АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Коллективная миграция клеток в развитии, заживлении ран и метастазах рака часто руководствуются градиентами факторов роста или сигнальными молекулами. Описана экспериментальная система, сочетающая в себе мастикную микроскопию с микрофлюидной системой и демонстрацию того, как количественно определить механику коллективной миграции под биохимическим градиентом.

Аннотация

Клетки меняют модели миграции в ответ на химические раздражители, включая градиенты стимулов. Клеточная миграция в направлении химического градиента, известного как химиотаксис, играет важную роль в развитии, иммунном ответе, заживлении ран и метастазах рака. В то время как химиотаксис модулирует миграцию одиночных клеток, а также коллекции клеток in vivo, исследования in vitro сосредоточены на одноклеточных хемотаксисах, отчасти из-за отсутствия надлежащих экспериментальных инструментов. Чтобы заполнить этот пробел, описанный здесь является уникальной экспериментальной системой, которая сочетает в себе микрофлюиды и микропаттерны, чтобы продемонстрировать влияние химических градиентов на коллективную миграцию клеток. Кроме того, в систему включены масковая микроскопия и монослойная микроскопия стресса для характеристики изменений в клеточной силе как на субстрате, так и между соседними клетками. В качестве доказательства концепции, миграция микропаттернированных круговых островов Клетки собачьей почки Мадин-Дарби (MDCK) тестируется под градиентом фактора роста гепатоцитов (HGF), известного фактора рассеяния. Установлено, что клетки, расположенные вблизи более высокой концентрации HGF, мигрируют быстрее, чем клетки на острове клеток. На том же острове клеточная тяга схожа с обеих сторон, но межклеточный стресс значительно ниже на стороне более высокой концентрации HGF. Эта новая экспериментальная система может предоставить новые возможности для изучения механики химиотаксической миграции клеточных коллективов.

Введение

Клеточная миграция в биологических системах является фундаментальным явлением, участвующим в формировании тканей, иммунный ответ, и заживление ран1,2,3. Клеточная миграция также является важным процессом при некоторых заболеваниях, таких как рак4. Клетки часто мигрируют как группа, а не индивидуально, что известно как коллективная миграция клеток4,5. Для клеток, чтобы двигаться коллективно, зондирование микросреды имеет важное значение6. Например, клетки воспринимают физико-химические стимулы и реагируют, изменяя подвижность, взаимодействие клеток и клеточные взаимодействия, что приводит к направленной миграции вдоль химического градиента7,8, 9,10. Основываясь на этой связи, быстрые достижения были сделаны в лаборатории на чип технологий, которые могут создавать хорошо контролируемые химические микросреды, такие как градиент химиоаттрактора11,12,13 . Хотя эти лаборатории-на-чип основе микрофлюиды ранее были использованы для изучения химиотаксиса клеточного ансамбля или клеточных сфероидов14,15,16,17, они были использованы в основном в контексте одноклеточной миграции18,19,20,21. Механизмы, лежащие в основе клеточного коллективного ответа на химический градиент, до сих пор не очень хорошо изучены14,22,23,24,25,26 . Таким образом, разработка платформы, позволяющей пространственно-временноконтролировать растворимые факторы, а также наблюдение за биофизическими клетками на месте поможет распутать механизмы коллективной миграции клеток.

Разработанная и описанная здесь многоканальная микрофлюидная система, которая позволяет образовывать градиент концентрации растворимых факторов, который модулирует миграцию узорчатых клеточных кластеров. В этом исследовании, гепатоцитов фактор роста (HGF) выбран для регулирования миграционного поведения Мадин-Дарби собачьих почек (MDCK) клеток. HGF, как известно, ослаблении целостности клеток и повышения подвижности клеток27,28. В микрофлюидной системе, Фурье трансформировать тяговой микроскопии и монослой стресс микроскопии также включены, что позволяет анализподвижности, контрактной силы и межклеточного напряжения индуцированных составных клеток в ответ на HGF Градиент. На том же острове клетки, расположенные вблизи более высокой концентрации HGF, мигрируют быстрее и показывают более низкие уровни межклеточного стресса, чем на стороне с более низкой концентрацией HGF. Полученные результаты свидетельствуют о том, что эта новая экспериментальная система подходит для изучения других вопросов в областях, связанных с коллективной клеточной миграцией под химическими градиентами различных растворимых факторов.

протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Литография su-8 формы для трафаретов (толщина 250 мкм) и микроканальных частей (толщина 150 мкм), стеклянное травление (глубина 100 мкм), и литые изготовления были переданы на аутсорсинг путем отправки конструкций с помощью компьютерного программного обеспечения дизайна для производителей.

1. Изготовление полидиметилсилоксана (PDMS) трафарета и микроканала

  1. Дизайн микрошаблона трафарета и микроканала.
  2. Изготовить или аутсорсинг св-8 формы (толщина 250 мкм для трафаретов и 150 мкм для микроканалов) на кремниевых пластин (4 "диаметр).
  3. Подготовка PDMS смеси путем смешивания базы эластомер и лечебного агента в соотношении 10:1.
    1. Поместите 15 мл базового эластомера в коническую трубку 50 мл и добавьте 1,5 мл лечебного средства. Подготовьте два из них.
    2. Vortex смесь PDMS в течение 5 мин. Centrifuge смесь PDMS на 196 х г в течение 1 мин, чтобы удалить пузырьки.
  4. Чтобы изготовить трафарет PDMS, вылейте 1 мл смеси PDMS на вафельу, избегая при этом узорчатых областей СУ-8, чтобы PDMS касалась борта столбов СУ-8, но не верхней части модели СУ-8.
    1. Поместите вафельу на плоскую поверхность в течение более 30 минут при комнатной температуре (RT). Лечить PDMS в сухой духовке при температуре 80 градусов по Цельсию в течение более 2 ч.
    2. Тщательно снимите PDMS от формы SU-8 и обрезать тонкую мембрану PDMS с помощью 14 мм полого удара. Удалите пыль на поверхности частей PDMS с помощью липкой ленты и автоклавировать трафареты PDMS.
  5. Чтобы изготовить микроканал PDMS, залить 30 мл смеси PDMS на форму СУ-8.
    1. Дега в течение 30 минут в вакуумной камере и вылечить PDMS в сухой духовке при температуре 80 градусов по Цельсию в течение более 2 ч.
    2. Тщательно снимите PDMS от формы SU-8 и разрежьте PDMS до размера 24 мм х 24 мм. В каждом блоке PDMS создайте одну розетку и три выхода с помощью 1 мм биопсии.

2. Приготовление донного стекла с гелем полиакриламид (PA)

  1. Изготовление или аутсорсинг прямоугольных слайд-стекол (24 мм х 24 мм х 1 мм) с прямоугольной микроскважиной (6 мм х 12 мм, глубиной 100 мкм29)путем резки и травления стекол.
  2. Силанизировать поверхность нижнего стекла30.
    1. Подготовьте раствор связывания силана, смешивая 200 мл деионизированной воды (DIW), 80 л уксусной кислоты и 50 зл на 3-(триметоксизил) пропил-метакрилат (TMSPA) в течение 1 ч.
      ВНИМАНИЕ: TMSPMA является горючей жидкостью. Следуйте рекомендациям в листах данных о материальной безопасности. Используйте только в химическом капоте дыма.
    2. Удалите пыль с поверхности стекла липкой лентой и автоматически сняте стекло.
    3. Накройте выгравированную поверхность нижнего стекла 100 злителком раствора связывания и оставьте стекло на РТ на 1 ч.
    4. Промыть стекло с DIW 3x и дайте стеклу высохнуть при температуре окружающего воздуха или дует воздух.
  3. Подготовка гель решение для PA гель31.
    1. Подготовьте свежий раствор 0,5 % (w/v) аммония persulfate (APS) путем растворения 5 мг APS в 1 мл DIW.
    2. Подготовьте раствор PA-геля, состоящий из 138 л из 40% раствора акриламида, 101 л 2% раствора бис-акриламида, 5 л раствора флуоресцентных частиц (0,2 мкм) и 655 л DIW.
      ВНИМАНИЕ: Акриламид и бисакриламид растворы токсичны. Носите защитные перчатки, одежду и защиту глаз. Защитите раствор PA-геля, содержащий флуоресцентные частицы от света.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Vortex флуоресцентный раствор шарика перед pipetting для того чтобы получить равномерное количество флуоресцентных шариков в партию.
    3. После добавления 100 л раствора APS и 1 злтей тетраметилэтиленедиамиамин (TEMED), перенесите 10 зл смешанного раствора геля на прямоугольный микро-колодец и поместите сверху круговой крышкой (18 мм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы заполнить нижнее стекло с PA гель без пузырьков, поместите достаточное решение геля на паз нижнего стекла, тщательно слайд крышку над раствором геля и удалить любой избыток раствора геля.
      ВНИМАНИЕ: Гель медленно вылечивается около 40 мин. Следующая процедура для центрифуги гелей должна быть проведена как можно скорее.
    4. Переверните сборку пользовательского стекла, гель-раствора и крышки, затем центрифугу в течение 10 мин при 96 х г, чтобы принести флуоресцентные частицы в верхний слой PA gel.
    5. Снимите сборку с центрифуги и поместите ее на плоскую поверхность с обшивкой лицом вниз.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Начиная с шага 2.3.6, ручка образцов в шкафу биобезопасности.
    6. После 30 минут, переверните сборку и поместите его в 35 мм Петри блюдо, заполнить с 2 мл DIW, и (с помощью щипц) осторожно удалить крышку, сдвинув его в одну сторону.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Лечебный гель PA может храниться в DIW в течение 1 месяца. Однако, как только коллаген покрыт на гель PA, он должен быть использован в эксперименте в течение 1 дня.
  4. Пальто коллагена на ГЕЛЬ PA.
    1. Растворите 1 мг/мЛ сульфосуччинимидиил 6-(4'-азидо-2'-нитрофениламино) гексаноат (сульфо-САНПАХ) в теплом буфере HEPES 50 мм. Падение 200 л раствора на поверхность геля и активировать ультрафиолетовым светом (365 нм длина волны) в течение 10 минут.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Защитите сульфо-САНПАХ от света.
    2. Промыть гель с 0,1 М 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазазетанетанесульфоновая кислота; БУФЕР HEPES 2x и с PBS 1x.
    3. Пальто PA гель с коллагеновым раствором (100 мкг/мл в PBS, крысиный хвост коллагена типа I) на 4 градуса Цельсия в одночасье. На следующий день, мыть с PBS 3x.

3. Микропаттернинг клеточных островов

  1. Подготовьте f-127(Таблица материалов)раствор (w/v) в PBS и погрузите автоматических трафарет PDMS в раствор F-127. Держите его в инкубаторе 37 градусов по Цельсию в течение 1 ч.
  2. Подготовка клеточного раствора (2 х 106 клеток/мл) в средствах клеточной культуры, состоящей из: модифицированная среда Орла Dulbecco (DMEM) с 10% сыворотки крупного рогатого скота плода (FBS) и 1% антибиотико-антимикотических (AA).
  3. Вымойте трафарет PDMS с PBS 3x и удалить жидкость из трафарета PDMS и PA гель. Поместите трафарет PDMS на гель PA и добавьте PBS к трафарету.
  4. Удалите пузырьки в отверстиях трафарета PDMS, аккуратно протяните трубку. После удаления пузырьков, удалить PBS с поверхности трафарета PDMS.
  5. После ввода 200 зл клеточного раствора на трафарет PDMS, держать PA гель в инкубаторе в течение 1 ч так, чтобы клетки прикрепляются к PA гель.
  6. Аккуратно смойте сосмывайте клеточные растворы с помощью средств массовой информации клеточной культуры, удалите трафарет PDMS и добавьте больше носителей клеточной культуры. Проверьте образование клеточных островов под микроскопом.

4. Сборка геля PA с микроканалом PDMS

  1. Удалите пыль на микроканале PDMS с помощью липкой ленты, а затем автоклав.
  2. Обработайте поверхность микроканала PDMS кислородной плазмой (80 Вт, 50 кГц) на 30 с.
  3. После удаления любой жидкости на PA гель заполненные нижней стекла, место PDMS микроканал на верхней части нижнего стекла и положить сборку на пользовательских держатель стекла.
  4. Заполните микроканал средой клеточной культуры.
    ВНИМАНИЕ: Убедитесь в том, чтобы удалить все пузырьки, захваченных в каналах, мягко промывки теплых носителей с пипеткой. Кроме того, при удалении пузырьков, убедитесь, что не отсоединить микрошаблонированных клеточных островов.

5. Интегрированная микрофлюидная система

  1. Соедините трубки.
    1. Подготовка разъемов путем обрезки кончика иглы (18 G) и изгиб ат..90 ".
    2. Подготовьте трубные линии для трех входов и одной розетки.
      1. Для впускных труб соедините обрезанную иглу и линию мини-объемом 30 см с трехсторонним стоп-коном. Подготовьте три из них.
      2. Для аутлетовых труб соедините обрезанную иглу и линию мини-тома 75 см с трехсторонним стоп-коном. Подготовьте один из них.
      3. Заполните линии труб со средой, которая была разогрета в течение 1 ч.
        ВНИМАНИЕ: Убедитесь в том, чтобы удалить все пузырьки, захваченные в трубах линий, мягко промывки теплых носителей со шприцем.
    3. Подготовьте резервуары, удалив поршень из шприцев и соединив линии впускных труб.
    4. Подключите иглы разъемы каждой линии труб в три входы и один выход микрофлюидного устройства.
  2. Заполните резервуары с 3 мл свежей средней или условной среды каждый.
    1. Для градиентного теста заполните левый впускной резервуар 20 нг/мл HGF в среде клеточной культуры.
    2. Для визуализации градиента концентрации добавьте флуоресцентный краситель 200 мкг/мл (родамин B-декект, 70 кДа) в левый впускной резервуар.
    3. Подключите линию розетки трубки к шприцу насоса.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Режим работы шприца насоса является "вывод". Скорость потока изменяется в зависимости от емкости шприца и скорости работы шприца насоса.
  3. Поместите интегрированную микрофлюидную систему на стадию обычного эпифторного микроскопа.
    ВНИМАНИЕ: Для создания щадящий градиент HGF в микрофлюидном канале скорость потока должна быть такой же медленной, как 0,1 л/мин. Это достаточно чувствительно, так что требует стабилизации в течение 2 ч, и необходимо проявлять осторожность, чтобы избежать физических нарушений во время эксперимента.

6. Приобретение изображений

  1. Сфотографировать каждые 10 минут до 24 ч с помощью автоматизированного микроскопа, размещенного в инкубаторе. В каждый момент времени, возьмите набор изображений с помощью 4x объектив в трех различных каналах, в том числе фазовое изображение для визуализации миграции клеток, зеленый флуоресцентное изображение, чтобы визуализировать флуоресцентные бусы, встроенные в PA гель, и красный флуоресцентное изображение, чтобы визуализировать градиент концентрации химического вещества.
  2. После принятия замедленного изображения, настоять 0,25% трипсин-EDTA раствор в микроканалы, чтобы отделить клетки от PA гель. После полного удаления клеток из геля, возьмите зеленое флуоресцентное изображение, чтобы использовать в качестве эталонного изображения для скопировки тяги.

7. Анализ данных

ПРИМЕЧАНИЕ: Пользовательский код для анализа данных был разработан с помощью MATLAB, и детали были описаны в другом месте32,33,34,35,36.

  1. Для анализа фазовых изображений вычислите перемещения в двух последовательных фазовых изображениях с помощью велоциметрии изображения частиц36.
  2. Для Фурье трансформировать тяговую микроскопию сравните каждое зеленое флуоресцентное изображение с эталонным изображением и вычислите перемещения в каждом изображении с помощью велоциметрии изображения частиц36. Из перемещений, восстановить тяги, сделанные клетками на PA гель с помощью Fourier трансформировать трэктной микроскопии33,34,37.
  3. Из данных тяги, рассчитать стресс в монослой клеточного острова с помощью монослойной микроскопии стресса на основе методов конечного элемента32,34,38.

Результаты

Для изучения коллективной миграции под химическим градиентом, микрофлюидная система была интегрирована с масковой микроскопией(рисунок 1). Для построения интегрированной системы гель полиакриламид (PA) был отлит на специально вырезанном стекле, а клетки MDCK были посеяны...

Обсуждение

Коллективная миграция составных клеток является важным процессом в процессе развития и регенерации, и мигрирующее направление часто руководствуется химическим градиентом факторов роста4,23. Во время коллективной миграции клетки продолжают взаимодейст...

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым корейским правительством (MSIP) (No. NRF-2017R1E1A1A1A01075103), Корейский университетский грант и программа BK 21 Plus. Он также был поддержан Национальными институтами здравоохранения (U01CA202123, PO1HL120839, T32HL0071118, R01EY019696).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.25% trypsin-EDTA (1X)Gibco25200-056
1 M HEPES buffer solutionGibco15630-056
1 mm Biopsy punchIntegra Miltex33-31AA-P/25
100 mm petri dishesSPL10100100 mm diameter, 15 mm height
14 mm hollow punchILJIN124-0571
18 mm Ø CoverslipMarienfeld-Superior111580Circular 18 mm, thickness No. 1 (0.13 to 0.16 mm)
2% bis-acrylamide solutionBio-Rad1610142Wear protective gloves, clothing, and eye protection.
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate (TMSPMA)Sigma-Aldrich440159-500ML
3-way stopcockHyupsungHS-T-61NCAUTION: do not use if previously opened. do not resterlize or resuse
30 cm minimum volume line (for pediatric)HyupsungHS-MV-30CAUTION: do not use if previously opened. do not resterlize or resuse
35 mm cell culture dishCorning430165
40% Acrylamide SolutionBio-Rad1610140Wear protective gloves, clothing, and eye protection.
75 cm minimum volume line (for pediatric)HyupsungHS-MV-75CAUTION: do not use if previously opened. do not resterlize or resuse
acetic acidJ.T. BakerJT9508-03
Ammonium persulfate (APS)Bio-Rad1610700
Antibiotic-AntimycoticGibco15240-062
Bottom glass chipMicroFIT24 x 24 x 1 mm, custom-made, rectangular groove (6 x 12 mm, depth : 100 μm)
Collagen typeI, Rat tailCorning354236
Custom glass holderHan-Gug Mechatronicscustom-made
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM)WelgeneLM 001-11
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS)BiowestL0615-500w/o Magnesium, Calcium
Fetal bovine serum (FBS)Gibco26140-179
FluoSpheres amine-modified microspheresInvitrogenF87640.2 µm, yellow-green fluorescent(505/515)
Hepatocyte Growth Factor (HGF)Sigma-AldrichH1404-5UGrecombinant, human
JuLI stage live cell imaging systemNanoEnTek InAutomated X-Y-Z stage and fluorsent imaging Incubator-compatible (37 °C and 5% CO2)
Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) celltype II
Oxygen plasma systemFemto ScienceCUTE-MPR
Pluronic F-127Sigma-AldrichP2443-250G
Rhodamine B isothiocyanate–dextranSigma-AldrichR9379-100MG70 kDa, used to estimate spatiotemporal distribution of HGF in the microfluidic channel
Steril hypodermic needle 18 GKOVAXTrim the tip of the needle and bend it 90 degrees for connecting in/out ports with volume line
Sticky tape3M/Scotch810D33 m x 19 mm
SU-8 master moldsMicroFIT4” diameter, custom-made
sulfosuccinimidyl 6-(4’-azido-2’-nitrophenylamino)hexanoate (Sulfo-SANPAH)Thermo Scientific22589Store at -20°C. Store protected from moisture and light.
Sylgard 184 Elastomer KitDow CorningPDMS
Syringe pumpChemyx Inc.model fusion 720withdraw fluid
SyringesKOVAX1, 3, 5, 10, or 50 cc for using inlet reservoir or outlet syringe pump
tetramethylethylenediamine (TEMED)Bio-Rad1610800Wear protective gloves, clothing, and eye protection.
Ultraviolet (UV) lampUVP LLC95-0248-02365 nm wavelength

Ссылки

  1. Reig, G., Pulgar, E., Concha, M. L. Cell migration: from tissue culture to embryos. Development. 141 (10), 1999-2013 (2014).
  2. Luster, A. D., Alon, R., von Andrian, U. H. Immune cell migration in inflammation: present and future therapeutic targets. Nature Immunology. 6 (12), 1182-1190 (2005).
  3. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nature Protocols. 2 (2), 329-333 (2007).
  4. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (7), 445-457 (2009).
  5. Mayor, R., Etienne-Manneville, S. The front and rear of collective cell migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (2), 97-109 (2016).
  6. DuFort, C. C., Paszek, M. J., Weaver, V. M. Balancing forces: architectural control of mechanotransduction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 12 (5), 308-319 (2011).
  7. Vogel, V. Mechanotransduction involving multimodular proteins: converting force into biochemical signals. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 35, 459-488 (2006).
  8. Roca-Cusachs, P., Sunyer, R., Trepat, X. Mechanical guidance of cell migration: lessons from chemotaxis. Current Opinion in Cell Biology. 25 (5), 543-549 (2013).
  9. Weber, G. F., Bjerke, M. A., DeSimone, D. W. A mechanoresponsive cadherin-keratin complex directs polarized protrusive behavior and collective cell migration. Developmental Cell. 22 (1), 104-115 (2012).
  10. Ingber, D. E. Cellular mechanotransduction: putting all the pieces together again. FASEB Journal. 20 (7), 811-827 (2006).
  11. Ricart, B. G., Yang, M. T., Hunter, C. A., Chen, C. S., Hammer, D. A. Measuring traction forces of motile dendritic cells on micropost arrays. Biophysical Journal. 101 (11), 2620-2628 (2011).
  12. Garcia, S., et al. Generation of stable orthogonal gradients of chemical concentration and substrate stiffness in a microfluidic device. Lab on a Chip. 15 (12), 2606-2614 (2015).
  13. Zhang, Z., et al. Scalable Multiplexed Drug-Combination Screening Platforms Using 3D Microtumor Model for Precision Medicine. Small. 14 (42), 1703617 (2018).
  14. Ayuso, J. M., et al. Study of the Chemotactic Response of Multicellular Spheroids in a Microfluidic Device. PLoS ONE. 10 (10), 0139515 (2015).
  15. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  16. Ellison, D., et al. Cell-cell communication enhances the capacity of cell ensembles to sense shallow gradients during morphogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (6), 679-688 (2016).
  17. Fujimori, T., Nakajima, A., Shimada, N., Sawai, S. Tissue self-organization based on collective cell migration by contact activation of locomotion and chemotaxis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2019).
  18. Li Jeon, N., et al. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device. Nature Biotechnology. 20 (8), 826-830 (2002).
  19. Saadi, W., Wang, S. J., Lin, F., Jeon, N. L. A parallel-gradient microfluidic chamber for quantitative analysis of breast cancer cell chemotaxis. Biomedical Microdevices. 8 (2), 109-118 (2006).
  20. Abhyankar, V. V., Lokuta, M. A., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Characterization of a membrane-based gradient generator for use in cell-signaling studies. Lab on a Chip. 6 (3), 389-393 (2006).
  21. Bersini, S., et al. A microfluidic 3D in vitro model for specificity of breast cancer metastasis to bone. Biomaterials. 35 (8), 2454-2461 (2014).
  22. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  23. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  24. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  25. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  26. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  27. Farrell, J., et al. HGF induces epithelial-to-mesenchymal transition by modulating the mammalian hippo/MST2 and ISG15 pathways. Journal of Proteome Research. 13 (6), 2874-2886 (2014).
  28. Wang, T. W., Zhang, H., Gyetko, M. R., Parent, J. M. Hepatocyte growth factor acts as a mitogen and chemoattractant for postnatal subventricular zone-olfactory bulb neurogenesis. Molecular and Cellular Neuroscience. 48 (1), 38-50 (2011).
  29. Lin, Y. C., et al. Mechanosensing of substrate thickness. Physical Review. E, Statistical, Nonlinear and Soft matter Physics. 82, 041918 (2010).
  30. Serra-Picamal, X., Conte, V., Sunyer, R., Munoz, J. J., Trepat, X. Mapping forces and kinematics during collective cell migration. Methods in Cell Biology. 125, 309-330 (2015).
  31. Denisin, A. K., Pruitt, B. L. Tuning the Range of Polyacrylamide Gel Stiffness for Mechanobiology Applications. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21893-21902 (2016).
  32. Jang, H., et al. Traction microscopy with integrated microfluidics: responses of the multi-cellular island to gradients of HGF. Lab on a Chip. 19 (9), 1579-1588 (2019).
  33. Tambe, D. T., et al. Collective cell guidance by cooperative intercellular forces. Nature Materials. 10 (6), 469-475 (2011).
  34. Jang, H., et al. Homogenizing cellular tension by hepatocyte growth factor in expanding epithelial monolayer. Scientific Reports. 8, 45844 (2017).
  35. Trepat, X., et al. Physical forces during collective cell migration. Nature Physics. 5 (6), 426 (2009).
  36. Tolic-Norrelykke, I. M., Butler, J. P., Chen, J., Wang, N. Spatial and temporal traction response in human airway smooth muscle cells. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 283 (4), 1254-1266 (2002).
  37. Butler, J. P., Tolic-Norrelykke, I. M., Fabry, B., Fredberg, J. J. Traction fields, moments, and strain energy that cells exert on their surroundings. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 282 (3), 595-605 (2002).
  38. Tambe, D. T., et al. Monolayer stress microscopy: limitations, artifacts, and accuracy of recovered intercellular stresses. PLoS ONE. 8 (2), 55172 (2013).
  39. Dembo, M., Wang, Y. L. Stresses at the cell-to-substrate interface during locomotion of fibroblasts. Biophysical Journal. 76 (4), 2307-2316 (1999).
  40. Wang, N., et al. Cell prestress. I. Stiffness and prestress are closely associated in adherent contractile cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 282 (3), 606-616 (2002).
  41. Notbohm, J., et al. Cellular Contraction and Polarization Drive Collective Cellular Motion. Biophysical Journal. 110 (12), 2729-2738 (2016).
  42. Sunyer, R., et al. Collective cell durotaxis emerges from long-range intercellular force transmission. Science. 353 (6304), 1157-1161 (2016).
  43. Kim, J. H., et al. Propulsion and navigation within the advancing monolayer sheet. Nature Materials. 12 (9), 856-863 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

152

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены