АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол обеспечивает простой и надежный метод для производства жизнеспособных точных ломтиков печени от мышей. Образцы тканей ex vivo могут поддерживаться в условиях культуры лабораторных тканей в течение нескольких дней, обеспечивая гибкую модель для изучения патобиологии печени.

Аннотация

Понимание механизмов повреждения печени, фиброза печени и цирроза печени, лежащих в основе хронических заболеваний печени (т.е. вирусный гепатит, безалкогольные жировые заболевания печени, метаболические заболевания печени и рак печени) требует экспериментальных манипуляций животных моделей и культур клеток in vitro. Оба метода имеют ограничения, такие как требование большого количества животных для манипуляции in vivo. Однако культуры клеток in vitro не воспроизводят структуру и функцию многоклеточной печеночной среды. Использование точно вырезанных ломтиков печени является методом, в котором единые ломтики жизнеспособной печени мыши поддерживаются в культуре лабораторных тканей для экспериментальных манипуляций. Этот метод занимает экспериментальную нишу, которая существует между исследованиями на животных и методами культуры клеток in vitro. Представленный протокол описывает простой и надежный метод изоляции и культуры точно вырезанных ломтиков печени от мышей. Как применение этого метода, ex vivo ломтики печени обрабатываются желчных кислот для имитации холестатической травмы печени и в конечном итоге оценить механизмы фиброгенеза печени.

Введение

Патогенез большинства хронических заболеваний печени (т.е. вирусный гепатит, безалкогольный стеатогепатит, холестатическая травма печени и рак печени) включает в себя сложные взаимодействия между несколькими различными типами клеток печени, которые приводят к воспалению, фиброгенезу и развитию рака1,2. Чтобы понять молекулярные механизмы, лежащие в основе этих хронических заболеваний на основе печени, взаимодействия между несколькими типами клеток печени должны быть исследованы. В то время как несколько линий печеночных клеток (и в последнее время, органоиды) могут быть культивированы в пробирке, эти модели не точно эмулировать сложную структуру, функцию и клеточное разнообразие печеночной микросреды3. Кроме того, культивированные клетки печени (в частности, преобразованные клеточные линии) могут отклоняться от исходной биологии источника. Модели животных используются экспериментально для исследования взаимодействий между несколькими типами клеток печени. Тем не менее, они могут значительно сократить возможности для экспериментальных манипуляций, в связи со значительными внецелевых эффектов в внепеченных органов (например, при тестировании потенциальных терапевтических).

Использование точно вырезанных ломтиков печени (PCLS) в культуре тканей является экспериментальной техникой, впервые используемой в исследованиях метаболизма и токсичности наркотиков, и включает в себя резки жизнеспособных, ультратонких (около 100-250 мкм толщиной) ломтиков печени. Это позволяет прямое экспериментальное манипулирование ткани печени ex vivo4. Техника мосты экспериментальный разрыв между in vivo исследований на животных и in vitro клеточной культуры методов, преодоление многих недостатков обоих методов (т.е., практические ограничения на диапазон экспериментов, которые могут быть выполнены в целых животных, а также потеря структуры / функции и клеточного разнообразия с методами культуры in vitro клеток).

Кроме того, PCLS значительно увеличивает экспериментальные возможности по сравнению с целыми исследованиями на животных. Как одна мышь может производить более 48 ломтиков печени, это также облегчает использование как контроль и лечение групп из той же печени. Кроме того, методика физически отделяет ткани печени от других систем органов; Таким образом, он удаляет потенциальные вне целевых эффектов, которые могут возникнуть у целых животных при тестировании эффектов экзогенных стимулов.

В этом протоколе PCLS генерируется с помощью вибратом с боковой вибрирующим лезвием. Другие исследования успешно использовали слайсер ткани Krumdieck, как описано в Olinga и Schuppan5. В вибратоме боковая вибрация лезвия предотвращает разрыв ультратонкой ткани, вызванный стрессом сдвига, так как лезвие заталкивается в ткань. Оба вибратоми и Krumdieck ткани слайсер эффективно работать без структурного встраивания ткани печени, которая упрощает процедуру нарезки. Этот метод также может быть использован для создания PCLS из больной печени, в том числе из мышиных моделей фиброза / цирроза6 и печеночного стеатоза7.

В дополнение к демонстрации методов, необходимых для подготовки и культуры тканей PCLS, в этом докладе также рассматривается жизнеспособность этих экс-виво тканей путем измерения аденозин трифосфата (АТФ) уровней и изучения гистологии тканей для оценки некроза и фиброза. В качестве репрезентативной экспериментальной процедуры, PCLS лечатся патофизиологическими концентрациями трех различных желчных кислот (гликохобол, таурочич и холич) для имитации холестатической травмы печени. В контексте холестатической травмы печени, таурочохолная кислота, в частности, было показано, что значительно увеличилось как в сыворотке и желчи детей с муковисцидозом связанных заболевания печени8.

Клетки-прародители печени также лечились в пробирке с таурочольной кислотой для имитации повышенных уровней таурочоличной кислоты, наблюдаемых у пациентов, и это лечение вызвало повышенную пролиферацию и дифференциацию клеток-прародителей печени в сторону желчного (холангиоцита) фенотипа9. Впоследствии, PCLS были обработаны ex vivo с повышенным уровнем таурочоличной кислоты, и повышенные маркеры холангиоцита наблюдались. Это поддерживает наблюдения in vitro, что таурочохоловая кислота приводит к распространению и/или дифференциации в контексте детской муковисцидозной болезни печени9.

протокол

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Австралийским кодексом по уходу и использованию животных в научных целях в Медицинском научно-исследовательском институте «ИМР Бергхофер» с одобрения комитета по этике животных института. Мышей C57BL/6 (15–20 недель) получили в Центре ресурсов животных, штат Вашингтон, Австралия.

ПРИМЕЧАНИЕ: Все решения, средства массовой информации, инструменты, аппаратные средства и трубки, которые контактируют с образцами, должны быть стерилизованы или тщательно дезинфицированы с помощью 70% раствора этанола и обработаны с использованием стерильных методов, чтобы свести к минимуму риск загрязнения культуры.

1. Установка вибратом

  1. Подготовка стерильного буферного раствора Krebs-Henseleit с глюкозой 2 г/л(Таблица материалов). Убедитесь, что рН буфера составляет 7,4. Если рН выше, насытите буфер карбогеном (95% O2 и 5% CO2)или инкубировать в 5% CO2 ткани культуры инкубатора для коррекции бикарбоната буферизации системы. Охладите герметичную стерильный буферный раствор при 4 градусах Цельсия.
  2. Вставьте лезвие вибратомва в режущей руку. Убедитесь, что лезвие плотно крепится к режущей руке, так как вибрации могут привести к тому, что лезвие может оторваться.
  3. Дезинфицировать лезвие и разрезать руку 70% раствором этанола.
    ВНИМАНИЕ: Избегайте контакта с лезвием.
  4. Дезинфекция буфер лоток с 70% этанола раствор и протрите его стерильной ткани.
  5. Вставьте буферный лоток в вибратом и затяните монтажный механизм.
  6. Установите режущую руку на максимально доступную высоту.
  7. Установите угол лезвия на 10 градусов ниже горизонтальной, наклоняясь вниз к образцу. Убедитесь, что угол лезвия плотно зафиксирован.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимальный угол лезвия может отличаться в зависимости от модели вибратом и характеристик тканей.
  8. Дезинфекция образца держателя с 70% этанола раствор.
  9. Подключите охлаждающую воду для термоэлектрического охладителя Peltier, расположенного под буферным подносом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые модели вибратом используют ледяную ванну для охлаждения вместо.
  10. Закрепите водопроводную трубу в канализацию и включите воду. Установите кулер до 4 градусов по Цельсию. Запуск охлаждающей воды со скоростью 400 мл/мин.
  11. Заполните буферный лоток почти до верха стерильным ледяным буфером Кребс-Хенселейт (с глюкозой 2 г/л). Оставьте дополнительный буферный раствор Krebs-Henseleit на льду.

2. Удаление печени и подготовка

  1. Стерилизовать или дезинфицировать все хирургические инструменты, включая изогнутые щипцы, плоские квадратные щипцы, пинцеты, хирургические зажимы и ножницы с помощью автоклавирования.
  2. Перед удалением печени глубоко обезвреждают мышей с помощью интраперитонеальной инъекции 100 мг/кг кетамина и 12,5 мг/кг ксилазина.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другие анестезии могут быть использованы, или мышей может быть усыплен CO2 асфиксии / шейки дислокации, если печень быстро удаляется для предотвращения гипоксии индуцированного повреждения.
  3. Дезинфекция поверхностей кожи на мышах путем смачивания с 70% этанола раствора. Безопасные мыши на спине со всеми конечностями прижаты к рассекающей доске.
  4. Сделайте вертикальный разрез средней линии в кожу от основания брюшной полости до чуть выше диафрагмы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разрезы к конечностям сделаны для облегчения опрокидкления кожи.
  5. Потяните кожу обратно, разрезая любые соединительные ткани между кожей и брюшной полости. Предотвратить волосы от передачи в брюшную полость как можно больше. Прикрепите или зажим кожи от брюшной полости.
  6. Используя чистые щипцы и ножницы, откройте брюшную полость и нижнюю грудную полость.
  7. Удаление печени быстро, не повреждая доли
    1. Используя тупые инструменты (например, плоские щипцы квадратного верхука), направляя верхние доли печени вниз к животу. Вырезать соединительной ткани, окружающие верхние доли печени с помощью ножниц.
    2. Руководство печени долей вверх к диафрагме. Держите центральный сосудистый пучок печени с помощью щипц.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это не повлияет на процедуру, если центральный сосудистый пучок поврежден.
    3. Вытяните центральный сосудистый пучок от мыши и вырезать оставшуюся соединительную ткань, кровеносные сосуды и т.д., чтобы удалить печень. Позаботьтесь о том, чтобы 1) повредить доли печени и 2) нарезать желудочно-кишечного тракта, так как это может загрязнять печень микроорганизмами.
  8. Поместите удаленную печень в стерильный 10 см ткани культуры блюдо наполовину заполнены ледяной Кребс-Хенселейт буферный раствор. Используя тупой инструмент для руководства долей, вырезать центр печени, чтобы разделить его на отдельные доли.
  9. Выберите одну доли печени (использовать самый большой первый), и поместите его плоской стороной вниз на новый стерильный 10 см блюдо. Храните все другие доли печени в блюде буферного раствора Кребс-Хенселейт, хранящегося на льду для последующего использования.
  10. Обрезать около 10% материала от самого высокого края доли печени, лежа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обрезка имеет важное значение, так как этот край ткани свяжется с резкой лезвие в первую очередь; Таким образом, край ткани, который является относительно перпендикулярно резке лезвие предотвратит сжатие тканей, которые могут произойти из-за мелких углов в необрезанных долей печени.
  11. Обрезать три другие края ткани.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это удаляет некоторые из волокнистой капсулы Глиссона и сделает разделение ткани ломтиками легче.
  12. Установка доли печени на держатель образца
    1. Поместите тонкий слой клея цианоакрилат (суперклей или медицинского/ ветеринарного класса cyanoacrylate клей) на образец держателя к передней, размером немного больше, чем обрезанная доли печени.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что клей цианоакрилат не содержит добавок, не связанных с цианоакрилатом.
    2. Аккуратно подобрать доли печени с стерильными щипцы с помощью угла от передний край, а затем погладить сухой любой остаточный буфер с плоской стороны доли печени с использованием стерильного абсорбцие.
    3. Поместите большую плоскую сторону доли печени на цианоакрилат клея патч с наибольшим краем, обращенным к передней. Позвольте ему вылечить в воздухе в течение 1'2 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Cyanoacrylate клеи вылечить быстро (2 мин) в ответ на остаточной влаги и тканей белков, и они будут твердо прикрепить ткани к образцу держателя.

3. Производство ломтиков печени

  1. Поместите держатель образца с прикрепленной долей печени в буферный лоток вибратом. Убедитесь, что доли печени полностью покрыты буфером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости пополнить уровень ледяного буферного решения Krebs-Henseleit. Если уровень буфера заслоняет процесс резки, увеличьте или уменьшите уровень.
  2. Установите скорость резки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это может потребоваться эмпирически определяется в зависимости от модели вибратом и характеристик лезвия. В качестве стартового ориентира используйте скорость 57 Гц/3420 об/мин. Скорость вибратомможноет можно измерить с помощью приложения для анализаля аудиоспектра на смартфоне.
  3. Опустите резку, пока он не расположен чуть выше доли печени, используя высотный циферблат. Выполнить вибрирующие резки руку над образцом.
  4. Вернуть лезвие обратно, используя рукоятку коленчатого рукоятки в обратном направлении. Активируйте вибрации, возвращая лезвие. После того, как лезвие вернулось и не находится выше образца, опустите высоту лезвия на 250 мкм.
  5. Повторите процесс резки до тех пор, пока верхняя часть ткани не будет удалена. Откажитесь от первого одного или двух ломтиков, так как они будут содержать капсулу Глиссона и, следовательно, не содержат много функциональной ткани печени по сравнению с другими ломтиками.
  6. Чтобы сократить ломтики печени, медленно заранее вибрирующих лезвие в ткани, повернув ручку. Используйте небольшую кисть (дезинфицированную 70% раствором этанола), чтобы аккуратно направлять ткани во время процесса резки.
  7. Используйте кисть, чтобы поднять нарезанные ломтики ткани и поместить нарезку ткани в стерильную трубку ледяного буфера Кребс-Хенселейт. Когда он не используется, держите эту трубку на льду между ломтиками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Иногда, ткань разрывает во время процесса резки, но для большинства целей ткани по-прежнему можно поть.
  8. Повторите процесс резки, пока основание доли печени не будет достигнуто. Откажитесь от любых ломтиков печени, которые имеют видимые вылечить клей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вылеченный клей виден в виде белых областей на срезах ткани. Типичная доли печени будет иметь только использовать толщину около 2 мм. Таким образом, только около восьми 250 мкм ломтиками печени производятся из каждой доли.
  9. Вырезать кусочки ткани, пока вблизи cyanoacrylate клей. Не нарезать клей.
  10. Повторите весь процесс с другими долей печени, пока необходимое количество ломтиков ткани не будет получено.
  11. Для очистки вылеченного клея цианоакрилата и ткани от держателя образца, либо используйте лезвие, чтобы соскребать вылеченный клей /ткань смеси, или смягчить и очистить смесь с ацетоном или диметил сульфоксид.

4. Культура тканей

ПРИМЕЧАНИЕ: Все работы культуры ткани должны быть выполнены в стерильных ламинарных капот потока.

  1. В ламинарной капоте культуры тканей, пипетке 1 мл среды Уильяма E, содержащей 2,0 г/л глюкозы, 10% сыворотки крупного рогатого скота плода (FBS), 2 мМ L-глютамин дополнение, 100 U/mL пенициллин, и 100 мкг /мл стрептомицина в 12 хорошо ткани культуры пластин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другие антибиотики и противогрибковые агенты также могут быть добавлены. Некоторые исследования использовали добавки в среде инкубации тканей (т.е. дексаметазон и инсулин10),но они могут мешать сигнализации клеток.
  2. Поместите трубку, содержащую кусочки печени из льда, в капюшон культуры тканей. Чтобы удалить кусочки ткани, аккуратно закружить смесь и осторожно наконечник в стерильные 10 см блюдо во время закрученного.
  3. Используя стерильные остроточечные щипцы и скальпель, разрежьте кусочки ткани примерно однородными размерами (например, 15 мм2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг выполняется для обеспечения согласованной площади поверхности. Потому что доли печени мыши значительно отличаются по размеру и некоторые части ткани будет рвать, это будет производить ряд PCLS с различными участками поверхности. Окончательные размеры площади поверхности PCLS зависят от того, сколько материала необходимо в последующих приложениях анализа и сколько репликатов необходимо. Резка больших PCLS на более мелкие несколько частей одного и того же приблизительного размера врожденно позволит увеличить количество экспериментальных репликаток.
  4. Используя стерильные щипцы или небольшую кисть, перенесите нарезанные кусочки ткани в колодцы 12 хорошо пластины, содержащей 1 мл средней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Позаботьтесь, чтобы подтвердить консистенцию толщины и формы ломтиков ткани. Разделы, которые темнее, чем в среднем предложить толщину ткани больше и должны быть отброшены. Более легкие ломтики предполагают наличие вылеченного клея цианоакрилата и должны быть отброшены.
  5. Инкубировать ломтики печени при 37 градусах Цельсия и 5% CO2 при 95% влажности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другие группы использовали методы для повышения доставки кислорода к PCLS, которые, как представляется, продлить время выживания тканей6,10,11,12,13 (см. раздел обсуждения).
  6. На следующий день измените среду культуры с помощью ручного пипетки (а не всасывания), чтобы предотвратить потерю ткани из-за ошибок всасывания. Впоследствии, изменение среды на PCLS ежедневно. PCLS теперь готовы к экспериментальному использованию.

5. Пример применения PCLS

  1. На 16 h пост-поколения, лечить PCLS с тремя различными желчных кислот: гликохоловая кислота (GCA), таурочохоловая кислота (TCA), и холовая кислота (CA) (как соли натрия, все в концентрации 150 мкм) в течение 2 дней.
  2. После 2 дней лечения желчных кислот, экстракт мРНК путем размещения ломтиков ткани в ледяной РНК-лизбуфер и быстро гомогенизации с помощью бисера гомогенизатор(Таблица материалов).
  3. Очистите РНК с помощью комплекта изоляции РНК(Таблица материалов)и создайте кДНК из очищенной РНК.
  4. Выполните количественную реакцию цепи полимеразы (Таблица материалов) с помощью конкретных грунтовок (Таблица 1) на cDNA для изучения экспрессии генов.

Результаты

Для определения жизнеспособности клеток PCLS с течением времени измерялись уровни аТС тканей. Уровни АТС, как правило, пропорциональны жизнеспособности. PCLS (около 15 мм2 в области) были культивированы в нормальном Уильяма E среде с 10% FBS, то в определенные точки времени, печени ломтики ...

Обсуждение

Протокол демонстрирует применение изоляции murine PCLS и культуры тканей, а процедуры предназначены для оценки жизнеспособности и полезности, а также для изучения воздействия экзогенных посредников печенской патобиологии с использованием биохимических анализов, гистологии и qPCR. Экспери?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана научно-исследовательскими грантами Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям (NHMRC) Австралии (Grant No. APP1048740 и APP1142394 в Г.А.Р.; APP1160323 в J.E.E.T., J.K.O., G.A.R.). Грант А. Рамм поддерживается старшим научным сотрудником от NHMRC Австралии (Грант No. APP1061332). Мануэля Фернандеса-Рохо поддержала программа TALENTO Мадрида, Испания (T1-BIO-1854).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10 cm Petri DishGREINER664160Sterile Dish
12 Well Tissue Culture Plate Flat BottomGreiner Bio-one665180
70% Ethanol Solution (made with AR Grade)Chem-Supply Pty LtdEA043-20L-PDisinfection solution
AcetoneChem-Supply Pty LtdAA008-2.5L
Cholic acidSigma-AldrichC1129-100G
Cyanoacrylate Super GlueParfix, DuluxGroup (Australia)Other brands should work
Disposable Single Edge Safety Razor BladesMixed
Dissection BoardMade in-houseSterile material over polystyrene
Fetal Bovine SerumGE Healthcare Australia Pty LtdSH30084.02
Forceps sharp point 130 mm longThermoFisher ScientificMET2115-130
Forma Steri-Cycle CO2 IncubatorThermoFisher Scientific371
GlutamineLife Technologies Australia Pty Ltd25030081
Glycocholic acid hydrateSigma-AldrichG2878-100G
ISOLATE II RNA Mini KitBioline (Aust) Pty LtdBIO-52073
Ketamine 50 mlProvetKETAI1
Krebs-Henseleit Buffer with Added Glucose 2000 mg/LSigma-AldrichK3753Can also be made in house
Laminar Flow HoodHepa air filtration
NanoDrop 2000/2000c SpectrophotometersThermoFisher Scientific
Penicillin-Streptomycin, Liq 100 mlLife Technologies Australia Pty Ltd15140-122
Picro Sirius RedABCAM Australia Pty Ltdab246832
Pipette Tips Abt 1000 µl Filter InterpathInterpath24800
Pipette Tips Abt 10 µl Filter InterpathInterpath24300
Pipette Tips Abt 200 µl Filter InterpathInterpath24700
Pipette Tips Abt 20 µl Filter InterpathInterpath24500
Precellys HomogeniserBertin InstrumentsP000669-PR240-A
ProtractorGenericTo measure blade angle
Quantstudio 5 QPCR Fixed 384 BlockApplied Biosystems/ ThermoFisher Scientific
Scalpel BladeMixed
Scalpel Blade HolderMixed
SensiFAST cDNA Synthesis KitBioline (Aust) PTY LTD
Small Paintbrush with Plastic HandleMixedPlastic handle resists ethanol
Square-Head ForecepsMixed
Sterile 50 ml Plastic TubesCorning Falcon352098
Surgical ClampsMixed
Surgical ForcepsMixed
Surgical PinsMixed
Surgical ScissorsMixed
Taurochoic acidSigma-AldrichT-4009-5G
Vibratome SYS-NVSLM1 Motorized VibrosliceWorld Precision InstrumentsSYS-NVSLM1With thermoelectric cooling
Williams Medium ELife Technologies Australia Pty Ltd125510322.0 g/l glucose
Xylazine 100 mg/mL 50 mLProvetXYLAZ4

Ссылки

  1. Sircana, A., Paschetta, E., Saba, F., Molinaro, F., Musso, G. Recent Insight into the Role of Fibrosis in Nonalcoholic Steatohepatitis-Related Hepatocellular Carcinoma. International Journal of Molecular Sciences. 20 (7), 1745 (2019).
  2. Kohn-Gaone, J., Gogoi-Tiwari, J., Ramm, G. A., Olynyk, J. K., Tirnitz-Parker, J. E. The role of liver progenitor cells during liver regeneration, fibrogenesis, and carcinogenesis. American Journal of Physiology-Gastrointestinal Liver Physiology. 310 (3), 143-154 (2016).
  3. Ouchi, R., et al. Modeling Steatohepatitis in Humans with Pluripotent Stem Cell-Derived Organoids. Cell Metabolism. 30 (2), 374-384 (2019).
  4. Vickers, A. E., Fisher, R. L. Organ slices for the evaluation of human drug toxicity. Chemico-Biological Interactions. 150 (1), 87-96 (2004).
  5. Olinga, P., Schuppan, D. Precision-cut liver slices: a tool to model the liver ex vivo. Journal of Hepatology. 58 (6), 1252-1253 (2013).
  6. Paish, H. L., et al. A Bioreactor Technology for Modeling Fibrosis in Human and Rodent Precision-Cut Liver Slices. Hepatology. 70 (4), 1377-1391 (2019).
  7. Prins, G. H., et al. A Pathophysiological Model of Non-Alcoholic Fatty Liver Disease Using Precision-Cut Liver Slices. Nutrients. 11 (3), 507 (2019).
  8. Ramm, G. A., et al. Fibrogenesis in pediatric cholestatic liver disease: role of taurocholate and hepatocyte-derived monocyte chemotaxis protein-1 in hepatic stellate cell recruitment. Hepatology. 49 (2), 533-544 (2009).
  9. Pozniak, K. N., et al. Taurocholate Induces Biliary Differentiation of Liver Progenitor Cells Causing Hepatic Stellate Cell Chemotaxis in the Ductular Reaction: Role in Pediatric Cystic Fibrosis Liver Disease. The American Journal of Pathology. 187 (12), 2744-2757 (2017).
  10. Clouzeau-Girard, H., et al. Effects of bile acids on biliary epithelial cell proliferation and portal fibroblast activation using rat liver slices. Lab Investigation. 86 (3), 275-285 (2006).
  11. Szalowska, E., et al. Effect of oxygen concentration and selected protocol factors on viability and gene expression of mouse liver slices. Toxicology in Vitro. 27 (5), 1513-1524 (2013).
  12. Koch, A., et al. Murine precision-cut liver slices (PCLS): a new tool for studying tumor microenvironments and cell signaling ex vivo. Cell Communication and Signaling. 12, 73 (2014).
  13. Granitzny, A., et al. Maintenance of high quality rat precision cut liver slices during culture to study hepatotoxic responses: Acetaminophen as a model compound. Toxicology in Vitro. 42, 200-213 (2017).
  14. Wu, X., et al. Precision-cut human liver slice cultures as an immunological platform. Journal of Immunological Methods. 455, 71-79 (2018).
  15. Zarybnicky, T., et al. Inter-Individual Variability in Acute Toxicity of R-Pulegone and R-Menthofuran in Human Liver Slices and Their Influence on miRNA Expression Changes in Comparison to Acetaminophen. International Journal of Molecular Sciences. 19 (6), 1805 (2018).
  16. van de Bovenkamp, M., et al. Precision-cut liver slices as a new model to study toxicity-induced hepatic stellate cell activation in a physiologic milieu. Toxicology Sciences. 85 (1), 632-638 (2005).
  17. Buettner, R., et al. Efficient analysis of hepatic glucose output and insulin action using a liver slice culture system. Hormone and Metabolic Research. 37 (3), 127-132 (2005).
  18. Lagaye, S., et al. Anti-hepatitis C virus potency of a new autophagy inhibitor using human liver slices model. World Journal of Hepatology. 8 (21), 902-914 (2016).
  19. Gobert, G. N., Nawaratna, S. K., Harvie, M., Ramm, G. A., McManus, D. P. An ex vivo model for studying hepatic schistosomiasis and the effect of released protein from dying eggs. PLoS Neglected Tropical Diseases. 9 (5), 0003760 (2015).
  20. Jaiswal, S. K., Gupta, V. K., Ansari, M. D., Siddiqi, N. J., Sharma, B. Vitamin C acts as a hepatoprotectant in carbofuran treated rat liver slices in vitro. Toxicology Reports. 4, 265-273 (2017).
  21. Plazar, J., Hreljac, I., Pirih, P., Filipic, M., Groothuis, G. M. Detection of xenobiotic-induced DNA damage by the comet assay applied to human and rat precision-cut liver slices. Toxicology in Vitro. 21 (6), 1134-1142 (2007).
  22. van de Bovenkamp, M., Groothuis, G. M., Meijer, D. K., Olinga, P. Precision-cut fibrotic rat liver slices as a new model to test the effects of anti-fibrotic drugs in vitro. Journal of Hepatology. 45 (5), 696-703 (2006).
  23. Guyot, C., et al. Fibrogenic cell phenotype modifications during remodelling of normal and pathological human liver in cultured slices. Liver International. 30 (10), 1529-1540 (2010).
  24. Bigaeva, E., et al. Exploring organ-specific features of fibrogenesis using murine precision-cut tissue slices. Biochim Biophys Acta - Molecular Basis Disease. 1866 (1), 165582 (2020).
  25. Kiziltas, S. Toll-like receptors in pathophysiology of liver diseases. World Journal of Hepatology. 8 (32), 1354-1369 (2016).
  26. Mencin, A., Kluwe, J., Schwabe, R. F. Toll-like receptors as targets in chronic liver diseases. Gut. 58 (5), 704-720 (2009).
  27. Finot, F., et al. Combined Stimulation with the Tumor Necrosis Factor alpha and the Epidermal Growth Factor Promotes the Proliferation of Hepatocytes in Rat Liver Cultured Slices. International Journal of Hepatology. 2012, 785786 (2012).
  28. Marshall, A., et al. Relation between hepatocyte G1 arrest, impaired hepatic regeneration, and fibrosis in chronic hepatitis C virus infection. Gastroenterology. 128 (1), 33-42 (2005).
  29. Alpini, G., et al. Bile acid feeding increased proliferative activity and apical bile acid transporter expression in both small and large rat cholangiocytes. Hepatology. 34 (5), 868-876 (2001).
  30. Studer, E., et al. Conjugated bile acids activate the sphingosine-1-phosphate receptor 2 in primary rodent hepatocytes. Hepatology. 55 (1), 267-276 (2012).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

157ex vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены