JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Эта статья показывает метод хирургической размещения в мышах внутрибрюшинного катетера, подключенный к порту доступа, которая располагается на задней части животного. Кроме того он объясняет процедуру для 5/6 нефрэктомия напоминают уремический состояние больных PD.

Аннотация

Перитонеальный диализ (PD) является заместительная почечная терапия, последовательно на администрации и задняя восстановления гиперосмотических жидкости в брюшной полости для слива воды и токсичных метаболитов, которые функционально недостаточный почки не могут ликвидации. К сожалению эта процедура ухудшается брюшины. Повреждение тканей вызывает наступление воспаление лечить травмы. Если сохраняется травмы и воспаление переходит в хроническую форму, это может привести к фиброза, который является обычным явлением во многих заболеваний. В ПД хроническое воспаление и фиброза, а также других конкретных процессов, связанных с них, привести к ухудшению способности ультрафильтрации, что означает отказ и последующее прекращение техники. Работа с образцах предоставляет сведения об этом ухудшения но представляет технические и этические ограничения для получения биопсии. Животные модели необходимы для изучения этого ухудшения, поскольку они преодолеть эти недостатки.

В 2008 году, была разработана модель настой хронический мышь, которая выгоды от широкого круга генетически измененных мышей, открывая возможность изучения механизмов. Эта модель использует настроенный устройство, предназначенное для мышей, состоящий из катетера, подключенное к порту доступа, который подкожно помещен на задней части животного. Эта процедура позволяет избежать непрерывной прокол брюшины в ходе долгосрочных экспериментов, сокращения инфекции и воспаления благодаря инъекции. Благодаря этой модели перитонеальный повреждений, вызванных хроническим воздействием PD жидкости характерны и модуляции. Эта техника позволяет инфузии больших объемов жидкости и могут быть использованы для изучения других заболеваний, в которых необходима вакцинация наркотиков или других веществ более продолжительных периодов времени.

Эта статья показывает метод хирургической размещения катетера в мышах. Кроме того он объясняет процедуру для 5/6 нефрэктомия имитировать состояние почечной недостаточности у пациентов PD.

Введение

Функции почек и почечных болезней

Почки являются основных органов, участвующих в гомеостаза, фильтрации крови и гормонов. Существуют различные условия, которые приводят к почечной недостаточности и последующего начала уремия, которая была определена как группа системных симптомов вследствие накопления отходов в крови сохраняется из-за расстройства функции почек1. Кроме того поскольку гомеостатических возможности также затрагивает при почечной недостаточности, гипертонии вследствие перегрузки тома может произойти, который также является опасным, поскольку это может привести к сердечной недостаточности1. При функциональной способности почек является менее чем 10% - 15%, пациент должен пройти один из следующих вариантов терапевтическое: гемодиализ, перитонеальный диализ (PD) или трансплантации почки.

PD это интересный вариант, который позволяет больным продолжить лечение от комфорта их дома или практически в любом месте, таким образом избегая необходимость частых больницы посещений и остается. PD техника устраняет небольшие токсичные молекулы и избыток воды, порожденных тела2 через инстилляции осмотического жидкости (жидкость, перитонеальный диализ, PDF) в брюшной полости. Этот инстилляции генерирует осмотический градиент, необходимые для обмена растворов и воды между перитонеального капилляров и PDF, процесс, известный как ультрафильтрации (UF).

Брюшной травмы, вызванные перитонеального диализа

Брюшной полости покрыта мембраной (PM) в составе монослоя мезотелиальной клетки, опираясь на матрицу, которая также находятся несколько кровеносные сосуды, фибробласты, макрофаги и других клеточных популяций. К сожалению, перитонеальной мембраной всегда страдает некоторые изменения во время лечения PD, например апоптоз и потеря мезотелиальной клетки, мезенхимальные переход мезотелиальной (ММП) и клеток эндотелия (конец MT), набор воспалительных клеток и фиброциты, сосудистых изменений, ангиогенез, lymphangiogenesis и/или фиброз3,4,5,6,,78,9. Эти изменения несут ответственность за развитие UF потенциала провал10, который исключает продолжение терапии, требуя, что пациент должен получать альтернативное лечение выжить (гемодиализа и трансплантации почки) . Таким образом для этих пациентов, важно задержать или контролировать развитие этих перитонеальный изменений.

Она предположила, что уремия одиночку может вызвать воспаление11, но самым важным фактором местных PDF bioincompatibility. Большинство PDF использовать глюкозу как осмотического агента, который вызывает воспаление. Благодаря PDF хранения раз и стерилизации глюкозы страдает процесс деградации, и появляются новые продукты от этой реакции, генерации более воспаления, MMT и апоптоз12,13. Кроме того существует также возможность механических повреждений из-за метода инстилляции. Все эти факторы, действуя постоянно, может создавать постоянные и периодические воспалительных состояние, приводит к хроническому воспалению, который ведет к ухудшению мембраны и, окончательно, UF провал. Как этот ущерб может быть уменьшена или избегать все еще вопрос исследования.

Анализируя развитие поражений: от человеческих образцов Животные модели

Работа с человека биопсия является ограничивающим фактором, из-за трудностей в получении образцов ткани. Эти образцы можно получить только из операций выполняются из-за неисправности катетер или трансплантации, обычно после нескольких лет лечения PD. Этот подход полезен для анализа патологические изменения, понесенные перитонеальной мембраной подвергается PDF, но не является достаточным для изучения развития процесса. Другая возможность заключается в анализе клеток, слить с диализа стоков, но это по-прежнему не удается предоставить полный сценарий. Слияние обоих методов возможна только с животных моделей. Перитонеальные структура аналогична среди млекопитающих, и поэтому есть модели с различными видами животных. Есть несколько исследований, основанных на овец (Rodela соавт. 14 и стволами и др. 15) и кролик16,17 моделей; Однако мелкие животные предпочтительнее, как они проще в дом и поддерживать и также более экономичным. Использование крыс18,19,20,21,22,,2324 предлагает более короткое время лечения необходимо соблюдать Морфо функциональные изменения. Он представлял весьма полезной моделью для изучения различных вопросов, например эффект анти фиброзных наркотики например BMP-7 (кости морфообразующих белка-7)25 и РАН (ренин ангиотензиновая система) ориентации26,27 , 28.

Однако мышиных модель стала идеальная модель с много преимуществ над другими. Наиболее интересным преимуществом является возможность использования генетически измененных мышей для изучения молекулярных и клеточных основу перитонеальный повреждения. В самом деле мышей часто используются для анализа многочисленных заболеваний, поскольку существует много различных штаммов с различных хорошо известных генетических особенностей. Другие преимущества включают сокращение пространство, необходимое для жилья, снижение стоимости экспериментов (из-за меньшего размера животных), легкость обработки, наличие реагентов и все большее количество информации о различных штаммов мышей с тех пор они были наиболее часто используемых животных в научных исследованиях.

Модель на основе мышей, используя имплантированным был наиболее недавно созданной модели для PD29,30и было показано, чтобы имитировать перитонеальный ухудшения, понесенные PD пациентов из-за воздействия в PDF. Эта модель сотрудничал понять, что патологические процессы вовлечены31,32,33. Кроме того он был использован для проверки различных потенциальных методов лечения для улучшения этого ухудшения, используя иммунных модуляторов и противовоспалительные препараты и другие анти фиброзных и анти ангиогенных агентов, например ингибиторов ЦОГ-2 (циклооксигеназы-2) 34, агонистов PPAR-γ (Пероксисома иным активирован рецептором γ)35, тамоксифен36, Paricalcitol (витамин D рецептор активатор, который модулирует иммунной реакции)37,38 Rapamycin и Небиволол 39.

Разработка модели мыши с имплантированным катетер

Цель этой модели — напоминают, насколько это возможно, метод используется в человека пациентов PD, позволяя выполнять расширенный лечение ПД в мелких животных. До настоящего времени были протестированы три техники для инстилляций диализа жидкости в брюшину в мышей. Первая, слепой проколы передней брюшной стенки, является спорным из-за многочисленные риски, которые она может понести, таких как перитонеальный ущерб, кровотечение и, как слепо выполняется, висцерального прокол. Второй способ-это так называемый «открытой постоянной системы», в которой устройства для инъекций жидкости помещается за пределами тела. Эта процедура является наиболее близок к выполняемой в организме человека. Однако он не допускает развитие долгосрочных экспериментов, как это может увеличить риск заражения и обычно требует использования анестезии привить PDF, который может вмешиваться в результаты. Третий метод является система «закрытой». С этим подходом весь устройство, используемое для жидкости инстилляции расположен внутри тела животного. С иглой через порт доступа, который помещается подкожно вводят жидкость. Эта процедура уменьшает риск перитонеальный инфекции и кровотечения, а также потребность в анестезии.

Для изучения влияния уремия в PD, недавно мышиных модель была также укреплены40 на основе модели вливания PDF с катетер. Эта модель приносит в Роман технику для выполнения нефрэктомии у мышей, таким образом снижения функции почек. В настоящей статье была разработана модификация протокола, используемых Ferrantelli et al. в 2015 году40 . Этот новый протокол позволяет катетер имплантации при нефрэктомии, уменьшает длину раны, нанесенные во время операции и облегчает доступ к функции почек.

протокол

Все методы, описанные здесь были одобрены институциональный уход животных и использование Комитета молекулярной биологии центр Северо Очоа (Мадрид, Испания).

Примечание: Самок мышей C57BL/6J в возрасте от 12 до 14 недель и массой около 20 г в начале исследования были использованы. Все животные были размещены в стандартных условиях и были даны ad libitumпищи и воды. Состояния здоровья были проверены ежедневно. Материалов, необходимых, например, перчатки, пелерина, катетер, шовные и иглы, должны быть стерильными.

1. размещение катетер

Примечание: Если почки не удаляются, они остаются полностью функциональной, поэтому она не рассматривает эффект уремия, таким образом позволяя исследование воздействия PDF в изоляции. Операция состоит на внедрение только дистальной экстремальных катетера в брюшной полости и размещение доступа к порту на задней части животного, обеспечивая доступ к нему. Процедура для размещения катетера является следующим:

  1. Поместите указатель мыши в камеру всасывание и предоставить обезболивание с помощью 4% изофлюрановая и кислорода с расходом 0,4 Л/мин до потери выпрямляющий рефлекс.
    1. Сохранить животных с 2% изофлюрановая в 100% кислорода с потоком 0,3 Л/мин с помощью трубки ураном, подключенных к аппарату анестезии. Подтверждение правильного анестезии путем оценки мышечный тонус и ответ на стимуляцию.
    2. Проверьте скорость и глубину дыхания во время всего процесса. Используйте мазь ветеринар на глазах для предотвращения сухости под наркозом. Желательно, если процедуры выполняются в потоке кабинета для обеспечения поддержания стерильных условий во время хирургических операций.
  2. Бритье правый фланг и задней части животных для того, чтобы выполнить операцию и придать позднее жидкость в порт доступа в чистой зоне. Место животного в боковой позиции, опираясь на его левый фланг в таблице хирургические, с тепловой системы обеспечить, чтобы его температура не будет падать.
  3. Лечить области с 1% раствором хлоргексидина глюконат. Сделать небольшой надрез (0,5 см) с тупыми ножницами в коже на правом фланге тела, так и отдельные его тщательно с помощью ножниц от прилегающих мышц слоя, таким образом, что вся область в задней части животного хорошо отделяется позже быть в состоянии представить Порт доступа с легкостью. Приведены на рисунке 1 , чтобы увидеть материалы, необходимые для выполнения процедуры.
  4. Сделать небольшой надрез около 1 мм в диаметре через слой мышц и вставить кончик катетера и первые пластиковые кольца. Перитонеальные ущерб является минимальным.
  5. Шовные брюшной стены плотно вокруг катетера, с 5.0 или 6.0 не рассасывающиеся шовные. Затем один пластиковое кольцо находится внутри брюшной полости и между мышц и кожи. Таким образом катетер фиксируется для предотвращения утечки в пространство подкожной жидкости.
  6. Вставьте порт доступа в подкожной пространство к хвосту мыши, без обеспечения его исправить положение для кожи, как она может чесаться и животных может поцарапать и бит их кожи.
  7. Закройте рану кожи с 5.0 или 6.0 не рассасывающиеся шовные. Удаление ингаляционной анестезии и позволяют животное, чтобы восстановить сознание. Не оставляйте мыши без присмотра, до тех пор, пока он сознание достаточно для поддержания грудной recumbency. Когда полностью восстановился, мыши могут быть возвращены в компании других животных.
    Примечание: Эксперименты может начаться после 4-7 дней послеоперационного восстановления.
  8. Предусматривают анальгезии, растворяя 3 мл ибупрофен (20 мг/мл) в 250 мл питьевой воды в день операции.
  9. В послеоперационный период Проверьте состояние здоровья животных ежедневно, проверяя, что есть нет покрасневшие области на кожу, щетинистые волосы или раны.
  10. Придать жидкости, удерживая животное (без обезболивающих его) за хвост и захвата Порт доступа с одной стороны и игла с другой. Лечить области с 1% раствором хлоргексидина глюконат перед инъекцией. Это интересно использовать специальные иглы (Huber иглы), которые подрезаются для того, чтобы часть вместо Пирс силиконовые перегородки доступа к порту (рис. 1A). Две инъекции в день в течение 40 дней, достаточно соблюдать перитонеальный изменения (рис. 3).
  11. После окончания эксперимента, усыпить мыши двуокиси углерода удушья или шейки матки дислокации.

2. выполнение нефрэктомия 5/6 и размещения катетера

Примечание: Чтобы лучше напоминают ситуацию в PD больных можно выполнять 5/6 нефрэктомия, позволяя лишь остаточный почечной функции. В этом случае образцы сыворотки следует анализировать мочевины прокол уровнях путем извлечения 250 мкл крови через лицевой Вены, по крайней мере за один день до начала операции, в середине лечения и когда жертвуя животных. Желательно, если процедуры выполняются в потоке кабинета для обеспечения поддержания стерильных условий во время хирургических операций.

  1. Анестезировать мышей с помощью изофлюрановая как шаг 1.1.
  2. Предоставить обезболивание с 0,1 мг/кг бупренорфина, вводят подкожно на шее животного и растворяют в 3 мл ибупрофен (20 мг/мл) в 250 мл питьевой воды за день до и в день операции.
  3. Брить боковые и задняя часть животных, для выполнения операций и придать позднее жидкость в порт доступа в чистой зоне.
  4. Выполните надрез примерно 0,5 см в коже, на левой стороне, недалеко от ребер, чтобы иметь прямой доступ к левой почки.
  5. Откройте небольшой надрез в мышце принять левой почки из брюшины, удаление капсулы и надпочечников. Чтобы удалить капсулы необходимо лучше держать почки за пределами брюшной полости.
  6. Записать и сократить крайности почек с cauterizer (см. Рисунок 1 для необходимых материалов).
  7. Восстанавливать функции почек в брюшной полости и шов раны на мышцы и кожу с нерастворимых 5.0 или 6.0 швом.
  8. На следующий день после, полностью удалить правой почки и вставить катетер, используя тот же разрез относительно удаления почки. Опять же анестезировать мыши с изофлюрановая и подкожно вводить 0,1 мг/кг бупренорфина как раз перед хирургической процедуры. Также 3 мл ибупрофен (20 мг/мл) развести в 250 мл питьевой воды за день до и в день операции.
  9. Сделать надрез в коже около 0,5 см и, с помощью ножниц, отделить кожу на задней части животного от мышцы, чтобы открыть пространство, где будет располагаться порт доступа.
  10. Выполните разрез в мышце (о 0,3-0,4 см) взять правой почки из брюшной полости.
  11. Удаление капсулы и надпочечников, чтобы иметь лучший доступ к функции почек. Перевязать почечной Вены, артерии и мочеточник с не рассасывающиеся шовные 5.0 или 6.0 и полностью удалить почку.
  12. Шов раны на брюшной мышцы, представляя к концу катетера, так что мышцы должны оставаться между двумя пластиковыми кольцами, как объяснялось раньше (шаг 1.5).
  13. Ввести порт доступа в подкожной пространство и шовные кожу, как описано в шагах 1.6 и 1.7.
    Примечание: Мышь должна лежать по крайней мере 10 дней от этих операций для обеспечения что раны на брюшной мышцы полностью исцелен, и там будет никакой утечки в подкожной пространство при парентеральном жидкости. Вводить жидкость как шаг 1.10.
  14. После окончания эксперимента, усыпить животных двуокиси углерода удушья или шейки матки дислокации.

Результаты

Рисунок 1 показывает все материалы, необходимые для процедур, описанных в разделе протокол. Для этого примера, представленный мышей или не нефрэктомия (8 животных на группы) (Рисунок 2) были подвержены смесь двух разных файлов PDF, широко ис...

Обсуждение

Первый опубликованных данных, анализируя PD изменения с помощью техники «закрыть системы» была исполнена в 200929 . Это тесное системы означает, что все устройство расположен внутри тела и жидкости вводят с иглой через порт доступа. Наиболее важной технической проблемой в дол?...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Авторы благодарят э. Ferrantelli и г. Liappas за их поддержку, Настройка протокола нефрэктомия 5/6, р. Санчес-Диас и P. Мартин для помощи с мочевинного азота оценок и E. ЭВИА и F. Нуньес для помощи с осторожностью мышей. Эта работа была поддержана от грантов SAF2016-80648R от «Ministerio де Economía y развитию» / региональных Europeo Fondo de Desarrollo (МИНЕКО/ФЕДЕР) Мануэль Лопес-Кабрера и PI 15/00598 от Fondo de Investigaciones Sanitarias (FIS)-ФЕДЕР средства, чтобы Абелардо Агилера.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holesAccess technologiesMMP-4S-061108A
Posi-Grip Huber point needles 25 ga. X 1/2´´ Access technologiesPG25-500
High Temperature Cautery KitBovie18010-00
ForaneabbVie880393.4 HO
non absorbable suture 6/0Laboratorio Agaró6121
Scissors Fine Science Tools14079-10
forcepsFine Science Tools11002-12
clampFine Science Tools13002-10
Buprenorphine 0,3 mg/mlpharmaceutical product
cotton swabspharmaceutical product
Dalsy (Ibuprofen) 20mg/mL oral suspensionAbbVie S.R.L. pharmaceutical product

Ссылки

  1. Meyer, T. W., Hostetter, T. H. Uremia. New England Journal of Medicine. 357 (13), 1316-1325 (2007).
  2. Pyper, R. A. Peritoneal Dialysis. Ulster Medical Journal. 17 (2), 179-187 (1948).
  3. Chaimovitz, C. Peritoneal dialysis. Kidney International. 45 (4), 1226-1240 (1994).
  4. Aguilera, A., Yanez-Mo, M., Selgas, R., Sanchez-Madrid, F., Lopez-Cabrera, M. Epithelial to mesenchymal transition as a triggering factor of peritoneal membrane fibrosis and angiogenesis in peritoneal dialysis patients. Current Opinion in Investigational Drugs. 6 (3), 262-268 (2005).
  5. González-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. , (2011).
  6. Mateijsen, M. A., et al. Vascular and interstitial changes in the peritoneum of CAPD patients with peritoneal sclerosis. Peritoneal Dialysis International. 19 (6), 517-525 (1999).
  7. Williams, J. D., et al. Morphologic changes in the peritoneal membrane of patients with renal disease. Journal of the American Society of Nephrology. 13 (2), 470-479 (2002).
  8. Dobbie, J. W. Pathogenesis of peritoneal fibrosing syndromes (sclerosing peritonitis) in peritoneal dialysis. Peritoneal Dialysis International. 12 (1), 14-27 (1992).
  9. Loureiro, J., et al. Blocking TGF-beta1 protects the peritoneal membrane from dialysate-induced damage. Journal of the American Society of Nephrology. 22 (9), 1682-1695 (2011).
  10. Aroeira, L., et al. Epithelial to mesenchymal transition and peritoneal membrane failure in peritoneal dialysis patients: pathologic significance and potential therapeutic interventions. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (7), 2004-2013 (2007).
  11. Zhang, J., et al. Regulatory T cells/T-helper cell 17 functional imbalance in uraemic patients on maintenance haemodialysis: A pivotal link between microinflammation and adverse cardiovascular events. Nephrology. 15 (1), 33-41 (2010).
  12. Welten, A. G., et al. Single exposure of mesothelial cells to glucose degradation products (GDPs) yields early advanced glycation end-products (AGEs) and a proinflammatory response. Peritoneal Dialysis International. 23 (3), 213-221 (2003).
  13. De Vriese, A. S., Tilton, R. G., Mortier, S., Lameire, N. H. Myofibroblast transdifferentiation of mesothelial cells is mediated by RAGE and contributes to peritoneal fibrosis in uraemia. Nephrology Dialysis Transplantation. 21 (9), 2549-2555 (2006).
  14. Rodela, H., Yuan, Z., Hay, J., Oreopoulos, D., Johnston, M. Reduced lymphatic drainage of dialysate from the peritoneal cavity during acute peritonitis in sheep. Peritoneal Dialysis International. 16 (2), 163-171 (1996).
  15. Barrell, G. K., McFarlane, R. G., Slow, S., Vasudevamurthy, M. K., McGregor, D. O. CAPD in sheep following bilateral nephrectomy. Peritoneal Dialysis International. 26 (5), (2006).
  16. Schambye, H. T., et al. Bicarbonate- versus lactate-based CAPD fluids: a biocompatibility study in rabbits. Peritoneal Dialysis International. 12 (3), 281-286 (1992).
  17. Garosi, G., Gaggiotti, E., Monaci, G., Brardi, S., Di Paolo, N. Biocompatibility of a peritoneal dialysis solution with amino acids: histological evaluation in the rabbit. Peritoneal Dialysis International. 18 (6), 610-619 (1998).
  18. Elema, J. D., Hardonk, M. J., Koudstaal, J., Arends, A. Acute enzyme histochemical changes in the zona glomerulosa of the rat adrenal cortex. I. The effect of peritoneal dialysis with a glucose 5 percent solution. Acta endocrinologica (Oslo). 59 (3), 508-518 (1968).
  19. Liard, J. Influence of sodium withdrawal by a diuretic agent or peritoneal dialysis on arterial pressure in one-kidney Goldblatt hypertension in the rat. Pflügers Archives. 344, 109-118 (1973).
  20. Beelen, R. H., Hekking, L. H., Zareie, M., vanden Born, J. Rat models in peritoneal dilysis. Nephrology Dialysis Transplantation. 16 (3), 672-674 (2001).
  21. Sun, Y., et al. Treatment of established peritoneal fibrosis by gene transfer of Smad7 in a rat model of PD. American Journal of Nephrology. 30 (1), 84-94 (2009).
  22. Schilte, M. N., et al. Peritoneal dialysis fluid bioincompatibility and new vessel formation promote leukocyte-endothelium interactions in a chronic rat model for peritoneal dialysis. Microcirculation. 17 (4), 271-280 (2010).
  23. Peng, Y. M., et al. A new non-uremic rat model of long-term peritoneal dialysis. Physiological Research. 60 (1), 157-164 (2011).
  24. Stavenuiter, A. W., Farhat, K., Schilte, M. N., Ter Wee, P. M., Beelen, R. H. Bioincompatible impact of different peritoneal dialysis fluid components and therapeutic interventions as tested in a rat peritoneal dialysis model. International Journal of Nephrology. 2011, 742196 (2011).
  25. Loureiro, J., et al. BMP-7 blocks mesenchymal conversion of mesothelial cells and prevents peritoneal damage induced by dialysis fluid exposure. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (4), 1098-1108 (2010).
  26. Duman, S., et al. Does enalapril prevent peritoneal fibrosis induced by hypertonic (3.86%) peritoneal dialysis solution?. Peritoneal Dialysis International. 21 (2), 219-224 (2001).
  27. Duman, S., et al. Intraperitoneal enalapril ameliorates morphologic changes induced by hypertonic peritoneal dialysis solutions in rat peritoneum. Advances in Peritoneal Dialysis. 20, 31-36 (2004).
  28. Duman, S., Sen, S., Duman, C., Oreopoulos, D. G. Effect of valsartan versus lisinopril on peritoneal sclerosis in rats. International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 156-163 (2005).
  29. González-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritoneal Dialysis International. 29 (2), 227-230 (2009).
  30. González-Mateo, G. T., et al. Modelos animales de diálisis peritoneal: relevancia, dificultades y futuro. Nefrología. Supl. 6, 17-22 (2008).
  31. Rodrigues-Diez, R., et al. IL-17A is a novel player in dialysis-induced peritoneal damage. Kidney International. 86 (2), 303-315 (2014).
  32. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. 27 (2), 478-481 (2012).
  33. Liappas, G., et al. Immune-Regulatory Molecule CD69 Controls Peritoneal Fibrosis. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (12), 3561-3576 (2016).
  34. Aroeira, L. S., et al. Cyclooxygenase-2 Mediates Dialysate-Induced Alterations of the Peritoneal Membrane. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (3), 582-592 (2009).
  35. Sandoval, P., et al. PPAR-[gamma] agonist rosiglitazone protects peritoneal membrane from dialysis fluid-induced damage. Laboratory Investigation. 90 (10), 1517-1532 (2010).
  36. Loureiro, J., et al. Tamoxifen ameliorates peritoneal membrane damage by blocking mesothelial to mesenchymal transition in peritoneal dialysis. PLoS One. 8 (4), e61165 (2013).
  37. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Paricalcitol reduces peritoneal fibrosis in mice through the activation of regulatory T cells and reduction in IL-17 production. PLoS One. 9 (10), e108477 (2014).
  38. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Rapamycin Protects from Type-I Peritoneal Membrane Failure Inhibiting the Angiogenesis, Lymphangiogenesis, and Endo-MT. BioMed Research International. 2015, 989560 (2015).
  39. Liappas, G., et al. Nebivolol, a beta1-adrenergic blocker, protects from peritoneal membrane damage induced during peritoneal dialysis. Oncotarget. 7 (21), 30133-30146 (2016).
  40. Ferrantelli, E., et al. A Novel Mouse Model of Peritoneal Dialysis: Combination of Uraemia and Long-Term Exposure to PD Fluid. Biomed Research International. 2015, 106902 (2015).
  41. Altmann, C., et al. Early peritoneal dialysis reduces lung inflammation in mice with ischemic acute kidney injury. Kidney International. 92 (2), 365-376 (2017).
  42. Peters, T., et al. Mouse model of foreign body reaction that alters the submesothelium and transperitoneal transport. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 300 (1), F283-F289 (2011).
  43. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

137

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены