интимы клеток инфильтрата начинается в течение нескольких дней после травмы. Жирных полос с существенной макрофаги начинают появляться после 7-10 дней шар травмы и представлены в виде поражения типа II по классификации, Американской ассоциации сердца. Воздушный шар травмы в кролика часто выполняется в аорте для изучения состава зубного налета. Neointimal эндотелием выражает высокий уровень Межмицеллярная молекула. Бляшки связаны с медиальной диссекции и adventitial изменения. Атеросклеротические поражения состоит из липидов, пролиферирующих клеток гладких мышц (SMCs), коллагеновых волокон и воспалительные клетки, которые накапливаются регенерированный эндотелия и основном типа II в природе. Топологическая распределение кролик бляшек аналогичен сообщили в человека аорты 9,10 в принципе, аорты больше по размеру, по сравнению с подвздошных артерий и будет производить таблички в большей длины. Однако основным преимуществом использования подвздошных артерии как сайт атеросклероза в кроликов является его доступность, его сходство в мышечной содержание человека коронарной артерии11, форма поражения развития12, фактор высокой ткани деятельность13 и последовательной судно измерение сопоставимы с человека коронарной артерии, позволяя оценки коммерчески производимых устройств морфометрических и ангиографическое конечные точки. Инвазивные и неинвазивные методы были исследованы для анализа бляшек в кролика подвздошных артерий в живых животных. Предыдущие отчеты описывают использование магнитно-резонансной томографии (МРТ) с помощью системы 2,35 Тесла MR 14 Кроме того, внутрисосудистого ультразвука (IVUS) или оптическая когерентная томография (Окт) катетеры могут быть надлежащим образом применяются к изображению атеросклеротических бляшек в кролика подвздошных артерий. Подвздошных артерии доступен для УЗИ, когда с помощью эхографии высокого разрешения и аорты также могут быть изучены с этой техникой.

В последнее десятилетие эта модель Кролик шар травмы помог для более глубокого понимания механизмов налета прогрессии15и налета регрессии16. Кроме того, модель использовалась для изучения влияния роман терапевтических агентов, таких как статины, стандартные антиагрегантов, антиоксидант агентов17,18 и наркотиков элюирующие стентов например эверолимус или zotarolimus элюирующие стента19,20 на neointimal утолщение. Эта модель также использовалась расследовать внутрисосудистого изображений ближней ИК-области спектра флуоресценции изображений катетер21.

протокол

Этот экспериментальный протокол был одобрен кантональная служба ветеринарии, Фрибур и Швейцарского федерального ветеринарного бюро, Швейцария (FR 2015/58).

Примечание: мужской NZW кроликов, весом от 2.8 до 3,2 кг были использованы. Животные были размещены в обычных условиях (12 h свет и темные цикла, предоставляемых ad libitum воды и продовольствия). До шар денудации животные были акклиматизировались на 1 неделю, во время которого они кормили с нормальной Чоу диеты. После 1 недели акклиматизации кролики были перешли на атерогенные рацион, состоящий из высоких жиров (8,6%) и насыщенных жирных кислот с 205 мг/кг (1%) холестерина в течение всего исследования. Воздушный шар травмы в левой подвздошной артерии была выполнена 1 неделю после начала диеты и приносили в жертву животных после 2 недель или 4 недель травмы шар.

1. предоперационная процедуры

  1. стерилизовать всех хирургических инструментов перед использованием с стеклянный шарик стерилизатор или другим подходящим инструментом.
  2. Подготовить и проверить воздушный шар катетер Ассамблеи.
    1. Присоединить люэровского 1 мл шприц заполнены с физиологическим luer-lock частью баллонного катетера. Тщательно отслеживать отсутствие захваченного воздуха. Проверка утечек и обеспечения надлежащего шар инфляции, нажимая на поршень шприца.
  3. Весят кролика и включите thermopad до 37 ° C.
  4. Использовать раствор бупренорфина в концентрации 0,3 мг / мл. инъекционные дозе 0,01 мг/кг подкожно.
  5. Anesthetize кролик с 5% изофлюрановая и 5 Л/мин O 2 в камеру индукции на 10-15 мин
  6. Место наркотизированных кролик на грелке, хранится на платформе хирургической. Патч и клипы для мониторинга температуры, дыхания и электрокардиограмма.
  7. Придают морду кролика маска, подключенный к машине, подходящей анестезии. Поддержание анестезии с изофлюрановая (4,0% с 2.5 Л/мин O 2). Подтверждение правильного анестезии (указывается отсутствие мышечного тонуса и потери перьев и кляп рефлексы).
  8. Применять глазная мазь для обоих глаз, чтобы предотвратить высыхание роговицы. Драпировка кролика с листом стерильные хирургические с только нижней конечности подвергаются.

2. Хирургический протокол

  1. Удаление волос из брюшной области чуть ниже коленного суставов с помощью машинки для стрижки волос животных.
  2. Тампоном области подходит дезинфицирующим средством для очистки кожи и удаления распущенные волосы.
  3. Найти подкожной артерии и сделать небольшой разрез около 1,5 см в длину, с помощью скальпеля.
  4. Предоставить небольшую часть подкожной артерии с небольшой Изогнутый пинцет без повреждения бедренной вены и бедренного нерва.
  5. Место две петли свободно лигатур (5-0 шелк) под подкожной артерии и галстук один цикл лигатур в дистальном конце артерии. Место микрососудистой зажим выше лигатуры, чтобы остановить поток крови из подвздошной артерии.
  6. Местно применять одну каплю папаверин расширяются артерии и предотвращения спазм сосудов.
  7. Поднимите подкожной артерии с помощью связали лигатура и сделать небольшой arteriotomy разреза с помощью 24 манометра.
  8. Поднять закрылки разрез с тонкой щипцами и медленно вставьте вен кирку или руководящих иглы в просвет артерии.
  9. Вставить 2 французский Фогарти артериальной embolectomy катетер в подкожной артерии. Удаление вен подбора и микрососудистой зажимы.
  10. Продвигать катетер до шестого знака (20-25 см) соответствует позиции примерно 2-5 см выше подвздошных бифуркации.
  11. Надуть шар с 0,1 мл физиологическим, используя шприц 1 мл или при номинальном давлении 6 атм, используя Регулируемый ручной насос, как описано в 16 , 22.
  12. Держите баллонный катетер с щипцами и перетащить обратно на 6 см через подвздошные arterytoward точку вставки, при вращении катетер.
  13. Дефлирования шар, потянув назад поршень шприца.
  14. Повторите шаги 2,10 до 2,13 три раза для обеспечения полной эндотелиальной денудации.
  15. Удалить катетер и сразу же связать лигатура цикла чуть выше на сайт arteriotomy, чтобы остановить кровотечение.
  16. Применять подходящие антисептические все вокруг периферии раны и тампон от сгустков крови. Закрыть разрез кожи с 5-0 шов и лечить хирургии сайт с повидон йод раствор.
  17. Повторите шаги 2.1 до 2.16 на контралатеральной подвздошной кости, используя новый катетер.
  18. Тампон глазная мазь от глаз.

3. Послеоперационный уход

  1. управлять сульфадоксин 40 мг/кг и триметоприм 8 мг/кг или любой другой подходящей антибиотик, сразу же после хирургической процедуры.
  2. Во время анестезии восстановительный период, держите кролика над площадку тепла помещены в клетку чистой газобетона.
  3. Удалить мониторинга патч и клипы.
  4. После восстановления, вернуть их домой клетки кроликов. Вводить подкожно бупренорфин 0,05 - 0,1 мг/кг пост - оперативно каждые 6-12 ч 48 ч. атерогенные диета продолжить еще на две недели или четыре недели.

4. Ткани сбора и анализа налета состав

  1. после двух недель (для ранних тонкий налет) или три недели шар травмы, анестезировать кролика, используя изофлюрановая подобным образом, как описано выше.
  2. Открыть грудной полости и усыпить кроликов, intracardial обескровливания.
  3. Изолировать подвздошных артерий, как описано в 23.
    1. Кратко, открыть живота и разоблачить retroperitoneum. След к подвздошной бифуркации аорты и связать его выше бифуркации. Осторожно удалите окружающие ткани, чтобы разоблачить и изолировать обоих подвздошных артерий.
  4. Нактоузах из обоих подвздошных артерий и их погружают в ледяные фосфатный буфер. Удаление сгустков с помощью щипцов. Разделить каждый подвздошных артерии на 4-6 сегментов охарактеризовать толщины налета на протяжении артерии.
  5. Немедленно внедрить артериальных сегментов в плесени, содержащие оптимальное резки температуры смеси, snap замораживание с использованием жидкого азота и держать его на-70 ° C. подготовить 5 мкм толщиной разделов с помощью криостат, как описано в 24.
  6. Выполнять гистологии, иммунофлюоресценции или применением иммуногистохимического окрашивания морфометрия, жирового налета и клеточного содержания, как описано в 10 ,- 25.
    Примечание: Кратко, промойте артериальной секции с-фосфатный буфер (PBS) и разрушения с помощью 0,2% Тритон. Полоскания разделы с PBS и блокировать для определенных сайтов с бычьим сывороточным альбумином 2% для 30 min. инкубировать в разделах 1 ч при 37 ° C с анти-α-SM актина (1: 200) или RAM11 антитела (1: 200). Полоскания разделы с PBS и инкубировать их с соответствующим вторичное антитело для 30 минут при 37 ° C. мыть снова с PBS и добавить Хехст (5 мкг/мл) за 10 мин до обнаружения ядер.

Результаты

Шар травмы подвздошных артерии была успешно выполнена без осложнений (рис. 1). Общее время варьировал от 20 до 30 минут для травм выполнена только одна подвздошная артерия и 35 до 45 минут для травм на обеих артерий. Кролик восстанавливается в течение 1 ч посл...

Обсуждение

Кролик подвздошных артерии атеросклероза модель широко используется в исследования атеросклероза. С этот протокол кроликов стремительно развивался более тяжелой и Дополнительные таблички по сравнению с спонтанное поражений разработаны с только холестерин диета. Важно отметить, что...

Раскрытие информации

Авторы заявляют не конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Швейцарской национальной науки Фонд Грант 150271.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
New Zealand White rabbitsCharles River laboratories,FranceCre:KBL(NZW)
Cholesterol rich dietSsniff spezialdiätenSsniff EF K High Fat and Cholesterol
Glass bead sterilizer-Germinator 500VWR, Leicestershire, UK101326-488
Fogarty balloon embolectomy catheters, 2 FrenchEdwards Lifesciences, Switzerland120602FFor single use only
Luer Lock SyringeBecton, Dickinson and Company, USA309628
Thermopad Type 226Solis, Switzerland AG397387
Buprenorphine- TemgesicReckitt Benckiser AG, Switzerland7.68042E+12
IsofluranePiramal Critical Care, Inc, Bethlehem, PA 180172667-46-7
Anaesthesia machine-combi-vet Base Anesthesia SystemRothacher Medical GmbH, SwitzerlandCV 30-301-A
Cardell touch veterinary vital signs monitorMidmark, Ohio, USA8013-001
Ophthalmic ointment-HumigelVirbac, France
Animal hair clippersAesculap AG, GermanyGT420
Disinfectant-Betadine solutionMundipharmaMedicalCompany, Switzerland14671-1203
Dumont #7 ForcepsFST Germany11274-20
Medium and small microscissorsMedline International Switzerland SàrlUC4337
Microvascular clampsFST, Germany18051-28
PapaverineESCA chemicals, SwitzerlandRE 356 803
Vein PickHarvard Apparatus, Cambridge, UK72-4169For single use only
SalineLaboratorium Dr. G. Bichsel AG, , Switzerland1330055
Polysorb 5-0 sutureCovidien AG, SwitzerlandUL 202Monofilament
Sulfadoxine and Trimethoprim-TrimethazolWerner Stricker AG, SwitzerlandSwissmedic Nr. 50'361
Antiseptic- OcteniseptSchülke & Mayr AG, SwitzerlandGTIN: 4032651214068
Phosphate Buffered SalineRoth1058.1
Isobutanol-2-MethylbutaneSigma-Aldrich, SwitzerlandM32631-1L
Optimum Cutting Temperature compound-Tissue-TekVWR Chemicals, Belgium25608-930
CryostatLeica, Glattbrugg, SwitzerlandLeica CM1860 UV
Glass slide- Superfrost PlusThermo Scientific4951PLUS4
Mayer's HaematoxylinSigma-Aldrich, SwitzerlandMHS32-1L
Eosin 0.5% aq.Sigma-Aldrich, SwitzerlandHT110232-1L
Oil Red OSigma-Aldrich, SwitzerlandO0625-25G
α-smooth muscle actin antibodyAbcam, UK.ab7817
Macrophage Clone RAM11 antibodyDAKO, SwitzerlandM063301
HoechstAbcam, UK.ab145596
Goat polyclonal Secondary Antibody (Chromeo 546)Abcam, UK.ab60316
Alexa Fluor 488/547Abcam, UK.
Glycergel Mounting Medium, AqueousDAKO, SwitzerlandC056330
Hematoxylin for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, SwitzerlandH3136-25G
Ferric chloride for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland157740-100G
Iodine for Movat stainingSigma-Aldrich, Switzerland207772-100G
Potassium iodide for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland60400-100G-F
Alcian blue for Movat stainingSigma-Aldrich, SwitzerlandA5268-10G
Strong Ammonia for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland320145-500ML
Brilliant crocein MOO for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland210757-50G
Acid Fuchsin for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, SwitzerlandF8129-50G
Sodium Thiosulfate for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland72049-250G,
Phosphotungstic acid for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland79690-100G
Crocin for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland17304-5G
EUKITT for Movat pentachrome stainingSigma-Aldrich, Switzerland03989-100ML

Ссылки

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131, e29-e322 (2015).
  2. Boone, L. R., Brooks, P. A., Niesen, M. I., Ness, G. C. Mechanism of resistance to dietary cholesterol. J Lipids. 2011, 101242 (2011).
  3. Kapourchali, F. R., et al. Animal models of atherosclerosis. World J Clin Cases. 2, 126-132 (2014).
  4. Carter, C. P., Howles, P. N., Hui, D. Y. Genetic variation in cholesterol absorption efficiency among inbred strains of mice. J Nutr. 127, 1344-1348 (1997).
  5. Kolodgie, F. D., et al. Hypercholesterolemia in the rabbit induced by feeding graded amounts of low-level cholesterol. Methodological considerations regarding individual variability in response to dietary cholesterol and development of lesion type. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 16, 1454-1464 (1996).
  6. Singh, V., Tiwari, R. L., Dikshit, M., Barthwal, M. K. Models to study atherosclerosis: a mechanistic insight. Curr Vasc Pharmacol. 7, 75-109 (2009).
  7. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95, 272-278 (2010).
  8. Baumgartner, H. R., Studer, A. [Effects of vascular catheterization in normo- and hypercholesteremic rabbits]. Pathol Microbiol (Basel). 29, 393-405 (1966).
  9. Tanaka, H., et al. Sustained activation of vascular cells and leukocytes in the rabbit aorta after balloon injury. Circulation. 88, 1788-1803 (1993).
  10. Phinikaridou, A., Hallock, K. J., Qiao, Y., Hamilton, J. A. A robust rabbit model of human atherosclerosis and atherothrombosis. J Lipid Res. 50, 787-797 (2009).
  11. Nakazawa, G., et al. Drug-eluting stent safety: findings from preclinical studies. Expert Rev Cardiovasc Ther. 6, 1379-1391 (2008).
  12. Aikawa, M., et al. Lipid lowering by diet reduces matrix metalloproteinase activity and increases collagen content of rabbit atheroma: a potential mechanism of lesion stabilization. Circulation. 97, 2433-2444 (1998).
  13. Jeanpierre, E., et al. Dietary lipid lowering modifies plaque phenotype in rabbit atheroma after angioplasty: a potential role of tissue factor. Circulation. 108, 1740-1745 (2003).
  14. Durand, E., et al. Magnetic resonance imaging of ruptured plaques in the rabbit with ultrasmall superparamagnetic particles of iron oxide. J Vasc Res. 44, 119-128 (2007).
  15. Stadius, M. L., et al. Time course and cellular characteristics of the iliac artery response to acute balloon injury. An angiographic, morphometric, and immunocytochemical analysis in the cholesterol-fed New Zealand white rabbit. Arterioscler Thromb. 12, 1267-1273 (1992).
  16. Khanna, V., et al. Cholesterol diet withdrawal leads to an initial plaque instability and subsequent regression of accelerated iliac artery atherosclerosis in rabbits. PLoS One. 8, e77037 (2013).
  17. Zou, J., et al. Effect of resveratrol on intimal hyperplasia after endothelial denudation in an experimental rabbit model. Life Sci. 68, 153-163 (2000).
  18. Li, M., Zhang, Y., Ren, H., Zhang, Y., Zhu, X. Effect of clopidogrel on the inflammatory progression of early atherosclerosis in rabbits model. Atherosclerosis. 194, 348-356 (2007).
  19. Nakazawa, G., et al. Evaluation of polymer-based comparator drug-eluting stents using a rabbit model of iliac artery atherosclerosis. Circ Cardiovasc Interv. 4, 38-46 (2011).
  20. Van Dyck, C. J., et al. Resolute and Xience V polymer-based drug-eluting stents compared in an atherosclerotic rabbit double injury model. Catheter Cardiovasc Interv. 81, E259-E268 (2013).
  21. Abran, M., et al. Validating a bimodal intravascular ultrasound (IVUS) and near-infrared fluorescence (NIRF) catheter for atherosclerotic plaque detection in rabbits. Biomed Opt Express. 6, 3989-3999 (2015).
  22. Kanamasa, K., et al. Recombinant tissue plasminogen activator prevents intimal hyperplasia after balloon angioplasty in hypercholesterolemic rabbits. Jpn Circ J. 60, 889-894 (1996).
  23. Pai, M., et al. Inhibition of in-stent restenosis in rabbit iliac arteries with photodynamic therapy. Eur J Vasc Endovasc Surg. 30, 573-581 (2005).
  24. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Cryosectioning tissues. CSH Protoc. 2008, (2008).
  25. Chaytor, A. T., Bakker, L. M., Edwards, D. H., Griffith, T. M. Connexin-mimetic peptides dissociate electrotonic EDHF-type signalling via myoendothelial and smooth muscle gap junctions in the rabbit iliac artery. Br J Pharmacol. 144, 108-114 (2005).
  26. Zhang, W., Trebak, M. Vascular balloon injury and intraluminal administration in rat carotid artery. J Vis Exp. (94), (2014).
  27. Maillard, L., et al. Effect of percutaneous adenovirus-mediated Gax gene delivery to the arterial wall in double-injured atheromatous stented rabbit iliac arteries. Gene Ther. 7, 1353-1361 (2000).
  28. Sharif, F., et al. Gene-eluting stents: adenovirus-mediated delivery of eNOS to the blood vessel wall accelerates re-endothelialization and inhibits restenosis. Mol Ther. 16, 1674-1680 (2008).
  29. Lee, J. M., et al. Development of a rabbit model for a preclinical comparison of coronary stent types in-vivo. Korean Circ J. 43, 713-722 (2013).
  30. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods Mol Med. 139, 1-30 (2007).
  31. Asada, Y., et al. Effects of inflation pressure of balloon catheter on vascular injuries and subsequent development of intimal hyperplasia in rabbit aorta. Atherosclerosis. 121, 45-53 (1996).
  32. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95, 272-278 (2010).
  33. Waksman, R., et al. PhotoPoint photodynamic therapy promotes stabilization of atherosclerotic plaques and inhibits plaque progression. J Am Coll Cardiol. 52, 1024-1032 (2008).
  34. Fernandez-Parra, R., et al. Pharmacokinetic Study of Paclitaxel Concentration after Drug-Eluting Balloon Angioplasty in the Iliac Artery of Healthy and Atherosclerotic Rabbit Models. J Vasc Interv Radiol. 26, 1380-1387 (2015).
  35. Dussault, S., Dhahri, W., Desjarlais, M., Mathieu, R., Rivard, A. Elsibucol inhibits atherosclerosis following arterial injury: multifunctional effects on cholesterol levels, oxidative stress and inflammation. Atherosclerosis. 237, 194-199 (2014).
  36. Manderson, J. A., Mosse, P. R., Safstrom, J. A., Young, S. B., Campbell, G. R. Balloon catheter injury to rabbit carotid artery. I. Changes in smooth muscle phenotype. Arteriosclerosis. 9, 289-298 (1989).
  37. Miyake, T., et al. Prevention of neointimal formation after angioplasty using nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotide-coated balloon catheter in rabbit model. Circ Cardiovasc Interv. 7, 787-796 (2014).
  38. Fulcher, J., Patel, S., Nicholls, S. J., Bao, S., Celermajer, D. Optical coherence tomography for serial in vivo imaging of aortic plaque in the rabbit: a preliminary experience. Open Heart. 2, e000314 (2015).
  39. Abela, O. G., et al. Plaque Rupture and Thrombosis: the Value of the Atherosclerotic Rabbit Model in Defining the Mechanism. Curr Atheroscler Rep. 18, 29 (2016).
  40. Yamashita, A., Asada, Y. A rabbit model of thrombosis on atherosclerotic lesions. J Biomed Biotechnol. 2011, 424929 (2011).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

128

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены