Создание контролируемых, динамических химических ландшафтов для изучения микробного поведения

Резюме

Представлен протокол для генерации динамических химических ландшафтов с помощью фотолиза в микрофлюидных и миллифлюдических установках. Эта методология подходит для изучения различных биологических процессов, включая подвижное поведение, поглощение питательных веществ или адаптацию к химическим веществам микроорганизмов, как на уровне одной клетки, так и на уровне популяции.

Аннотация

Мы демонстрируем метод генерации контролируемых динамических химических импульсов, при котором локализованный хемоатантант внезапно становится доступным в микромасштабе для создания микро-сред для экспериментов по микробным химиотаксисам. Для создания химических импульсов мы разработали систему для введения аминокислотных источников почти мгновенно фотолиза клетчатых аминокислот в микрофлюидной камере полиметилсилоксана (PDMS), содержащей бактериальную суспензию. Мы применили этот метод к химиотаксической бактерии, Vibrio ordalii, которые могут активно подниматься эти динамические химические градиенты, будучи отслеживается видеомикроскопией. Аминокислоты, оформляемые биологически инертными ('клетками') химической модификацией с фоторедвижутой защитной группой, равномерно присутствуют в подвеске, но не доступны для потребления до их внезапного выброса, которое происходит в определенных пользователем точках во времени и пространстве с помощью почти УФ-А сфокусированного светодиодного луча. Количество молекул, выделяемых в пульсе, может быть определено путем калибровки между временем воздействия и нестыкающейся фракцией, где спектр поглощения после фотолиза характеризуется использованием УФ-Вис спектроскопии. Нанопоросая поликарбонатная (PCTE) мембрана может быть интегрирована в микрофлюидное устройство, чтобы позволить непрерывное удаление потоком неизлечимых соединений и отработанных носителей. Сильная, необратимая связь между мембраной PCTE и микрофлюидной структурой PDMS достигается путем покрытия мембраны раствором 3-аминопропилтриэтитоксилана (APTES), за которым следует плазменная активация поверхностей, которые должны быть связаны. Управляемая компьютером система может генерировать пользовательские последовательности импульсов в разных местах и с разной интенсивностью, с тем чтобы создать ресурсные ландшафты с предписанной пространственной и временной изменчивостью. В каждом химическом ландшафте можно получить динамику бактериального движения в индивидуальном масштабе и их накопление на уровне популяции, что позволяет количественно определить химиотаксическую эффективность и ее воздействие на бактериальные агрегаты в экологически значимых средах.

Введение

Микробы полагаются на хемотаксис, процесс обнаружения химических градиентов и изменения подвижности в ответ¹, для навигации химических ландшафтов, подход источников питательных веществ и хостов, и избежать вредных веществ. Эти микромасштабные процессы определяют макромасштабную кинетику взаимодействий между микробами и их окружающей средой^2,3. Последние достижения в области микрофлюитики и технологий микрофабрикации, включая мягкую литографию^4,произвели революцию в нашей способности создавать управляемые микросреды, в которых можно изучать взаимодействие микробов. Например, прошлые эксперименты изучали бактериальный химиотаксис, генерируя высококонтролируемые, стабильные градиенты промежуточных и высоких концентраций питательных веществ^5,6. Тем не менее, в естественной среде, микромасштабные химические градиенты могут быть недолговечными, рассеяны молекулярной диффузией, а фоновые условия часто сильно разбавляют^7. Чтобы непосредственно измерить химиотаксическую реакцию микробных популяций, впервые подвергшихся воздействию нестационарной химической среды, мы разработали и здесь описали методы объединения микрофлюидной технологии с фотоизисом, тем самым имитируя градиенты, с которыми встречаются дикие бактерии в природе.

Технология uncaging использует светочувствительные зонды, которые функционально инкапсулируют биомолекулы в неактивной форме. Облучение высвобождает клетку молекулы, что позволяет целенаправленное возмущение биологического процесса⁸. Из-за быстрого и точного контроля клеточной химии, что uncaging дает⁹, фотолиза в клетке соединений традиционно используется биологами, физиологами и нейробиологами для изучения активации генов¹⁰, ионных каналов¹¹, и нейронов¹². Совсем недавно, ученые использовали значительные преимущества фотолиза для изучения химиотаксиса¹³, чтобы определить флагеллы переключения динамики отдельных бактериальных клеток подвергаются пошаговой химиоаттованта стимул^14,15, и для изучения моделей подвижности одиночных клеток спермы в трехмерных (3D) градиентов¹⁶.

В нашем подходе мы внедряем фотоиз аминокислот в клетке в микрофлюидных устройствах для изучения поведенческой реакции бактериальной популяции на контролируемые химические импульсы, которые становятся почти мгновенно доступными с помощью фоторелиза. Использование цели с низким увеличением (4x) (NA 0.13, глубина фокусировки приблизительно 40 мкм) позволяет как наблюдать агрегационную реакцию тысяч бактерий на уровне населения на большом поле зрения (3,2 мм х 3,2 мм), так и измерение движения на одноклеточном уровне. Мы представляем два применения этого метода: 1) выпуск одного химического импульса для изучения бактериального накопления-динамики рассеивания, начиная с однородных условий, и 2i) выпуск нескольких импульсов, чтобы охарактеризовать динамику бактериального накопления в соответствии с временем-изменяющихся, пространственно неоднородных химиоаттантов условиях. Этот метод был протестирован на морских бактерий Vibrio ordalii выполнения химиотаксиса к аминокислоте глутамата¹⁷, но метод широко применим к различным комбинациям видов и хемоаттантов, а также к биологическим процессам за химиотаксис (например, поглощение питательных веществ, воздействие антибиотиков, кворум зондирования). Этот подход обещает помочь прояснить экологию и поведение микроорганизмов в реалистичной среде и раскрыть скрытые компромиссы, с которыми сталкиваются отдельные бактерии при навигации по эфемерным динамическим градиентам.

протокол

1. Изготовление микрожидкости для однохимическо-импульсного эксперимента

1. Дизайн канала с помощью компьютерного дизайна (CAD) программного обеспечения и распечатать его на пленку прозрачности для создания фото маски (Рисунок 1A).
2. Изготовить мастера с помощью мягкой литографии (в чистых условиях комнаты).
   1. Очистите кремниевую пластину (4 дюйма) в быстрой последовательности с ацетоном, метанолом и изопропанолом, затем высушите с помощью азота. Выпекать в духовке при температуре 130 градусов по Цельсию в течение 5 мин.
   2. Поместите вафельку в центре спин-пальто и залить СУ-8 photoresist на вафу. Ramp скорость спин-пальто до 500 об /мин более 5 с, и держать на 500 об/мин в течение 10 с. Ramp до конечной скорости более 10 с и поддерживать на этой скорости в течение 30 с.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Точное значение конечной скорости зависит от толщины целевого покрытия и используемого СУ-8.
   3. После процесса спин-покрытия, выпекать при температуре 65 градусов по Цельсию, а затем при температуре 95 градусов по Цельсию. Дайте вафле остыть при комнатной температуре (RT) не менее 5 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Время выпечки зависит от целевой толщины и типа фоторезиста используется. Как правило, на каждые 100 мкм слоя пластины следует запекать в течение 5 мин при 65 градусах По цельсии и 45 мин при 95 градусах По цельсии.
   4. Поместите фото маску на вафельу, чтобы гарантировать, что только область интереса подвергается и полимеризации. Экспозиция к ультрафиолетовому свету на время, рекомендованный в руководстве СУ-8.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь, с энергией воздействия 200 мДж см^-2 при длине волны 350 нм, пластина была выставлена на 150 с.
   5. Выпекать при температуре 65 градусов по Цельсию и 95 градусов по Цельсию в течение времени, рекомендованных в руководстве SU-8.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, на каждые 100 мкм слоя пластины должны быть запеченные в течение 5 минут при 65 градусов по Цельсию и 45 мин при 95 градусов по Цельсию.
   6. Погрузите вафельку в стакан, наполненный разработчиком полиметилметакрилата (PMMA), чтобы получить мастера. Аккуратно встряхните стакан, чтобы убедиться, что неполимеризованный фотоустойчивость вымывается. Выпекать мастера при температуре 200 градусов по Цельсию, чтобы еще больше связать слой Su-8.
3. Подготовка полидиметилсилоксана (PDMS) смесь путем объединения эластомера с его лечебного агента (Таблица материалов) в соотношении 10:1 в стакане (здесь, 40 мл). Смешайте энергично, пока жидкость не станет однородной.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Смесь PDMS будет выглядеть непрозрачной, потому что пузырьки генерируются в процессе смешивания.
   ВНИМАНИЕ: Для предотвращения контакта кожи с потенциально опасными химическими веществами или биологическим материалом, всегда носите лабораторное пальто и одноразовые пластиковые перчатки на протяжении всего протокола и следуйте каким-либо конкретным протоколам безопасности в соответствии с Материалом Лист данных о безопасности (MSDS).
4. Дега смесь PDMS в вакуумной камере в течение 45 минут на RT. Чтобы ускорить процесс, периодически высвобождавайте вакуум, чтобы лопнуть пузырьки, которые образуются в интерфейсе.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Процесс дегазации должен быть выполнен в течение 1 ч, чтобы предотвратить PDMS смесь от начала лечения.
5. Удалить пыль с поверхности мастера с помощью очистителя под давлением, затем вылейте дегазированную смесь PDMS на хозяина и выпекайте в духовке при температуре 80 градусов по Цельсию в течение 2 ч.
   ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы, выпечки на ночь (или, по крайней мере 12 ч) при 60 градусов по Цельсию будет достичь той же затвердевшей PDMS.
6. Вырежьте PDMS лезвием вокруг микроструктур (на расстоянии около 5 мм), а затем тщательно очистить PDMS от мастера.
7. Удар отверстия, чтобы служить в качестве впускного отверстия и выхода из микроканала (здесь, один входе и один выход, см. Рисунок 1А). Убедитесь, что ничто не касается нижней грани PDMS, где расположены объекты.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приложить здесь. Микроканал должен быть запечатан клейкой лентой, чтобы предотвратить накопление пыли и других частиц во время хранения.
8. Скрепите микроканал PDMS к стеклянной горке.
   1. Тщательно очистите стеклянную горку с мылом, изопропанолом и деионизированной водой. Пусть стекло слайд сухой или использовать сжатый воздух, чтобы ускорить процесс.
   2. Удалите частицы пыли, вытирая клейкой лентой. Скрепите микроканал PDMS на чистом стеклянном слайде, сразу после обработки обеих поверхностей плазмой (с помощью коронарной системы или плазменной кислородной камеры) в течение 2 мин.
   3. Поместите микрофлюидное устройство для нагрева на горячей пластине при температуре 80 градусов по Цельсию, по крайней мере, 1 ч, чтобы укрепить химическую связь со стеклом.

2. Изготовление 3D-печатного Миллифлюдического устройства для эксперимента с несколькими импульсами

1. Дизайн 3D-формы с помощью 3D-дизайна программного обеспечения и распечатать мастер для формы PDMS с высоким разрешением 3D принтера(рисунок 1B).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Смотрите таблицу материалов для 3D-принтера и материала для плесени, используемого для создания мастера.
2. Повторите шаги 1.3'1.4, затем очистите поверхность мастера, нажав клейкой лентой. Поставьте мастера на шкалу, а затем, избегая центральной области мастера, который будет занят мембраной, налейте на точное количество неизлечимой смеси PDMS (здесь, 23,4 г) для того, чтобы получить желаемую высоту PDMS путем сопоставления высоты мастера (здесь, здесь, 0,5 мм). Удалите все оставшиеся пузырьки с помощью сжатого воздуха.
3. Поместите PDMS литые на мастера в духовке при температуре 45 градусов по Цельсию, чтобы испечь, по крайней мере 12 ч.
4. Скрепите 3D форму PDMS к чашке Петри.
   1. Аккуратно снимите затвердевшие слой PDMS и пропукните отверстия для впуска бактериальной суспензии(рисунок 1C).
   2. Активируйте как поверхность чашки Петри (90 мм х 15 мм), так и форму PDMS с кислородной плазмой на 2 мин. Скрепите плесень PDMS на чашке Петри. Аккуратно нажмите плесень на чашку Петри, но не нажимать, где функции расположены, как это может разрушить камеру допроса.
   3. Поместите чашку Петри, привязали к плесени PDMS 3D, в духовке при температуре 45 градусов по Цельсию, по крайней мере, на 12 ч, чтобы укрепить химическую связь.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приложить здесь.
5. Функционализация поверхности мембраны¹⁸
   1. Активируйте мембрану нанопористого поликарбоната (PCTE) в кислородной плазменной камере в течение 1 мин на РТ.
      ВНИМАНИЕ: Избегайте использования системы короны для активации плазмы, потому что это повредит мембрану.
   2. Под химическим капотом разбавить коммерческий раствор 3-аминопропилтритетеоксизолана (APTES) в деионизированной воде до 1% по объему (здесь, 40 мл), используя полипропиленовый трубку.
      ВНИМАНИЕ: Решение APTES является остро токсичным (MSDS оценка опасности для здоровья 3) и должны быть обработаны с крайней осторожностью исключительно под химическим капюшоном с перчатками. Измените перчатки сразу после обработки решения APTES. Пары APTES разрушительны для слизистых оболочек и верхних дыхательных путей. Целевыми органами APTES являются нервы, печень и почки. Если капюшон дыма недоступен, необходимо внедрить щит для лица и респиратор с полным лицом.
   3. Перенесите разбавленный раствор APTES в чашку Петри и погрузите активированную мембрану в раствор APTES на 20 мин.
   4. Удалите мембрану из раствора APTES с помощью пинцета и поместите ее на чистую салфетку, чтобы высохнуть.
6. Для изготовления микрофлюидных каналов PDMS, которые будут лежать на мембране и позволят промыть бактериальную арену, повторите шаги 1.1'1.7.
7. Скрепите каналы промывки PDMS с функционализированной мембраной.
   1. Активируйте как канал промывки PDMS, так и мембрану PCTE с кислородной плазменной камерой в течение 2 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мембрана, которая будет зажата между двумя слоями PDMS, должна быть меньше, чем канал промывки PDMS.
   2. Сразу же после плазменной обработки, довести функционализированную мембрану и канал промывки PDMS в контакт, мягко нажав канал промывки PDMS на мембрану.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не применяйте чрезмерное давление на данном этапе, потому что это может привести к (необратимому) креплению мембраны к крыше канала, блокируя канал.
8. Сэндвич мембраны между двумя слоями PDMS(Рисунок 1E).
   1. Активируйте как кабальный ламинат PDMS стиральный канал-PCTE мембраны и 3D PDMS формы ранее связаны с чашкой Петри с кислородной плазменной камерой в течение 2 мин. Принесите их в контакт и нажмите вместе.
   2. Поместите чашку Петри, прикреплящее к структуре сэндвича, в духовке при температуре 45 градусов по Цельсию, по крайней мере, на 12 ч, чтобы укрепить химическую связь.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приложить здесь.

3. Культура клеток

1. Выращивайте популяцию V. ordalii (напряжение 12B09 или 12B09pGFP) на ночь на 20 ч в 2216 средних¹⁹ на орбитальном шейкере (600 об/мин) при 30 градусах Цельсия и собирают клетки в позднеэкспоненциальной фазе. Для изоляции укрывательство pGFP, добавить спектромицин (50 мкг мл^-1) для поддержания плазмиды.
2. Centrifuge 1 мл аликот клеток на 2500 х г в течение 3 мин, удалить супернатант и повторно приостановить клетки в 1 мл фильтрованной искусственной морской воды. Повторите этот шаг.
3. Голодать популяции V. ordalii на орбитальной шейкер (600 об/мин) при 30 градусах по Цельсию на 3 ч.
4. Подготовьте запас искусственного морского раствора объемом 10 мм (здесь, 1 мл) 4-метокси-7-нитроиндолин-клетки - L-глутамата (MNI-клетка -L-глутамамат) и храните при -20 градусов по Цельсию.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Защитите MNI-клетку - L-глутамат решение от окружающего света для предотвращения фотолиза.
5. Разбавить клетки 50x путем повторного приостановки голодающих клеток в искусственный растворморской воды 1 мМ MNI-клетке - L-глутамат.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Это обеспечит окончательную концентрацию бактерий ниже, чем 5 х 10⁷ мл^-1 (точное значение зависит от первоначальной концентрации клеток в конце экспоненциальной, которая, как правило, 10⁹ мл^-1). Концентрация бактерий оценивалась с помощью спектрофотометра при оптической плотности (OD) в 600 нм.

4. Калибровка Протокола о нерассекации

1. Поместите капельку (20 л) искусственного морского раствора МНИ-клетки - L-глутамата20 при концентрации С₀ и 10 мм на стеклянной горке. Завить каплю, покрыв ее круговой камерой PDMS (диаметр d 5 мм, высота ч 250 мкм).
2. Поместите стеклянную горку на сцену микроскопа и подвергните всю камеру на 20 мс светодиодному лучу на длине волны 395 нм (мощность 295 мВт) с помощью 4x цели (числовая диафрагма (нумерическая диафрагма ) 0,13).
3. Откройте камеру PDMS и извлеките капельку (1 зл) для анализа с помощью спектрофотометра УФ-Вис.
4. Повторите шаги 4.1-4.3 для различных продолжительностей светодиодного освещения 0,1 с, 0,5 с, 2,5 с, 25 с, 250 с (или до насыщения химической реакции) и 0 с (для получения фона). Повторите процедуру шаги 4.1'4.4 по крайней мере 3x (здесь, 4x).
5. Из спектра поглощения извлекайте значение в 405 нм, которые представляют собой пик в спектре поглощения молекулы клетки²¹. Для определения скорости k химической реакции uncaging светодиодной экспозицией¹⁴, используйте следующее уравнение кинетики первого порядка для численного соответствия экспериментальных данных¹⁷
   
   где C(t)является значение абсорбционного спектра раствора на 405 нм (после снятия фона) с неприжающимся временем t секунд. Для небольшого времени неприуроченного т такого, что kt 1, Eq. 1 можно упростить до линейной формулировки
   

5. Однохимический импульсный эксперимент

1. Поддержание микрофлюидного канала под вакуумом в течение 20 минут, чтобы уменьшить концентрацию газа в PDMS, так что пузырьки менее вероятно, образуются в процессе заполнения.
2. Извлеките канал из вакуумного насоса и сразу же введите разбавленную бактериальную подвеску в 1 мМ ММ МНИ-клетке - L-глутамат в искусственной морской воде в микроканал аккуратно с помощью микропипети, чтобы избежать повреждения флагелларом механическими силами стрижки (здесь весь процесс заполнения занял 5-10 с). После заполнения канала с бактериальной подвеской, сосать раствор в избытке с бумажным полотенцем, и печать входе и розетке с PDMS пробки, мягко нажав их в отверстия.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Таким образом, поток жидкости в камере предотвращается.
3. Поместите микроканал на сцену микроскопа и переместите сцену, чтобы установить поле зрения в середине канала. Настройка микроскопа для выполнения визуализации в фазовом контрасте (4x цель) со скоростью кадров 12 кадров в секунду.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Это значение может быть разнообразным, но не должно быть меньше 10 кадров в секунду, чтобы позволить реконструкцию бактериальных траекторий через анализ изображения (см. раздел протокола 7).
4. Установите пинхол светодиодного луча на минимальную диафрагму. Установив время экспозиции камеры до 5 с, запишите несколько кадров, чтобы получить точные измерения пространственного расположения и размера светодиодного луча.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Светодиодный источник света подключается к эпифлуоресценции иллюминатор микроскопа через жидкое соединение направляющего света. Светодиодный луч не влияет на видеозахват, потому что приобретение видео и светодиодная стимуляция командовать самостоятельно с помощью программного обеспечения.
5. Выполните непрерывную визуализацию в течение общей продолжительности 10 мин (20 минут для самого большого химического импульса) и одновременно активируйте сфокусированный светодиодный луч на уровне 395 нм для желаемой продолжительности (в этом эксперименте, т 20 мс, 100 мс, 500 мс) в установленную пользователем точку времени (здесь, 10 с после начала видеоприобретения) с помощью программного обеспечения для микроскопа. Чтобы получить несколько реплик одного и того же процесса, переместите сцену для записи бактериальной реакции на различные позиции микрофлюидного канала. Повторите эту процедуру для каждого размера импульса, используя новый микроканал.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Процесс рассеивания генерирует аксисимметричный цилиндрический импульс, который диффундирует радиально наружу в плоскости визуализации.
6. Проведение отдельных экспериментов без химического распаковки при более высоком увеличении (20x цель, NA 0,45) на более высокой частоте кадров (50 кадров в секунду) для записи беспристрастного движения плавания бактерий.

6. Многократный химически-импульсный эксперимент

1. Поддерживайте миллифлюдическую камеру под вакуумом в течение 20 мин.
2. Поместите чашку Петри, содержащую миллиамфлюйную камеру, на сцену микроскопа. Заполните камеру ниже мембраны разбавленной бактериальной подвеской (здесь весь процесс заполнения занял 10–15 с) GFP-флуоресцентного V. ordalii в 1 мМ MNI-клетке - L-глутамат раствор в искусственной морской воде. После заполнения канала с бактериальной подвеской, сосать раствор в избытке с бумажным полотенцем, и печать входе и розетке с PDMS пробки, мягко нажав их в отверстия.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Таким образом, поток жидкости в камере предотвращается. Для лучшей визуализации бактерий в этой установке, где изображение происходит через нанопористую мембрану, настоятельно рекомендуется использовать флуоресцентные штаммы вместо дикого типа (как используется в одном химическо-импульсном эксперименте).
3. Заполните шприц искусственным раствором морской воды 1мМ MNI-клетке - L-глутаматат и прикрепите трубку к входе и выходу стиральной канала над мембраной.
4. Соедините трубку с резервуаром отходов и убедитесь, что трубка полностью погружена в резервуар жидких отходов, чтобы избежать колебаний давления.
5. Установите соответствующую скорость потока на насосшного (здесь, 50 л мин^-1),чтобы получить желаемую средней скорости потока в стиральной канале, которая зависит от геометрии канала.
6. Запустите шприц насос, чтобы установить поток в канал для мытья над мембраной.
7. Запустите программное обеспечение, контролируя светодиодный луч и микроскоп этапе для создания пользовательских определенных последовательностей импульсов в разных местах и с различной интенсивностью.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Непрерывный поток искусственного раствора морской воды 1мМ MNI-клетке - L-глутамат в стиральном канале над мембраной пополняет клетчатый раствор соединения и моет отработанную среду от бактериальной арены.
8. Запись видео с использованием 4x цель на регулярной временной интервалы в течение нескольких часов и в течение нескольких смежных местах, чтобы покрыть большую поверхность (здесь, 1 см х 1 см, рисунок 1F).

7. Анализ изображений и анализ данных

1. Реконструкция бактериальных траекторий
   1. Из фильмов, записанных с целью 4x, реконструировать бактериальные траектории с помощью программного обеспечения отслеживания¹⁷.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти траектории представляют собой 2D-проекции 3D бактериального движения в микроканале.
   2. Из реконструированных бактериальных траекторий, определить скорость радиального дрейфа каждого плавательного человека, проецируя его скорость плавания по направлению к центру химического импульса(рисунок 2D). Для визуализации пространственно-временной динамики радиальной скорости дрейфа используйте связывающую сетку с пространственным размером 75 мкм х 75 мкм и временное окно интервала 5–10 с(рисунок 2D,E).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за цилиндрической симметрии процесса, данные могут быть проанализированы в полярных координатах и усреднены по угловому измерению(рисунок 3).
   3. Из реконструированных бактериальных траекторий, определить пространственно-временной динамики распределения бактерий, как они реагируют на химические импульсы(Рисунок 2E).
   4. Из фильмов с более высоким разрешением, записанных с целью 20x во время одноимпульсных экспериментов, извлечь распределение скорости плавания и запустить время для бактериальной популяции, как они реагируют на химический импульс (Рисунок 4).
2. Оцените коэффициент диффузии бактерий, учитывая динамику рассеивания бактериальной популяции после того, как хемотаксис завершен¹⁷ (здесь, для т Рисунок 3).
3. Оцените коэффициент диффузии глутамата, применяя уравнение Стокса-Эйнштейна
   
   где молекулы аминокислоты, как предполагается, сферические частицы с гидродинамическим радиусом²²г_G, k_B является постоянной Больцман (1,38 х 10^-23 м² кг^-2 K^-1), T является температура (296 K), и - это динамическая вязкость искусственной морской воды (salinity 36 кг^-1)

Результаты

Мы использовали микрофлюидные и миллифлюдические устройства(рисунок 1)для изучения профилей накопления бактерий в динамических условиях питательных веществ. Бактериальные траектории были извлечены из записанных видео, полученных фазовой контрастной микроскопией ди...

Обсуждение

Этот метод позволяет исследователям изучать бактериальный хемотаксис под контролируемыми, динамическими градиентами в микро- и миллифлюидных устройствах, что позволяет воспроизводимое получение данных. Почти мгновенное создание химических импульсов на микромасштабе путем фотолиз?...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
(3-Aminopropyl) triethoxysilane (APTES)	Sigma-Aldrich	A3648	>98% purity, highly toxic
CELLSTAR tube	Greiner Bio-One	210261	50 ml
Centrifuge	Eppendorf	5424R	to eliminate spent media from the bacterial culture
Digital Incubators Incu-Line	VWR-CH	390-0384	to bake 3D master
Duster	VWR-CH	16650-22	to clean the wafer and microchannels
Hot plate	VWR-CH	444-0601	to bond the microchannels
Isopropanol	Sigma-Aldrich	W292907
LightSafe micro centrifuge tubes	Sigma-Aldrich	Z688312	1.5 ml
MATLAB	Mathworks		for image analysis and bacterial tracking
Microcentrifuge tube	Eppendorf	30120086	1.5 ml
Microscope glass slide	VWR-CH	631-1552
Microscope Nikon Eclipse TiE	Nikon Instruments	MEA53100	with motorized stage
MNI-Glutamate	Tocris Bioscience	1490	>98 % purity, photosensitive
Mold printing equipment	Stratasys		Objet30 3D printer
Mold printing service	3D Printing Studios	Custom	https://www.3dprintingstudios.com/
Nanodrop One UV-Vis Spectrophotometer	Thermo Fisher Scientific	ND-ONE-W	to calibrate the uncaging
NIS Elements	Nikon Instruments		Microscope Imaging Software
Oven Venti-Line	VWR-CH	466-3516	to bake PDMS (with forced convection)
Photoresist SU-8-3050	MicroChem Corp.	SU8-3050
Plasma chamber Zepto	Diener Electronic	ZEPTO-1	to functionalize the surfaces before bonding
Polycarbonate membrane	Sterlitech	PCT0447100	0.4 µm pore size, 19 % open area, 24 µm thickness
Polyethylene microtubing	Scientific Commodities	BB31695-PE/2	I.D. x O.D.: 0.015" x 0.043" / 0.38mm x 1.09mm
Polystyrene Petri dish	VWR-CH	25373-100	bottom surface (90 mm x 15 mm) to bond the millifluidic device
Scale	VWR-CH	611-2605	to weight PDMS mixture
sCMOS camera Andor Zyla	Oxford Instruments		for phase contrast and fluorescence microscopy (max 100 fps)
Sea salt	Instant Ocean	Product No. SS1-160p
SolidWorks 2015	Dassault Systemes SolidWorks		Used to design the mold
Spectra X light engine	Lumencolor		for LED 395 nm
Sylgard 184	Dow Corning	110-41-155	PDMS Si Elastomer Kit; curing agent
Syringe (Luer-Lok)	B Braun Omnifix	4616308F
Syringe Needle	Agani	A228	from 10 to 30 ml
Syringe Pump 11 Pico Plus Elite	Harvard Apparatus	70-4506	Terumo Agani 23 gauge 5/8 inch (16mm)
VeroGrey	Stratasys		Dual Syringe Pump
Vortex-Genie	Scientific Industries	SI-0236	Mold Material