АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Подробно представлен ряд методов определения потенциальной скорости DNRA+ на основе анализа 14NH4+и15NH4. NH4 преобразуется+ в N2O через несколько этапов и анализируется с помощью четырехугольной газовой хроматографии-масс-спектрометрии.

Аннотация

Важность понимания судьбы нитратов (NO3),которыеявляются доминирующими видами N, перешел из наземных в водные экосистемы, возрастает, поскольку глобальные нагрузки азота резко возросли после индустриализации. Диссимиляция снижения нитратов до аммония (DNRA) и денитрификации являются микробными процессами, которые используют NO3для дыхания. По сравнению с денитрификацией количественные определения деятельности ДНР были проведены лишь в ограниченных масштабах. Это привело к недостаточному пониманию важности DNRA в No3- преобразования и регулирующие факторы этого процесса. Цель настоящего документа заключается в предоставлении подробной процедуры измерения потенциальной скорости DNRA в экологических пробах. Короче говоря, потенциальная ставка DNRA может быть рассчитана из 15N-маркированы аммония (15NH4)скорость накопления в 15No3- добавил инкубации. Определение концентраций 14NH4 и+ 15NH4, описанных в настоящем документе, состоит из следующих шагов. Во-первых, NH4в образце извлекается и в ловушке на подкисленные стеклянный фильтр, как соль аммония. Во-вторых, захваченный аммоний элализован и окисляется до NO3- через окисление персульфата. В-третьих, NO3преобразуется в N2O с помощью N2O редуктазы недостаточного денитрификации. Наконец, преобразованный N2O анализируется с помощью ранее разработанной четырехугольной газовой хроматографии-масс-спектрометрии. Мы применили этот метод к соляным болотным отложениям и вычислили их потенциальные показатели DNRA, продемонстрировав, что предлагаемые процедуры позволяют просто и быстрее определить по сравнению с ранее описанными методами.

Введение

Искусственный синтез азотных удобрений и их широкое применение сильно повлияли на глобальный азотный цикл. Подсчитано, что передача реактивного азота из наземных в прибрежные системы удвоилась с доиндустриальных времен1. Значительная часть удобрений, применяемых к данному полю, смывается из почвы в реки или грунтовые воды, в первую очередь в качестве No3и 2. Это может вызвать экологические проблемы, такие как загрязнение питьевой воды, эвтрофикация, и образование гипоксии. NO3- в водной среде удаляется из экосистемы или сохраняется в ней с помощью биологической ассимиляции и различных микробных диссимилятных процессов. Денитрификация и анаммокс, как известно, основные микробные процессы удаления no3. Денитрификация – это микробное сокращение NO3 до− газоистых продуктов N (NO, N2O и N2)в сочетании с окислением донора электронов, таких как органические вещества, тем самым снижая риск вышеупомянутых проблем. Anammox также производит N2 из NO2и NH4+; таким образом, он удаляет неорганические N из экосистемы. И наоборот, DNRA работает над сохранением N в экосистеме; общепризнано, что DNRA выполняется в первую очередь ферментативными бактериями или хемолитоавтотрофными бактериями и что они уменьшают диссимилятивные NO3- до биодоступных и менее мобильных NH4.

Исследования по DNRA в основном проводились в морских или лиманных экосистемах, таких как океанические или лиманные отложения и вода, соляная или солоноватая болотистая почва и мангровые почвы. Прибрежные или морские экосистемы имеют важное значение вкачестве водохранилищ для удаления− NO 3 - из наземных экосистем, и в предыдущих исследованиях DNRA было показано, что вклад в течение очень широкого диапазона No3− - удаление (0-99%)3,4,5,6,,7,,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 , 18.18 Кроме того, существование DNRA было продемонстрировано в широком диапазоне сред, включаяпресноводные среды 19,рисовыерисовые почвы 20,и лесныепочвы 21. Хотя эти исследования показали, что DNRA потенциально сопоставима с денитрификацией для удаления No3,− исследования, измеряя активность DNRA, по-прежнему очень ограничены по сравнению с теми, которые измеряют денитрификацию.

Скорость DNRA была оценена с использованием 15 методовN-маркировки в сочетании с анализом данных с помощью аналитических или численных моделей. Одно аналитическое решение для расчета ставки DNRA основано на увеличении 15N обогащения NH4 и+ пула после добавления 15NO3в качестве трассировщика. 15 Лет N-маркировка No3 добавляется− в образец и инкубируется, и скорость DNRA может быть рассчитана на основе изменений соотношенияконцентрации и изотопов+ в NH 4 до и после определенного периода времени. В настоящем документе подробно описан методколичественной оценки концентрации+ NH 4 и коэффициента изотопов, которые необходимы для расчета скорости DNRA. В основном, метод сообщил здесь представляет собой сочетание нескольких ранеесообщалось методы 22,23,24,25,26 с изменениями, добавленных к некоторым процедурам. Метод состоит из серии из пяти компонентных процедур: (1) инкубация образца окружающей среды с поправкой на стабильный изотопный трассировщик, 15NO3,(2) извлечение и восстановление NH4 -сиспользованием "процедуры диффузии" с модификациями, (3) окислениецинульфата+ NH 4 в образце, состоящий из коренных NH− − − + 4+ и 15NH4, полученных из 15NO3- через деятельность DNRA, в No3 и 15NO3, (4) последующей микробной трансформации No3 и 1 No3- до N2O изотопомеры с помощью модифицированного метода денитрификатора и (5) количественной оценкиизотопомеровN 2 O с использованием газовой хроматографии-масс-спектрометрии (GC/MS). В следующем разделе, во-первых, описана подготовка к процедурам (2) и (4), а затем, впоследствии, подробно описаны все пять компонентных процедур.

протокол

1. Подготовка конверта PTFE для количественного захвата газичный NH3

  1. Поместите 60-мм кусок полиэтилена (PTFE) ленты (25 мм в ширину) на небольшой лист алюминиевой фольги (примерно 300 мм х 450 мм в размерах, протертый этанолом).
  2. Пепел фильтр стеклянного волокна (10 мм в диаметре с поры размером 2,7 мкм) при 450 градусов по Цельсию на 4 ч в муфте печи. Поместите фильтр стеклянного волокна немного выше середины более длинной оси ленты(рисунок 1a).
  3. Найме 20 л 0,9-мол/л2SO4 по центру фильтра GF/D и сразу же сложите ленту PTFE с помощью двух пинцетов: плоского пинцета и прямого пинцета. Следующие шаги, шаги 1.4-1.7, показаны на рисунке 1 и должны быть проведены быстро.
  4. Переверните ленту PTFE над фильтром GF/D на пунктирной линии, показанной на рисунке 1a, чтобы сформировать форму, показанную на рисунке 1b.
  5. Печать с обеих сторон, складывая, а затем плотно нажав на край с пинцетом (Рисунок 1c). Не нажимайте слишком сильно, и не царапайте ленту PTFE.
  6. Сложите открытый конец пинцетом, а затем нажмите на край пинцетом(рисунок 1d).
  7. Печать открытого конца, плотно нажав на край с пинцетом (Рисунок 1e). Фильтр GF/D не должен нажиматься во время этой процедуры.

2. Подготовка биомассы закиси азота reductase дефицитный денитрификатор, Pseudomonas хлорорафис subsp. aureofaciens ATCC13985, для метода денитрификатора

  1. Streak 20% глицерол запас Pseudomonas хлорорафис subsp. aureofaciens ATCC13985 на 1/4 прочности триптон соевого бульона (TSB) агар пластин. Инкубировать пластины при 25 градусов по Цельсию в течение 2-3 дней.
  2. Передача колонии синглов P. chlororaphis в небольшую пробирку, содержащую 5 мл автоклавной среды TSB и культуры аэробико (без встряхивания) в течение дня при 25 градусах Цельсия в темноте до получения максимального роста; это будет использоваться в качестве прекультуры.
  3. Передача 3 мл прекультуры в бутылку 1-L с силиконовой резиновой пробкой, содержащей 1 л свежеприготовленного автоклавированного модифицированного TSB, дополненного 10 ммоль/Л KNO323. Инкубировать бутылку во время агитации с помощью мешалки в темных условиях при 25 градусов по Цельсию. После культивирования в течение 8 ч, заменить кремниевую резиновую пробку с винтовой крышкой и плотно закрыть. Продолжить культивирование в аноксии на ночь.
  4. Центрифуга культуры на 18800 х г в течение 15 мин при 4 градусов по Цельсию для получения гранул биомассы.
  5. Вымойте упакованную биомассу три раза с 30 мл фосфатного буферного солевого раствора Дулбекко (D-PBS(-), рН 7.5), чтобы полностью устранить NO3. Условия центрифугации такие же, как и в шаге 2.3.
  6. После мытья, повторно приостановить упакованную биомассу с 30 мл D-PBS (-). Используйте 1 мл подвески для определения плотности клеток путем измерения OD600. Pipette 1 мл aliquots оставшейся подвески в стерильные криовиалы, содержащие 0,8 мл 45% глицерол. Сохраняем подготовленные запасы глицерола при 80 градусах Цельсия до использования (см. раздел 6).

3. Удаление кислорода, нитрита и нитрата из пробных отложений

  1. Взвесить 3,0 г (мокрый вес) осадка в стеклянный флакон 20 мл и добавить 9,0 мл поверхностной воды, чтобы приостановить его (25% ж / в суспензии).
  2. Печать флакона с черной бутиловой резиновой пробкой (промытой ионной водой и стерилизованной с помощью автоклавинга) и алюминиевой крышкой.
  3. Очистить подвеску и заменить головной воздух на Ar (nogt;99.99%) при 0,6 л/мин в течение 20 мин с использованием многообразия.
  4. Замените газ Ar headspace ультра-чистым (99.99995%) Он пылесосить для 90 s и поручать его для 30 s. Повторите эту процедуру четыре раза. Установите давление газа в голову до 1,5 3 м.
  5. Инкубировать флаконы при температуре 20 градусов по Цельсию на ночь с встряхивания при 150 об / мин в темных условиях с помощью постоянной температуры шейкер для устранения оставшихся кислорода, нитратов и нитритов в осадочной подвески и головного газа.

4. Эксперимент курса времени для определения скорости DNRA

  1. Замените головной газ свежим ультра-чистым Он, используя ту же процедуру, что и в шаге 3.5, но без четырех повторений.
  2. Добавьте помеченные и не помеченные субстраты к каждому флакону в соответствии с таблицей 1 через пробку из бутиловой резины с помощью газопритягиваного шприца. Очистить ранее подготовленные субстратные растворы в адекватном размере стеклянных флаконов с использованием ультра-чистый Он с давлением головного пространства установлен на 1,5 атома, чтобы избежать загрязнения воздуха. Избегайте непреднамеренной инъекции любого количества воздуха во время процедур инъекций.
  3. Инкубировать флаконы при 20 градусов по Цельсию со тряской при 150 об/мин. Добавьте субстраты к каждому флакону в соответствии с таблицей 1 и инкубировать в течение 1 ч, 3 ч и 5 ч. После того, как инкубация будет остановлена, подвергню подвеску отложений во флаконах следующим процедурам: шаги 4,4-4,9.
  4. Удалите алюминиевую крышку и бутиловую резиновую пробку с каждого флакона. Затем добавьте KCl (золу при 450 градусов по Цельсию в течение 4 ч) в осадочную суспензию до конечной концентрации примерно 2 мол/л, чтобы обеспечить восстановление NH4 ииз отложений. Закройте флаконы с бутиловой резиновой пробкой и алюминиевым замыканием.
  5. Встряхните осадок при 150 об/мин в течение 1 ч при 4 градусах по Цельсию в темных условиях, чтобы извлечь NH4.
  6. Перенесите всю осадочную суспензию во флаконе на трубу из пластиковой центрифуги 50 мл и центрифугу при 10 000 х г в течение 10 мин при 4 градусах Цельсия.
  7. Промыть внутреннюю стенку свежеобнаженного одноразового шприца 10 мл и прикрепить его к свежеобнаженной одноразовой целлюлозно-ацетатной мембранной фильтру (размер поры 0,22 мкм, диаметр 25 мм). Затем промыть мембранный фильтр с 1 мл супернатанта. Поместите промытый шприц-фильтр блок на 20-мл широкоугольный полипропилена (PP) бутылку.
  8. Фильтр оставшихся supernatant через ацетат мембранный фильтр в 20-мл PP бутылку. Храните экстракты на уровне 20 градусов по Цельсию до дальнейшего анализа.

5. Захват рассеянного NH4 в+ 2M H2SO− 4, поглощенный фильтром GF/D в конверте PTFE и окисление персульфата NH4и No3

  1. Подготовь стандартные растворы 14NH4Cl с градиентами концентрации 0 ммоль/л, 10 ммоль/л, 40 ммоль/л, 100 ммоль/л, 200 ммоль/л, 400 ммоль/л и 500 ммоль/л. Для анализа соотношения 15N зафиксировать общую концентрацию NH4+ и 200 ммоль/л и подготовить изотопные соотношения 100:0, 99.5:0.5, 99:1, 93:7, 90:10, 50:50 и 10:90 с чистыми 14NH4Cl и 15NH4Cl стандартных решений.
  2. Передача 30 мг MgO (зола при 450 градусов по Цельсию для 4 ч) на 20-мл стеклянный флакон, и поместите конверт PTFE во флакон.
  3. Перенесите 5 мл образца или стандарта во флакон, содержащий конверт MgO и PTFE, и немедленно закройте серой бутиловой резиновой пробкой. Печать с алюминиевой крышкой. Если концентрация NH4,как ожидается, превысит 500 мкмоль/л, разбавьте образец ниже 500 ммоль/л.
  4. Встряхните флаконы при 150 об/мин при 3 ч при 4 градусах цельсия в темных условиях.
  5. Удалите алюминиевую крышку и бутиловую резиновую пробку. Возьмите конверт PTFE из флакона с помощью точечных пинцетов, тщательно промойте конверт и пинцет водой, протрите их вытирая бумагой, а затем поместите конверт на свежую вытирая бумагу.
  6. Откройте конверт PTFE парой пинцетов (рекомендуется использовать пинцет плоского и то же конец) в точном обратном порядке складывания, выполненном шагами 1.4-1.7.
  7. Держите периферийную область фильтра GF/D, где H2SO4 должен быть неабсорбирован, с плоским пинцетом, и перенесите его в пробирку с крышкой из винта 11 мл с крышкой PTFE. Промыть пинцетом с ионные воды, и протрите их вытирая бумагу.
  8. Повторите шаги 5.5-5.7 для остальных конвертов.
  9. Добавьте 1 мл ионные воды в каждую из пробирок, закройте крышку винта и поддерживайте ее, не встряхивая в течение по крайней мере 30 минут при комнатной температуре, чтобы полностьювылмитьNH 4из фильтра GF/D. В ходе этого шага параллельно выполнить следующий шаг (шаг 5.10).
  10. Подготовка персульфатно-окисляющий раствор (POR) реагент25,26.
    1. Поскольку он не может храниться, подготовь точное количество POR, необходимое для лечения одного дня образцов.
    2. Чтобы подготовить POR для лечения 50 образцов, залить 100 мл ионные воды в 200-мл винт крышка бутылку и добавить 1,52 г NaOH (азот соединения анализа класса), 3 г борной кислоты, и 5 г K2S2O8 (азот и фосфор анализа класса) в этом порядке. Сразу после добавления каждого реагента встряхните раствор до полного растворения.
    3. При необходимости замочите бутылку в теплой воде, чтобы помочь растворению химических веществ; однако следует обратить внимание на загрязнение No3, посколькуводопроводная вода обычно содержит NO3.−
  11. После шага 5.8 откройте крышку винта, добавьте 2 мл реагента POR в пробирку и плотно закройте трубку винтовой крышкой, чтобы предотвратить потерю или загрязнение в течение следующих шагов.
  12. Стенд пробирки на стойке, оберните их в двухслойной алюминиевой фольги, и автоклав их в течение 1 ч при 121 градусов по Цельсию. Держите трубки в вертикальном положении во время этого шага и избежать быстрых изменений температуры после окончания автоклавирования.

6. Определение NO3,преобразованного из NH4по методу денитрификатора с использованием quadrupole GC/MS

  1. Смешайте 100 мл стерильного 40-ммоль/л фосфатного буфера (рН 7,2) и 100 мл стерильного 30-ммоль/л глюкозы асептически (20 ммоль/л фосфата и 15-ммоль/л глюкозы; финал).
  2. Добавьте 1/7,2 тома глицерола P. chlororaphis до 200 мл фосфатно-буферного раствора глюкозы в колбе 300 мл Erlenmeyer и очистите ультра-чистым He (99,995%) поток в течение 1 ч.
  3. Раздай 2,0 мл подвески денитрификатора в каждый флакон 5 мл. Крышка флаконы с серой бутиловой резиновой пробкой и алюминиевым замыкания.
  4. Заменить headspace воздуха с ультра-чистый Он пылесосом в течение 3 минут и зарядки Он в течение 1 мин. Установите положительное давление на газ в 1,3 3 м, чтобы избежать непреднамеренного загрязнения воздуха.
  5. Ввимите 1 мл образца или стандарта через бутиловую резиновую пробку с помощью одноразового шприца 1 мл. Обратите внимание на точное количество фактически введенного образца.
  6. Инкубировать флаконы на ночь при 25 градусов по Цельсию в темных условиях.
  7. Ввись 0,3 мл 6-мол/ LL NaOH, чтобы остановить денитрификации и поглощать головное пространство CO2, который в противном случаесерьезно нарушитьN 2 O анализ GC / MS, потому что CO2 и N2O имеют тот же молекулярный вес.
  8. Определите количество 44N2O, 45N2O и 46N2O в головной пространстве газа с помощью quadrupole GC/MS с модифицированным портом впрыска25. Условия эксплуатации, используемые для анализа GC/MS, показаны в таблице 2.

7. Анализ данных

  1. Вывести кривую калибровки для концентрации NH4- из линейной связи между известной концентрацией 14NH4 и+ измеренной интенсивности сигнала в общей сложности произведено 44N2O и 45N2O и 46N2O. Получить кривую калибровки для содержания 15N из линейной взаимосвязи между известным атомом% (т.е. 15N/14Nе 15N) и рассчитанным атомом% с использованием ранее предоставленногоi.e.уравнения 27. Рассчитайте концентрацию 15NH4,+ умножение общего NH4+ на коэффициент 15N NH4.
  2. Рассчитайте потенциальную скорость DNRA, используя уравнения,предоставляемые в другом месте 28,,29,,30.

Результаты

Репрезентативные результаты, представленные в настоящем документе, были получены в результате 15экспериментов по отслеживанию отложений соленого болота. Пробое соляного болота было недавно создано после Великого восточно-японского землетрясения 2011 года в рай?...

Обсуждение

Соотношение концентрации и изотопов NH4 дляанализа DNRA было количественно оценено с помощью нескольких методов. Коэффициенты концентраций и изотопов NH4,как правило, измеряются отдельно. Концентрация NH4 ,как правило, измеряется с помощью колоритных мет?...

Раскрытие информации

Авторов нечего раскрывать.

Благодарности

Мы благодарим Наото Танака за помощь в сборе данных и разработке протокола. Сбор образцов был поддержан JSPS KAKENHI Грант номер 17K15286.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
15N-KNO3SHOKO SCIENCEN15-0197
15N-NH4ClSHOKO SCIENCEN15-0034
20 mL PP bottleSANPLATEC61-3210-18Wide-mouth
Aluminum capMaruemu1307-13No. 20, with hole
Boric acidWako021-02195
CentrifugeHITACHIHimac CR21G II
Deoxygenized Gas Pressure & Replace InjectorSANSIN INDUSTRIALIP-12
Disposable cellulose acetate membrane filterADVANTEC25CS020ASPore size 0.22 µm, 25 mm in diameter
Disposable syringeTermoSS-10SZ10 mL
Disposable syringeTermoSS-01T1 mL
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (-)NISSUI PHARMACEUTICAL5913
Gastight syringeVICI Valco Instruments4075-15010Series A-2, 100 µL
GC/MSshimadzuGCMS-QP2010ultra
GF/DWhatman1823-01010 mm in diameter
Glass vialMaruemu0501-0620 mL
Gray butyl rubber stopperMaruemu1306-03No.20-S
H2SO4Wako192-04696Guaranteed Reagent
K2S2O8Wako169-11891Nitrogen and Phosphorus analysis grade
KClWako163-03545Guaranteed Reagent
KNO3Wako160-04035Guaranteed Reagent
NaOHWako191-08625Nitrogen compounds analysis grade
NH4ClWako017-02995Guaranteed Reagent
Plastic centrifuge tubeASONE1-3500-2250 mL, VIO-50BN
Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciensAmerican Type Culture Collection (ATCC)ATCC 13985Freeze-dried, the type strain of Pseudomonas aureofaciens
PTFE sealing tapeSigma-AldrichZ22188025 mm in width
Reciprocating shakerTAITEC0000207-000NR-10
Screw-cap test tubeIWAKI84-025211 mL
PTFE-lined cap for test tubeIWAKI84-0262
Tryptic Soy BrothDifco Laboratories211825

Ссылки

  1. Gruber, N., Galloway, J. N. An Earth-system perspective of the global nitrogen cycle. Nature. 451 (7176), 293-296 (2008).
  2. Galloway, J. N., et al. The Nitrogen Cascade. Bioscience. 53 (4), 341-356 (2003).
  3. Rysgaard, S., Risgaard-Petersen, N., Sloth, N. P., Caumette, P., Castel, J., Herbert, R. Nitrification, denitrification, and nitrate ammonification in sediments of two coastal lagoons in Southern France. Coastal Lagoon Eutrophication and Anaerobic Processes (C.L.E.AN.). Developments in Hydrobiology. 117, 133-141 (1996).
  4. Christensen, P. B., Rysgaard, S., Sloth, N. P., Dalsgaard, T., Schwærter, S. Sediment mineralization, nutrient fluxes, denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium in an estuarine fjord with sea cage trout farms. Aquatic Microbial Ecology. 21, 73-84 (2000).
  5. Tobias, C. R., Anderson, I. C., Canuel, E. A., Macko, S. A. Nitrogen cycling through a fringing marsh-aquifer ecotone. Marine Ecology Progress Series. 210, 25-39 (2001).
  6. An, S. M., Gardner, W. S. Dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) as a nitrogen link, versus denitrification as a sink in a shallow estuary (Laguna Madre/Baffin Bay, Texas). Marine Ecology Progress Series. 237, 41-50 (2002).
  7. Gardner, W. S., et al. Nitrogen fixation and dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) support nitrogen dynamics in Texas estuaries. Limnology & Oceanography. 51 (1), 558-568 (2006).
  8. Preisler, A., et al. Biological and chemical sulfide oxidation in a Beggiatoa inhabited marine sediment. The ISME Journal. 1 (4), 341-353 (2007).
  9. Gardner, W. S., McCarthy, M. J. Nitrogen dynamics at the sediment-water interface in shallow, sub-tropical Florida Bay: why denitrification efficiency may decrease with increased eutrophication. Biogeochemistry. 95 (2-3), 185-198 (2009).
  10. Dong, L. F., et al. Changes in benthic denitrification, nitrate ammonification, and anammox process rates and nitrate and nitrite reductase gene abundances along an estuarine nutrient gradient (the Colne estuary, United Kingdom). Applied and Environmental Microbiology. 75 (10), 3171-3179 (2009).
  11. Koop-Jakobsen, K., Giblin, A. E. The effect of increased nitrate loading on nitrate reduction via denitrification and DNRA in salt marsh sediments. Limnology & Oceanography. 55 (2), 789-802 (2010).
  12. Dong, L. F., et al. Dissimilatory reduction of nitrate to ammonium, not denitrification or anammox, dominates benthic nitrate reduction in tropical estuaries. Limnology & Oceanography. 56 (1), 279-291 (2011).
  13. Fernandes, S. O., Bonin, P. C., Michotey, V. D., Garcia, N., LokaBharathi, P. A. Nitrogen-limited mangrove ecosystems conserve N through dissimilatory nitrate reduction to ammonium. Scientific Reports. 2, 419 (2012).
  14. Behrendt, A., de Beer, D., Stief, P. Vertical activity distribution of dissimilatory nitrate reduction in coastal marine sediments. Biogeosciences. 10 (11), 7509-7523 (2013).
  15. Song, G. D., Liu, S. M., Marchant, H., Kuypers, M. M. M., Lavik, G. Anammox denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium in the East China Sea sediment. Biogeosciences. 10 (11), 6851-6864 (2013).
  16. Yin, G., Hou, L., Liu, M., Liu, Z., Gardner, W. S. A novel membrane inlet mass spectrometer method to measure 15NH4+15+ for isotope-enrichment experiments in aquatic ecosystems. Environmental Science & Technology. 48 (16), 9555-9562 (2014).
  17. Zheng, Y., et al. Tidal pumping facilitates dissimilatory nitrate reduction in intertidal marshes. Scientific Reports. 6, 21338 (2016).
  18. Bu, C., et al. Dissimilatory Nitrate Reduction to Ammonium in the Yellow River Estuary: Rates, Abundance, and Community Diversity. Scientific Reports. 7, 6830 (2017).
  19. Scott, J. T., McCarthy, M. J., Gardner, W. S., Doyle, R. D. Denitrification, dissimilatory nitrate reduction to ammonium, and nitrogen fixation along a nitrate concentration gradient in a created freshwater wetland. Biogeochemistry. 87 (1), 99-111 (2008).
  20. Shan, J., et al. Dissimilatory Nitrate Reduction Processes in Typical Chinese Paddy Soils: Rates, Relative Contributions, and Influencing Factors. Environmental Science & Technology. 50 (18), 9972-9980 (2016).
  21. Silver, W. L., Herman, D. J., Firestone, M. K. Dissimilatory nitrate reduction to ammonium in upland tropical forest soils. Ecology. 82 (9), 2410-2416 (2001).
  22. Holmes, R. M., McClelland, J. W., Sigman, D. M., Fry, B., Peterson, B. J. Measuring 15N–NH4+ in marine, estuarine and fresh waters: An adaption of the ammonia diffusion method for samples with low ammonium concentrations. Marine Chemistry. 60 (3-4), 235-243 (1998).
  23. Sigman, D. M., et al. A bacterial method for the nitrogen isotopic analysis of nitrate in seawater and freshwater. Analytical Chemistry. 73 (17), 4145-4153 (2001).
  24. Weigand, M. A., Foriel, J., Barnett, B., Oleynik, S., Sigman, D. M. Updates to instrumentation and protocols for isotopic analysis of nitrate by the denitrifier method. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 30 (12), 1365-1383 (2016).
  25. Isobe, K., et al. Analytical techniques for quantifying 15N/14N of nitrate, nitrite, total dissolved nitrogen and ammonium in environmental samples using a gas chromatograph equipped with a quadrupole mass spectrometer. Microbes and Environments. 26 (1), 46-53 (2011).
  26. Miyajima, T., Tanaka, Y., Koile, Y. Determining 15N enrichment of dissolved organic nitrogen in environmental waters by gas chromatography/negative-ion chemical ionization mass spectrometry. Limnology and Oceanography. 3 (3), 164-173 (2005).
  27. Stevens, R. J., Laughlin, R. J., Burns, L. C., Arah, J. R. M., Hood, R. C. Measuring the contributions of nitrification and denitrification to the flux of nitrous oxide from soil. Soil Biology and Biochemistry. 29 (2), 139-151 (1997).
  28. Porubsky, W. P., Velasquez, L. E., Joye, S. B. Nutrient-replete benthic microalgae as a source of dissolved organic carbon to coastal waters. Estuaries and Coasts. 31 (5), 860-876 (2008).
  29. Huygens, D., et al. Mechanisms for retention of bioavailable nitrogen in volcanic rainforest soils. Nature Geoscience. 1 (8), 543-548 (2008).
  30. Rutting, T., Boeckx, P., Muller, C., Klemedtsson, L. Assessment of the importance of dissimilatory nitrate reduction to ammonium for the terrestrial nitrogen cycle. Biogeosciences. 8 (7), 1779-1791 (2011).
  31. Song, B., Lisa, J. A., Tobias, C. R. Linking DNRA community structure and activity in a shallow lagoonal estuarine system. Frontiers in Microbiology. 5, 460 (2014).
  32. Cheng, L., et al. Dissimilatory nitrate reduction processes in sediments of urban river networks: Spatiotemporal variations and environmental implications. Environmental Pollution. 219, 545-554 (2016).
  33. Lisa, J. A., Song, B., Tobias, C. R., Hines, D. E. Genetic and biogeochemical investigation of sedimentary nitrogen cycling communities responding to tidal and seasonal dynamics in Cape Fear River Estuary. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 167, A313-A323 (2015).
  34. Deng, F. Y., et al. Dissimilatory nitrate reduction processes and associated contribution to nitrogen removal in sediments of the Yangtze Estuary. Journal of Geophysical Research: Biogeosciences. 120 (8), 1521-1531 (2015).
  35. Tiedje, J. M., Zehnder, A. J. B. . Biology of Anaerobic Microorganisms. , 179-244 (1988).
  36. Tiedje, J. M., Sexstone, A. J., Myrold, D. D., Robinson, J. A. Denitrification: ecological niches, competition and survival. Antonie van Leeuwenhoek. 48, 569-583 (1982).
  37. Hardison, A. K., Algar, C. K., Giblin, A. E., Rich, J. J. Influence of organic carbon and nitrate loading on partitioning between dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) and N2 production. Geochimica et Cosmochimica Acta. , 164 (2015).
  38. Sigman, D. M., et al. Natural abundance-level measurement of the nitrogen isotopic composition of oceanic nitrate: an adaptation of the ammonia diffusion method. Marine Chemistry. 57 (3-4), 227-242 (1997).
  39. Risgaard-Petersen, N., Rysgaard, S., Revsbech, N. P. Combined microdiffusion-hypobromite oxidation method for determining nitrogen-15 isotope in ammonium. Soil Science Society of America Journal. 59 (4), (1995).
  40. Gardner, W. S., Bootsma, H. A., Evans, C., John, P. A. S. Improved chromatographic analysis of 15N:14N ratios in ammonium or nitrate for isotope addition experiments. Marine Chemistry. 48 (3-4), 271-282 (1995).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

164DNRA15NGC MS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены