АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом протоколе описывается воспроизводимая модель ожоговой раны различной глубины у юкатанских минипигов.

Аннотация

Заживление ожоговых ран – сложный и длительный процесс. Несмотря на большой опыт, пластические хирурги и специализированные бригады в ожоговых центрах по-прежнему сталкиваются с серьезными проблемами. Среди этих проблем можно отметить степень обожжения мягких тканей на ранней стадии, что создает тонкий баланс между консервативным лечением и удалением некрозирующей ткани. Термические ожоги являются наиболее распространенным типом, а глубина горения варьируется в зависимости от множества параметров, таких как температура и время воздействия. Глубина горения также изменяется во времени, а вторичное обострение «зоны тени» остается малоизученным явлением. В ответ на эти вызовы было изучено несколько инновационных методов лечения, и многие из них находятся на ранней стадии разработки. Наночастицы в современных повязках на ранах и искусственной коже являются примерами этих современных методов лечения, которые все еще находятся в стадии оценки. В совокупности как диагностика ожогов, так и лечение ожогов требуют существенного прогресса, а исследовательским группам нужна надежная и актуальная модель для тестирования новых инструментов и методов лечения. Среди животных моделей свиньи являются наиболее актуальными из-за их сильного сходства в строении кожи с человеком. В частности, юкатанские минипиги демонстрируют интересные особенности, такие как пигментация меланина и медленный рост, что позволяет изучать высокие фототипы и долгосрочное заживление. Целью данной статьи является описание надежного и воспроизводимого протокола изучения ожоговых ран различной глубины у минипигов Юкатана, что позволяет вести долгосрочное наблюдение и обеспечивает соответствующую модель для диагностики и терапевтических исследований.

Введение

Ожоги являются серьезной проблемой общественного здравоохранения и затрагивают более 480 000 пациентов в США каждый год, по данным Национального репозитория ожогов 1,2. Это приводит к более чем 50 000 ежегодных госпитализаций в связи с несмертельными сложными случаями, требующими углубленной медицинской помощи. Более того, ожоги являются основной причиной смертности и заболеваемости среди военнослужащих и являются причиной от 10% до 30% военных потерь 3,4. Лечение ожогов остается почти неизменным в течение длительного времени, несмотря на его огромное и разнообразное воздействие на пациентов, начиная от физического и заканчивая психологическим и эмоциональным.

Первоначальная диагностика и оценка ожоговых травм приводят к базовой классификации в соответствии с типом ожогов (первый, второй и третий) или глубиной пораженной ткани (поверхностные, частичной толщины и глубокие ожоги)6,7,8. Ожоги частичной толщины (первой и второй степени) затрагивают эпидермис и различную глубину дермы (поверхностные или глубокие ожоги дермы, т.е. поверхностные и глубокие ожоги второй степени)9. В частности, повреждение придатков в глубокой дерме исключает возможность повторной эпителизации из придаткового эпителия10. По определению, ожоги на всю толщину достигают подкожно-жировой клетчатки, фасций и/или нижележащей мышцы (ожоги третьей степени), а иногда и кости (также называемые ожогами четвертой степени)11,12.

После госпитализации пациенты с ожогами получают специальный уход, включающий стратегию, состоящую из тонкого баланса между кюретажем и сохранением тканей. Поврежденные и/или вторично инфицированные мягкие ткани должны быть постепенно удалены до тех пор, пока здоровые ткани не обнажаются, что позволяет использовать специальные повязки и кожные трансплантаты для улучшения процесса заживления 13,14,15,16. Тем не менее, во время операции требуется осторожность, чтобы избежать непреднамеренного удаления заживляющей ткани и уменьшить осложнения для оптимального восстановления. С биологической точки зрения, ожоги представляют собой центральную некротическую область, окруженную зоной «тени» или «стазиса», что указывает на потенциально обратимую ишемию. Эта область может либо ухудшаться, что приводит к расширению зоны некроза, либо заживать путем обращения вспять процесса апоптоза 17,18. Такая различная степень тяжести ожогов создает проблемы для точной оценки хирургами, что усложняет баланс между консервативным лечением и хирургическим иссечением. На сегодняшний день не существует эффективного инструмента, который помог бы охарактеризовать эту «зону тени», предшествующую преобразованию в горение. Разработка таких инструментов имеет решающее значение для оптимизации этого хрупкого баланса.

Было протестировано несколько методов лечения, которые помогают снизить конверсию вторичного ожога. Тем не менее, в настоящее время в клинике18 нет специфической терапии. Другими примерами достижений в лечении ожогов являются разработка современных раневых повязок и наноматериалов20,21, тканеинженерной кожи22,23 и новых подходов к эпидермальной культуре24,25. Кроме того, современная реконструктивная хирургия и кожные фасциокожные лоскуты улучшили лечение отдаленных последствий, особенно ожоговых контрактур после патологического заживления областей складок26,27. Эти достижения открывают многообещающие перспективы для пациентов с ожогами, улучшая их стратегии лечения и качество жизни, но последние результаты показывают, что функциональное воздействие все еще остается значительным, как в физической, так и в психологическойсферах. В совокупности спрос на инновационные достижения как в диагностике ожогов, так и в лечении ожогов значителен.

В целом, многие подходы направлены на улучшение диагностики, ведения и лечения сложных случаев ожогов, и исследователям нужна воспроизводимая и актуальная модель для проверки этих новых подходов. Из-за своей биологической сложности, вовлечения нескольких органов и системных реакций, ни одна модель in vitro не доказала свою актуальность для изучения процесса ожоговой раны29. Модели грызунов показали значительные расхождения с человеческими из-за существенных различий в биологии, архитектуре кожи, эластичности и недостаточной приверженностиосновным структурам. В отличие от этого, модель свиньи оказалась актуальной из-за структурного сходства кожи свиньи с кожей человека 30,31,32. Он характеризуется схожей васкуляризацией, эластичным составом волокон и временем обновления. Кроме того, волосяной фолликул и апокриновые пристройки позволяют проводить островную реэпителизацию, что можно наблюдать при клинических поверхностных ожогах33,34. В частности, юкатанские модели мини-пигов обладают интересными особенностями, что делает их актуальными для изучения пигментированной кожи35 и долгосрочных результатов с минимальными физическимиизменениями36.

Целью данной статьи является описание надежной модели многоградусных ожогов у юкатанских свиней, позволяющей изучить несколько ожогов второй и третьей степени по одному и тому же предмету. Это обеспечивает актуальную и воспроизводимую модель для изучения диагностических и терапевтических инноваций для лечения ожогов. Кроме того, эта модель включает в себя различные типы и тяжесть ожогов, долгосрочное наблюдение, позволяющее изучать ожоговую контрактуру и патологическое заживление, а также дифференциальное поведение пигментированной кожи, которое, как известно, имеет специфические характеристики.

протокол

Все работы на животных выполнялись в соответствии с контрольным списком37 ARRIVE, а также в соответствии с протоколом #2021N000271 Массачусетской больницы общего профиля по уходу за животными и их использованию (IACUC). Гуманный уход за животными был обеспечен в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию38. Для этих экспериментов использовались пять 30-килограммовых самок юкатанских минипигов. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов).

1. Предоперационный уход и анестезия

  1. Голодайте на животных в течение 12 часов перед общей анестезией.
  2. Анестезию начинают внутримышечной инъекцией 2-4 мг/кг тилетамина гидрохлорида и золазепама гидрохлорида и 1-2 мг/кг ксилазина с последующей ингаляцией изофлурана (2-3% в кислороде) (см. Таблицу материалов) для поддержания анестезии во время процедуры.

2. Дизайн ожоговой раны и рандомизация

  1. Чтобы изучить как частичные, так и полные ожоги с отрицательным контролем на одном и том же животном (без межиндивидуальных вариаций), создайте восемь ран на тыльной стороне каждой свиньи в паравертебральной области. Выполните три раны полной толщины, три раны частичной толщины и две контрольные раны.
  2. Пронумеруйте раны от 1 до 8 и выполните рандомизацию, чтобы распределить различные степени ожога (частичная толщина, полная толщина, контроль) в разных анатомических местах на спине.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рандомизация каждой раны (глубины и расположения) выполняется для улучшения значимости: Известно, что дерма свиньи различается по толщинеи составу коллагена. Таким образом, рандомизация на каждом животном используется для уменьшения потенциальных предубеждений.

3. Разграничение раны татуировки

ПРИМЕЧАНИЕ: Первая процедура заключается в создании круглых татуировок на спине свиньи с целью локализации и нумерации ран (Рисунок 1). Это делается за два дня до первоначальной процедуры ожога, чтобы обеспечить лучшую акклиматизацию, но ее можно провести и в день процедуры ожога.

  1. После анестезии (см. Шаг 1) и оротрахеальной интубации в положении лежа на спине40 поместите свинью в положение лежа и подложите мягкие клинья (простыни) под животное для его комфорта и стабилизации (под передними конечностями, пупочной областью и задними конечностями)41. Положите на голову и шею животного одеяло с принудительной циркуляцией воздуха, чтобы поддерживать достаточную температуру тела.
  2. Поместите прямую линию по центру на спине свиньи, чтобы обеспечить симметризацию рисунков.
  3. Проведите дермографической ручкой две вертикальные линии (см. Таблицу материалов) по обе стороны от центральной линии, расположенной на расстоянии 6,5 см от нее. Две боковые линии будут использоваться для размещения центра кругов.
  4. Нарисуйте каждую пару кругов диаметром 4,5 см симметрично, сохраняя минимальное расстояние 4 см между двумя отдельными кругами (Рисунок 1A).
  5. После того, как рисунки будут готовы, проведите одноэтапную подготовку кожи (повидон-йод 7,5%) для уменьшения бактериальной флоры кожи.
  6. Выполните процедуру татуировки42 из восьми кругов по 4,5 см с помощью иглы-тату-машинки, стерильных черных чернил и стерилизованной 5-конечной иглы (см. Таблицу материалов). Окончательный результат представлен на рисунке 1В.
  7. В случае запоздалой процедуры создания ожога нанесите на татуировки мазь с тройным антибиотиком и накройте ее прозрачными клеевыми повязками.

4. Создание ожоговой раны и усовершенствованная повязка на рану

ПРИМЕЧАНИЕ: Ожоги будут создаваться путем размещения латунного блока в контакте с кожей в определенном месте (рандомизация) на 30 секунд (неизменно). Температура будет определять глубину горения.

  1. В день процедуры ожога, после того как животное будет обезболено и помещено в положение лежа, как описано в Шаге 1, поместите цилиндрические латунные блоки в контейнеры из нержавеющей стали, наполненные алюминиевыми шариками (см. Таблицу материалов). Поместите контейнеры на плиту с регулируемой температурой. Установите одну горячую пластину на 65 °C (для ожогов частичной толщины), а вторую — на 93 °C (для ожогов по всей толщине, рис. 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Контейнер можно держать сухим, чтобы избежать ожогов (требуется 2-3 часа для достижения температурного равновесия) или наполовину заполненным водой (30 минут для достижения температурного равновесия). Если используется вода, латунные блоки нужно тщательно просушить до шага 4.5 во избежание последующих ожогов из-за ошпаривания.
  2. Вставьте термометр в латунный цилиндр через центральное отверстие, чтобы контролировать температуру его сердцевины, и подтвердите температуру поверхности с помощью термопистолета. При необходимости увеличьте температуру конфорки до 65 °C или 93 °C в цилиндре, несмотря на незначительное рассеивание тепла.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Алюминиевая фольга может быть использована для покрытия контейнера и еще больше минимизировать рассеивание тепла, быстрее достигая желаемой температуры.
  3. Параллельно поместите животное в положение лежа для проведения процедуры прижигания, аналогичной процедуре татуировки (шаг 3.1).
  4. Как только животное будет готово в положении лежа, подготовьте кожу в три этапа (повидон-йод 7,5%, солевой раствор 0,9%, сушка).
  5. Возьмитесь за латунный блок в термостойких перчатках и поместите его на специальное место татуировки, в зависимости от рандомизации. Запускайте таймер, как только латунный блок коснется кожи. Будьте осторожны, чтобы не оказывать давление на кожу сильнее, чем собственный вес латунного блока.
  6. Через 30 с снимите латунный блок с обшивки и положите его обратно в специальный нагревательный контейнер. Следите за температурой, пока она не достигнет цели, и повторяйте процедуру для всех ран.
  7. Проведите расширенную многослойную подкормку, чтобы обеспечить стабильность повязки после выздоровления животного.
    1. Наложите пропитанную нефтью марлю на каждое место горения, включая контрольные участки, и накройте их сухой нетканой марлей и большой прозрачной клеевой повязкой.
    2. Распылите настойку раствора бензойного раствора на окружающую кожу для лучшего прилегания прозрачных повязок к коже.
    3. Заверните животное в самоклеящуюся повязку, стараясь при этом не перетянуть ее (ограничение легочных объемов).
    4. Завершите повязку, добавив последний слой трубчатого трикотажа (размер, подходящий к животному) (см. Таблицу материалов). В качестве альтернативы можно использовать специально подогнанные свиные куртки, если животное не может содержать повязку в чистоте в течение всего исследования
    5. Обеспечьте правильную анальгезию путем наложения трансдермального опиоидного (фентанилового) пластыря на шею животного после введения однократной дозы бупренорфина (0,05-0,1 мг/кг, в/м) и однократной дозы карпрофена (2-4 мг/кг, в/м).
    6. После каждой анестезии внимательно наблюдайте за животными в течение 2 ч после выздоровления. При необходимости используйте теплую подушку и свободно обеспечьте едой после того, как вы полностью остановитесь.

5. Ожоговая эсшаротомия на всю толщину

ПРИМЕЧАНИЕ: Через 1-3 дня после операции животным будет проведено хирургическое иссечение струпа на всю толщину после получения ожогов третьей степени.

  1. После аналогичной подготовки животного, включая анестезию, интубацию и установку животного в положение лежа на спине, подготовьте кожу с помощью трехступенчатой подготовки кожи, выполните стерильную драпировку спины животного.
  2. Проведите пункционную биопсию 4 мм (см. Таблицу материалов) на ране для подтверждения типа травмы.
  3. Выполнить эсхаротомию43,44 путем кругового разреза струпа стерильным лезвием скальпеля (No 15) до достижения глубоких слоев дермы.
  4. Крепко возьмитесь за одну сторону струпа парой стерильных щипцов Адсона (с зубцами 2/1) (см. Таблицу материалов) и затяните ее вверх, чтобы показать глубокий предел струпа.
  5. Продолжайте эсхаротомию с помощью лезвия скальпеля, оставаясь в той же плоскости в пределах глубокой дермы/подлежащей фасции. Кровоточащая дерма считается признаком жизнеспособности тканей.
    1. Если артериола была разрезана во время процесса, выполните минимальное прижигание с помощью биполярных коагуляционных щипцов (см. Таблицу материалов). ВНИМАНИЕ: Обширное прижигание созданного раневого ложа может привести к задержке заживления, и его следует строго избегать.
  6. Положите первый комплект сухой гуазы на раневое ложе на 5 минут, чтобы усилить местный гемостаз, прежде чем накладывать окончательную повязку.
  7. Перевязайте раны так же, как и ранее (шаг 4.7), с добавлением нескольких сухих марель для заполнения полости. Нанесите те же слои, что и ранее упомянутые: бензоиновый спрей, адгезивную прозрачную повязку, самоклеящуюся пленку, трубчатый трикотаж.
  8. Обеспечьте обезболивание путем замены опиоидного трансдермального пластыря и введения капрофена (2-4 мг/кг, в/м).

6. Последующие повязки на рану

ПРИМЕЧАНИЕ: Последующие подкормки проводятся каждые 2-7 дней, в зависимости от плана экспериментальной обработки и переносимости животного. Наложение повязок на рану может быть прекращено через 21 день, чтобы обеспечить повторную эпителизацию в сухой среде и улучшить переносимость животного. В качестве альтернативы, если группа лечения требует влажной или влажной среды, повязки могут быть продлены до конца исследования. Период наблюдения был продлен до 10 недель с целью изучения как острых, так и длительных процессов заживления.

  1. Обезболивают животное на короткий период и помещают в лежачее положение с помощью носового конуса (изофлуран 2-5 л/мин).
  2. Снимите прежние повязки и очистите раны с помощью стерильного 0,9% физиологического раствора и стерильной марли.
  3. При необходимости примените экспериментальное лечение.
  4. Аналогичным образом, выполняйте последующие биопсии во время этой процедуры, если это необходимо для исследования. Затем животное должно получить обезболивающее лекарство, такое как карпрофен (2-4 мг/кг, внутримышечно, эффект 24 часа).
  5. Закройте все места раны, включая контрольные раны, пропитанной нефтью или эквивалентной марлей, сухой нетканой марлей и адгезивной прозрачной повязкой.

Результаты

На рисунках 2A,B показаны результаты множественных ожогов на спине юкатанского минипига. Раны (I) и (VII) являются контрольными (37 °C). Ранения второй степени (II; III и VIII) проявляются интенсивным покраснением и волдырями. Напротив, раны третьей степен...

Обсуждение

Заживление ран после ожоговых травм является длительным процессом, который может занять до нескольких месяцев, с различными вариантами лечения и соображениями по уходу за пациентом 2,13. Для того чтобы его изучить, нужна надежная и воспр...

Раскрытие информации

Авторы не могут заявить о конфликте интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана щедрым финансированием из детского исследовательского гранта Shriners для S.N.T. Y.B. была поддержана детской больницей Shriners. Мы также выражаем признательность за финансирование S.N.T. со стороны Национального института здравоохранения США (K99/R00 HL1431149; R01HL157803; R01DK134590, R24OD034189), Американской кардиологической ассоциации (18CDA34110049), стипендии Элеоноры и Майлза Шора Гарвардской медицинской школы, Фонда семьи Польски и премии Клафлина за выдающиеся заслуги в ученом от имени отделения хирургии MGH и/или Исполнительного комитета MGH по исследованиям. Кроме того, мы признательны за поддержку, оказанную Исполнительным комитетом по исследованиям Массачусетской больницы общего профиля для присуждения премии Фонда медицинских открытий (FMD) Р.Дж. Наконец, мы высоко ценим поддержку Y.B. со стороны "Fondation des Gueules Cassées" (Франция), Университета Ренна (Франция), CHU de Rennes (Франция) и Французского общества пластической хирургии. Авторы благодарят Исследовательскую лабораторию хирургии Knight за их вклад и помощь в обезболивании животных.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Adson tissue forcepsJarit130-234
Aluminum beadsLab Armor42370-002Lab Armor Beads 
Buprenorphine hydrochlorideRanbaxy PharmaceuticalsNDC:12469-0757-01Buprenex Injectable
CarprofenPfizerNADA 141-199Rymadyl 50mg/ml injectable 
Cylindric brass blockHand-madeN/AEngineering drawing included in the manuscript
Dermographic penMcKessonSurgical Skin Marker Sterile
Disposable #15 surgical scalpelsMedlineMDS15315Scalpel blades
Fentanyl patchMylanNDC:60505-7082Fentanyl Transdermal System
Isoflurane PiramalNDC:66794-013-25Isoflurane, USP
McPherson Bipolar coagulation forcepsBovieA842Reusable, autoclavable
Miltex assorted biopsy punches (3,4 and 5 mm)Integra33-38Biopsy punches- size to adapt to the study
Non woven gauzeStarryshineGZNW222 x 2" non woven 4 ply medical gauze pads
Povidone-IodineBetadineNDC:0034-9200-88Surgical scrub 7.5% 
Sterile isotonic sodium chloride solution 0.9%Aqualite SystemRL-2095Sterile saline solution
Tattoo inkSpaulding & RogersBlack - 2 oz - #9053
Tattoo markerSpaulding & RogersSpecial Electric Tattoo Marker
Tattoo needleSpaulding & Rogers1310251Tattoo 5 point needle
Tegaderm Transparent Film Dressing3M1.628Large transparent adhesive dressing
Temperature-controlled hot plateCole-Parmer03407-11StableTemp hot plate stirrer
ThermometerAmerican ScientificU14295Tube mercury thermometerr
Tiletamine and zolazepam hydrochlorideZoetisNDC:54771-9050Telazol
Tincture of Benzoin SpraySmith&Nephew407000Adhesive layer spray
Triple Antibiotic ointmentFougeraNDC 0168-0012-31Triple antibiotic ointment
Tubular stockinetteMedlineNONNET02Curad Medline Latex Free Elastic Nets
Warming blanket3MBair Hugger 750 warming unit
Xeroform Occlusive Gauze StripCovidien8884433301Xeroform petrolatum wound dressings
XylazineVetoneNDC:13985-704-10AnaSed LA
Yucatàn minipigs (female, 30 kg)Sinclair Bio ResourcesN/AFull pigmentation 

Ссылки

  1. Rui, P., Kang, K. National hospital ambulatory medical care survey: 2017 emergency department summary tables. National Center for Health Statistics. , (2017).
  2. Carter, J. E., et al. Evaluating real-world national and regional trends in definitive closure in u.S. Burn care: A survey of u.S Burn centers. J Burn Care Res. 43 (1), 141-148 (2022).
  3. Atiyeh, B. S., Gunn, S. W., Hayek, S. N. Military and civilian burn injuries during armed conflicts. Ann Burns Fire Disasters. 20 (4), 203-215 (2007).
  4. Gurney, J., Tadlock, M. D., Cancio, L. C. Burn injuries from a military perspective. Current Trauma Reports. 8, 113-126 (2022).
  5. Pruitt, B. A., Wolf, S. E., Mason, A. D. Epidemiological, demographic, and outcome characteristics of burn injury. Total burn care. 4, 15-45 (2012).
  6. Yadav, D. P., et al. Spatial attention-based residual network for human burn identification and classification. Sci Rep. 13 (1), 12516 (2023).
  7. Sadeghipour, H., et al. Blockade of igm-mediated inflammation alters wound progression in a swine model of partial-thickness burn. J Burn Care Res. 38 (3), 148-160 (2017).
  8. Gandolfi, S., et al. Assessment of quality-of-life in patients with face-and-neck burns: The burn-specific health scale for face and neck (bshs-fn). Burns. 44 (6), 1602-1609 (2018).
  9. Lőrincz, A., et al. Paediatric partial-thickness burn therapy: A meta-analysis and systematic review of randomised controlled trials. Life (Basel). 12 (5), 619 (2022).
  10. Keenan, C. S., et al. Full-thickness skin columns: A method to reduce healing time and donor site morbidity in deep partial-thickness burns. Wound Repair Regen. 31 (5), 586-596 (2023).
  11. Ali, H. A., Fayi, K. A., Alkhathami, A. M., Alturaiki, N., Alshammari, E. M. Foot drop in patients with extensive 3rd and 4th degree burn, case series study. Int. J. Burn. Trauma. 13 (1), 8-12 (2023).
  12. Leković, A., Nikolić, S., Djukić, D., Živković, V. Burn index, burn characteristics and carboxyhemoglobin levels in indoor fire-related deaths: Significance and interpretation of the autopsy findings. Forensic Sci Int. 345, 111618 (2023).
  13. Costa, P. C. P., et al. Nursing care directed to burned patients: A scoping review. Rev Bras Enferm. 76 (3), e20220205 (2023).
  14. Souto, J., Rodrigues, A. G. Reducing blood loss in a burn care unit: A review of its key determinants. J Burn Care Res. 44 (2), 459-466 (2023).
  15. Wong, L., Rajandram, R., Allorto, N. Systematic review of excision and grafting in burns: Comparing outcomes of early and late surgery in low and high-income countries. Burns. 47 (8), 1705-1713 (2021).
  16. Abdel-Sayed, P., Hirt-Burri, N., De Buys Roessingh, A., Raffoul, W., Applegate, L. A. Evolution of biological bandages as first cover for burn patients. Adv Wound Care. 8 (11), 555-564 (2019).
  17. Singer, A. J., Mcclain, S. A., Taira, B. R., Guerriero, J. L., Zong, W. Apoptosis and necrosis in the ischemic zone adjacent to third degree burns. Acad Emerg Med. 15 (6), 549-554 (2008).
  18. Lu, M., et al. Research advances in prevention and treatment of burn wound deepening in early stage. Front Surg. 9, 1015411 (2022).
  19. Tuncer, H. B., et al. Do pre-burn center management algorithms work? Evaluation of pre-admission diagnosis and treatment adequacy of burn patients referred to a burn center. J Burn Care Res. 45 (1), 180-189 (2024).
  20. Ashwini, T., et al. Transforming wound management: Nanomaterials and their clinical impact. Pharmaceutics. 15 (5), 1560 (2023).
  21. Caffin, F., Boccara, D., Piérard, C. The use of hydrogel dressings in sulfur mustard-induced skin and ocular wound management. Biomedicines. 11 (6), 1626 (2023).
  22. Oryan, A., Alemzadeh, E., Moshiri, A. Burn wound healing: Present concepts, treatment strategies and future directions. J Wound Care. 26 (1), 5-19 (2017).
  23. Elfawy, L. A., et al. Sustainable approach of functional biomaterials-tissue engineering for skin burn treatment: A comprehensive review. Pharmaceuticals (Basel). 16 (5), 701 (2023).
  24. Gardien, K. L., Middelkoop, E., Ulrich, M. M. Progress towards cell-based burn wound treatments). Regen Med. 9 (2), 201-218 (2014).
  25. Baus, A., et al. marjolin ulcers after cultured epidermal autograft in severely burned patients: A rare case series and literature review. Eur J Dermatol. 31 (6), 759-770 (2021).
  26. Obaidi, N., Keenan, C., Chan, R. K. Burn scar management and reconstructive surgery. Surg Clin North Am. 103 (3), 515-527 (2023).
  27. Lellouch, A. G., Ng, Z. Y., Pozzo, V., Suffee, T., Lantieri, L. A. Reconstruction of post-burn anterior neck contractures using a butterfly design free anterolateral thigh perforator flap. Arch Plast Surg. 47 (2), 194-197 (2020).
  28. Spronk, I., et al. Health related quality of life in adults after burn injuries: A systematic review. PLoS One. 13 (5), e0197507 (2018).
  29. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  30. Carney, B. C., et al. Evaluation of healing outcomes combining a novel polymer formulation with autologous skin cell suspension to treat deep partial and full thickness wounds in a porcine model: A pilot study. Burns. 48 (8), 1950-1965 (2022).
  31. El Masry, M., et al. Swine model of biofilm infection and invisible wounds. J Vis Exp. (196), e65301 (2023).
  32. Nakano, T., et al. Dried human-cultured epidermis accelerates wound healing in a porcine partial-thickness skin defect model. Regen Ther. 22, 203-209 (2023).
  33. Kong, R., Bhargava, R. Characterization of porcine skin as a model for human skin studies using infrared spectroscopic imaging. Analyst. 136 (11), 2359-2366 (2011).
  34. Rosenberg, L. K., et al. A comparison of human and porcine skin in laser-assisted drug delivery of chemotherapeutics. Lasers Surg Med. 53 (1), 162-170 (2021).
  35. Xu, N., et al. Light-activated sealing of skin wounds. Lasers Surg Med. 47 (1), 17-29 (2015).
  36. Yao, F., et al. Age and growth factors in porcine full-thickness wound healing. Wound Repair Regen. 9 (5), 371-377 (2001).
  37. Percie Du Sert, N., et al. The arrive guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410 (2020).
  38. Committee for the Update of the Guide for The care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
  39. Turner, N. J., Pezzone, D., Badylak, S. F. Regional variations in the histology of porcine skin. Tissue Eng Part C Methods. 21 (4), 373-384 (2015).
  40. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).
  41. Moon, P. F., Smith, L. J. General anesthetic techniques in swine. Vet Clin North Am Food Anim Pract. 12 (3), 663-691 (1996).
  42. Granick, M. S., Heckler, F. R., Jones, E. W. Surgical skin-marking techniques. Plast Reconstr Surg. 79 (4), 573-580 (1987).
  43. Grünherz, L., et al. Enzymatic debridement for circumferential deep burns: The role of surgical escharotomy. Burns. 49 (2), 304-309 (2023).
  44. Krieger, Y., et al. Escharotomy using an enzymatic debridement agent for treating experimental burn-induced compartment syndrome in an animal model. J Trauma. 58 (6), 1259-1264 (2005).
  45. Sharma, R., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345 (2022).
  46. Hu, X., et al. Modification and utility of a rat burn wound model. Wound Repair Regen. 28 (6), 797-811 (2020).
  47. Wang, X. Q., Kravchuk, O., Kimble, R. M. A retrospective review of burn dressings on a porcine burn model. Burns. 36 (5), 680-687 (2010).
  48. Monteiro-Riviere, N., Riviere, J. The pig as a model for human skin research. Swine in Biomedical Research: Update on Animal Models. , 17-22 (2005).
  49. Howroyd, P. C., Peter, B., De Rijk, E. Review of sexual maturity in the minipig. Toxicol Pathol. 44 (4), 607-611 (2016).
  50. Nair, X., Tramposch, K. M. The yucatan miniature swine as an in vivo model for screening skin depigmentation. J Dermatol Sci. 2 (6), 428-433 (1991).
  51. Roberts, W. E. Skin type classification systems old and new. Dermatol Clin. 27 (4), 529-533 (2009).
  52. Rice, P., Brown, R. F., Lam, D. G., Chilcott, R. P., Bennett, N. J. Dermabrasion--a novel concept in the surgical management of sulphur mustard injuries. Burns. 26 (1), 34-40 (2000).
  53. Salles, A. G., et al. Fractional carbon dioxide laser in patients with skin phototypes iii to vi and facial burn sequelae: 1-year follow-up. Plast Reconstr Surg. 142 (3), 342-350 (2018).
  54. Bowes, L. E., et al. Treatment of pigmented hypertrophic scars with the 585 nm pulsed dye laser and the 532 nm frequency-doubled nd:Yag laser in the q-switched and variable pulse modes: A comparative study. Dermatol Surg. 28 (8), 714-719 (2002).
  55. Ud-Din, S., Bayat, A. New insights on keloids, hypertrophic scars, and striae. Dermatol Clin. 32 (2), 193-209 (2014).
  56. Zhu, K. Q., et al. The female, red duroc pig as an animal model of hypertrophic scarring and the potential role of the cones of skin. Burns. 29 (7), 649-664 (2003).
  57. Stricker-Krongrad, A., Shoemake, C. R., Bouchard, G. F. The miniature swine as a model in experimental and translational medicine. Toxicol Pathol. 44 (4), 612-623 (2016).
  58. Branski, L. K., et al. A porcine model of full-thickness burn, excision and skin autografting. Burns. 34 (8), 1119-1127 (2008).
  59. Kim, J. Y., Dunham, D. M., Supp, D. M., Sen, C. K., Powell, H. M. Novel burn device for rapid, reproducible burn wound generation. Burns. 42 (2), 384-391 (2016).
  60. Seswandhana, R., et al. A modified method to create a porcine deep dermal burn model. Ann Burns Fire Disasters. 34 (2), 187-191 (2021).
  61. Fan, G. Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. J Vis Exp. (141), e57942 (2018).
  62. Shaw, P., et al. Early cutaneous inflammatory response at different degree of burn and its significance for clinical diagnosis and management. J Tissue Viability. 32 (4), 550-563 (2023).
  63. Asuku, M., Shupp, J. W. Burn wound conversion: Clinical implications for the treatment of severe burns. J Wound Care. 32, S11-S20 (2023).
  64. Bohr, S., et al. Resolvin d2 prevents secondary thrombosis and necrosis in a mouse burn wound model. Wound Repair Regen. 21 (1), 35-43 (2013).
  65. Yucel, B., Coruh, A., Deniz, K. Salvaging the zone of stasis in burns by pentoxifylline: An experimental study in rats. J Burn Care Res. 40 (2), 211-219 (2019).
  66. Xiao, M., et al. 3,4-methylenedioxy-β-nitrostyrene ameliorates experimental burn wound progression by inhibiting the nlrp3 inflammasome activation. Plast Reconstr Surg. 137 (3), 566-575 (2016).
  67. Yeganeh, P. M., Tahmasebi, S., Esmaeilzadeh, A. Cellular and biological factors involved in healing wounds and burns and treatment options in tissue engineering. Regen Med. 17 (6), 401-418 (2022).
  68. Abbas, O. L., et al. Prevention of burn wound progression by mesenchymal stem cell transplantation: Deeper insights into underlying mechanisms. Ann Plast Surg. 81 (6), 715-724 (2018).
  69. Rizzo, J. A., Burgess, P., Cartie, R. J., Prasad, B. M. Moderate systemic hypothermia decreases burn depth progression. Burns. 39 (3), 436-444 (2013).
  70. Battal, M. N., et al. Reduction of progressive burn injury by using a new nonselective endothelin-a and endothelin-b receptor antagonist, tak-044: An experimental study in rats. Plast Reconstr Surg. 99 (6), 1610-1619 (1997).
  71. Bohr, S., et al. Alternative erythropoietin-mediated signaling prevents secondary microvascular thrombosis and inflammation within cutaneous burns. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3513-3518 (2013).
  72. Holzer, P. W., et al. Clinical impact of cryopreservation on split thickness skin grafts in the porcine model. J Burn Care Res. 41 (2), 306-316 (2020).
  73. Davis, S. C., Mertz, P. M., Eaglstein, W. H. Second-degree burn healing: The effect of occlusive dressings and a cream. J Surg Res. 48 (3), 245-248 (1990).
  74. Svensjö, T., Pomahac, B., Yao, F., Slama, J., Eriksson, E. Accelerated healing of full-thickness skin wounds in a wet environment. Plast Reconstr Surg. 106 (3), 602-612 (2000).
  75. Kuznetsova, T. A., Andryukov, B. G., Besednova, N. N. Modern aspects of burn injury immunopathogenesis and prognostic immunobiochemical markers (mini-review). BioTech (Basel). 11 (2), 18 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены