폐동맥 고혈압의 설치류 모델의 혈역학 특성

요약

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

초록

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease.

Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

서문

폐동맥 고혈압 (PAH)의 염증 세포의 침윤, 평활근 증식 및 내피 세포의 세포 사멸과 관련된 폐 혈관의 질환이다. 이러한 변화는 연속적으로 우심실 (RV) 부전 및 심장 마비로 이어지는 폐 동맥의 폐색이 발생할. PAH의 PAH와 RV 실패를 기초 병태 생리를 이해하기 위해,이 질병을 연구 약물 유전 모델 등 다양한 모델의 수는 ^(1,2 다른 평가)이 개발되었다.

이러한 모델 중 가장 인기가 쥐에서 저산소증 유발 마우스에서 (의 Hx) PAH와 monocrotaline (MCT) 및 SU5416 - 저산소증 (SuHx) 모델이다. 마우스의 Hx 모델에서, 마우스는 내측 확산 얻어진 개발 (0.10 FIO2 18,000 피트의 높이에 대응하여, 기압에 서의 인위적 또는 기압 성 중) 저산소증 4 주에 노출되어, RV를 증가 SYST올리치 압력과 RV 비대 ^3의 개발. 다음 PAH ^4의 개발 결과 불분명 한 메커니즘을 통해 폐 내피 세포에 손상 60 ㎎ / ㎏ 결과의 단일 용량에서 MCT. SU5416 유사한 병리 적 변화 영구 폐 고혈압 3 주 결과 만성 저산소증에 노출 된 다음 60 ㎎ / ㎏의 단일 피하 주사와 혈관 내피 성장 인자 수용체 (VEGFR) 1 및 2 차단기의 억제제 및 치료 A는 즉, 폐색 성 혈관 병변 ^(5)의 형성과, 인간의 질병에서 본 것이다. 지난 몇 년 동안, 폐동맥 고혈압 여러 형질 전환 마우스 모델이 개발되었다. 다음은 BMPR2 유전자 돌연변이가 PAH 모두 가족과 특발성 형태로 발견되는대로, 헴 시게나-1 녹아웃 및 IL-6 과발현은 (다른 곳에서 ^1,2 검토) 녹아웃과 뼈 형태 형성 단백질 수용체 2 (BMPR2)의 돌연변이를 포함한다.

PH의 서로 다른 설치류 모델은 폐 고혈압, RV 비대 및 RV 실패의 다른 수준이 있습니다. 저산소증 및 다양한 형질 전환 마우스 모델 래트 모델 중 어느 ^하나보다 온화한 PAH를 초래하지만, 다른 유전자의 돌연변이와 관련 분자 신호 전달 경로의 테스팅을 허용한다. MCT 여러 조직 ⁴ 내피 세포에 독성이 나타납니다 있지만 MCT 모델은 심한 PAH가 발생할 않습니다. 두 약물 조작 및 저산소증에 노출이 필요하지만 혈관에 의해 특징입니다 SuHx 모델은 인간의 특발성 PAH에서 본 것과 더 유사 변경합니다. 또한,이 모든 모델에, PAH의 개발과 관련된 병리 조직 학적 변화, 폐 압력과 RV 기능 사이의 단절이있을 수 있습니다. 이 조직 학적 변화 사이의 비례 관계 pulmon 심각도 보통가 인간 질환 대조적이다진 고혈압과 RV 장애의 정도. 따라서, PH 이러한 설치류 모델의 포괄적 인 특성화가 필요하고, (심장 도관에 의한) (일반적으로 심 초음파에 의한) RV 기능의 평가, 혈역학과 마음의 조직 병리학 및 (조직 수확에서) 폐를 포함한다.

이러한 프로토콜에서는, 래트 및 마우스에서 PAH 모델 혈역학 특성에 사용되는 기본적인 방법을 설명한다. 이러한 일반적인 기술은 우심실과 폐동맥 혈관 모든 연구에 적용 할 수 있고, PAH 모델에 한정되지 않는다. 심 초음파에 의해 RV를 떠올리 쥐 비교적 간단하지만, 그들의 크기와 RV의 복잡한 형상에 마우스에 더 도전이다. 또한, 이러한 TAPSE으로 정량화 RV 기능을 위해 사용되는 일부 대리는 폐 동맥 (PA) 가속 시간 및 PA 도플러 파형 노칭은 물론 인간 확인되지 않고 폴리 우레탄의 평가에 약하게 상관 관계lmonary 고혈압과 침습적 혈역학 적으로 RV 기능. 임피던스 카테터 오픈 가슴 카테터는 압력 - 볼륨 (PV)의 결정을 할 수 루프 및 자세한 혈역학 적 특성 있지만 RV의 혈역학의 결정은 최고의 영감과 음의 흉부 압박의 효과를 유지하기 위해 폐쇄 가슴 완료 . 모든 절차와 마찬가지로, 절차 환경을 개발하는 것은 실험의 성공에 중요하다.

프로토콜

설명 모든 절차는 의학의 듀크 대학의 동물 관리 지침을 따르십시오.

1. 전에 절차를 시작하기

주 : 동물 절차에 앞서, 해당 기관의 허가를 얻어되어 있는지 확인합니다. 모든 절차와 마찬가지로, 어떤 동물의 고통이 없다는 것을 보장하기 위해 적절한 진통제를 사용합니다.

1. 헤파린 멸균 생리 식염수 (100 U / ㎖)을 세척 카테터는 개통을 보장합니다. 마크 목의 중간에 마음에서 길이에 카테터 상당의 끝에서 점 (약 쥐에 대한 4cm 및 마우스에 대한 2cm).
2. 마우스 나 쥐를 마취. 마취의 선택은 이소 플루 란 (유도 3~4%, 유지 관리 100 % 산소와 혼합 1.5 %), 케타민 / 자일 라진 (80-120 / 10 ㎎ / ㎏)과 펜토 바르 비탈 (40-80 ㎎ / ㎏)를 포함 ^6.
   1. 예를 들어, 케타민과 : 자일 라진 (80 ~ 120 ㎎ / ㎏ : 10 ~ 16 생쥐에 대한 ㎎ / ㎏ IP 및 80 ~ 100 ㎎ / ㎏ : 5-10mg 쥐에 대한 / kg IP)을 단일 투여 량은 마취의 20 ~ 50 분 동안 지속됩니다. 심 초음파를 들어, 이소 플루 란 (유도 3-4 % 및 유지 보수 1.5 %)와 마우스 또는 쥐를 마취. 그 금단 반사가 결석 확인하기 위해 외과 영역에서 설치류를 곤란하게하여 마취 깊이를 평가합니다. 마취 동안 건조를 방지하기 위해 눈에 수의학 연고를 사용합니다.
      참고 : 다른 마취제 적절한 사용과 최적화를 신뢰할 수있는 결과를 얻을 수 있습니다 ⁽⁶ 곳 검토). 자일 라진 : 카테터에 대한 우리의 선호 케타민을 사용하는 것입니다. 케타민 / 자일 라진과 과다 복용은 근본적으로 심장 박동 및 심장 기능이 저하 될 수 있으므로 적절한 온도와 호흡 제어를 유지하는 것이 중요합니다. 생쥐의 심장 박동 (> 400 / 분)을 유지하기 위해, 우리는 정기적으로 양국 간 vagotomy을 수행합니다. 충분한 여기 케타민 / 자일 라진의 양은 것입니다 일반적으로 지난 20 ~ 30 분, 개방 또는 폐쇄 가슴 심장 카테터 중 하나가 다음에 수행동물을 안락사.
3. 수술 (그림 1)의 쥐 / 마우스를 준비합니다.
   1. 가슴의 털을 면도 (심 초음파 검사를 허용하는) 및 외과 영역에서 오른쪽 목입니다.
   2. 바깥쪽으로 betadine을 사용하여 중앙에서 원형 스윕으로 면도 외과 영역을 스크럽, 70 % 알코올 면봉으로 세정 하였다.
   3. 아래 온난화 패드 수술 플랫폼에서 동물을 놓습니다. 37-37.5 ℃의 체온을 유지하기 위해 상기 가열 레벨을 설정한다. 직장 프로브와 함께 체온을 모니터링합니다. 저체온증은 중요한 데요 크게 서맥과 고열 결과가 발생할 수 있습니다.

2. 심 초음파

참고 : 설치류 심 초음파에 대한 자세한 설명은 다른 곳에서 ⁷ 설명한다. 마우스의 경우, 마취 전, 이미지 웨이크 수동 억제 동물을 얻을 수있다. 쥐를 들어,심장 초음파 검사 이전에이 쥐로 선호 마취 수동) 깨어있는 동안 억제하기에 너무 큽니다.

1. 흉골 긴 축 (PLAX)보기.
   1. 플랫폼에 부정사 위치에 동물을 배치하거나 수동으로 억제.
   2. 2 차원 라이브 영상을 투사하는 B 모드를 선택합니다.
   3. 왼쪽 흉골 라인에 쥐를위한 마우스 40 MHz 또는 25 MHz의 주파수와 초음파 변환기를 맞춘 다음 변환기 프로브 표시등이 꼬리 방향으로 가리키는 시계 반대 방향으로 30도 회전 (5 ~ 11시 라인 위치) . 각도가 약간 (동일한 면내 단층 변환기의 짧은 축 방향으로 요동) 변환기가 화면 중앙에 전체 LV 챔버 뷰를 얻었다.
   4. 찾아 이러한 해부학 적 구조 (그림 2A)보기 : 좌심실 (LV)의 루멘을; 심실 중격 (IVS); 우심실 (RV)의 루멘; 상행 대동맥 (AO); 및 좌심방 (LA).
   <리> M 모드로 전환, 일단이 상기 구조는 명확하게 시각화된다. 기준점으로서 AO를 사용 LV 루멘의 넓은 부분을 통해 표시 라인을두고 또한 LV 챔버 (도 2B)의 중심에서의 초점 심도 거짓말을 만든다. 트랜스 듀서의 만곡을 변경하고 M 모드 측정을 획득하여 RV의 유사한 측정을합니다.
   5. 오프라인 측정 (LV 챔버 치수, FS 및 LV 벽 두께)에 대한 데이터를 기록하는 비디오 루프를 생성하는 동화상 저장소를 사용한다.
   6. 대동맥에서 PW 커서를 배치하고 (그림 2C)를 기록하여 PW 도플러 모드에서 대동맥 유출의 도플러 추적을 얻습니다.
2. 대동맥 수준에서 흉골 짧은 축보기 (PSAX).
   1. B 모드로 전환합니다.
   2. 흉골 짧은 축보기 (그림 3)을 얻기 위해 흉골 긴 축보기에서 변환기를 시계 방향으로 90 ° 회전합니다. ID로 두개골을 향해 트랜스 듀서를 이동 각도대동맥 판막 단면도를 entify.
   3. 폐 밸브 전단지 및 폐동맥 계속 대동맥의 오른쪽 상단에 현지화 된 초승달 모양의 구조로 우심실 유출로 (우심실 유출로를) 확인합니다.
   4. 수동으로 같은 위치를 고정. PW 도플러 모드로 전환합니다.
      참고 : 설치류를 잡고 프로브 트랜스 듀서 위치에서의 움직임과 변화를 최소화 할 수 있습니다에 대한 역 플랫폼을.
   5. 우심실 유출의 중심 폐동맥 판막의 레벨에 샘플 볼륨 근접하게 배치하고, 용기 (도 3B)를 통해 혈액의 흐름 방향에 평행 한 커서를 위치.
      주 : 혈액 흐름 방향으로 샘플링 각도를 조정하거나 각도의 변화를 정정하기 위해 초음파 소프트웨어를 사용하는 것이 중요하다. 보정없이 용기의 최대 각도가 속도 ~ 15 % 과소 평가 대응 30 °이다.
   6. 치흰색 테두리 어두운 중공 내부의 층류를 나타내는 혈류 (도 3c)이 "좋은"도플러 엔벨로프를 얻기 위해 필요한 UST 스케일 (혈류 속도). 도플러 추적을 기록합니다.
      참고 : "나쁜"도플러 봉투 충분한 흰색 테두리와 어두운 중공을 수용하지 않습니다.
   7. 카테터는이 시점에서 실행되지 않는 경우, 마취가 사용 된 경우 설치류를 복구 할 수있다. 이 흉골 드러 누움을 유지하기 위해 충분한 의식을 회복하고 완전히 복구 될 때까지 다른 동물의 회사에 반환하지 않습니다 때까지 설치류 방치하지 마십시오. 카테터 삽입이 수행되는 경우, 제 3 항에 진행합니다.

3. 마우스 오른쪽 심장 도관

1. RV 압력 측정을위한 폐쇄 가슴 접근
   1. 설정:
      1. 압력과 chann의 소프트웨어에서 입력 채널 1에 압력 변환기, 설정 채널 1에 연결심장 박동에 대한 엘 2.
      2. mmHg의 단위로 변환하기 위해, 기준 추적 기록 (혈압 변환기 및 PE 배관을 사용하는 경우) 수동으로 압력 게이지를 사용하여 압력 조정을 수행한다. 그런 다음 채널 1에서 단위 변환을 수행합니다.
      3. 채널 2에서주기적인 측정을 선택하고 측정을위한 소스 및 속도에 대한 채널 1을 선택합니다 채널의 입력을 해제, 심장 박동을 설정합니다.
   2. 깊이 초점과 5 배의 배율과 해부 현미경 아래에 마우스 / 쥐를 놓습니다.
   3. 흉골 (도 1)에 하악으로부터 피부를 절개. 완전히 경추 영역을 노출시키는 절개의 각 측면에 한 쌍의 견인기를 놓는다.
   4. 퉁명스럽게 잘 무딘 팁 집게 (그림 4A, B)를 사용하여 정 맥 오른쪽 외부 경정맥을 노출 침샘을 분리 해부.
   5. 조심스럽게 주위의 결합 조직에서 오른쪽 외부 경정맥을 격리 할 것.
   <(오른쪽 외부 경정맥 아래 (가능한 하악에 가까운) 말단 혈관을 결찰 한 후 근위 느슨한 매듭을 묶어, 리> 실크 봉합사의 두 조각 (마우스에 대한 6-0 쥐에 대한 4-0) 배치 도 4c).
   6. 말단 묶여 매듭에 작은 "닉"(컷) 기부를 만들기 위해 홍채 가위를 사용합니다.
   7. 겸자와 카테터를 잡고 정맥의 절단에 카테터를 삽입 한 다음 근위 매듭을 조입니다.
      참고 : 우리는 일반적으로 폴리에틸렌 (PE) -10 튜브 (~ 2 천을 크기) 마우스 및 대한 사용 PE를-50 (~ 3 천을 사이즈) 31 G, 21 G 바늘을 통해 일정한 압력 변환기에 연결되어 쥐, 그리고 교정. 길이가 약 우심실에서 팁의 위치에 대응에 마커로 카테터를 표시합니다. PE 배관에 대한 대안으로서, micromanometer 카테터를 사용할 수있다. 조심스럽게 말초 매듭을 당기는 것은 카테터를 소개 할 수 있습니다.
   8. 부드럽게 오른쪽 심장과 모니터에 카테터를 밀어마크에 따라 발전의 깊이. RV의 압력 카테터의 위치를 확인하고 확인하는 소프트웨어의 압력 추적 (도 5)를 모니터링.
   9. 움직이지 카테터를 유지하고 데이터 2 분 (다음 시작 버튼에 기록 전환 데이터)를 수집합니다.
   10. 컬렉션 (4 장)을 샘플로 이동합니다.
2. RV PV 루프 분석을위한 오픈 가슴 접근.
   주 : 우심실 PV 루프 분석에 의한 RA에 SVC에서 통과하지 컨덕턴스 카테터의 강성에 폐쇄 상자 방식으로 수행 될 수 없다. 시판 전도 카테터는 LV의 PV 루프 분석을 위해 설계되었습니다.
   1. 전도를위한 채널 1 세트 소프트웨어에서, 압력 채널 2; 심장 박동 및 채널 3.
   2. 16 G 테프론 튜브 쥐를 삽관 및 기계적 인공 호흡기에 튜브를 연결합니다. 계산하고 후속하여 생쥐 또는 쥐에 대해 환기 파라미터를 설정보내고 식 ⁶ : 호흡량 (V의 _t, ㎖) = 6.2 X M ^{1.01 (M} = 동물의 질량, kg); 호흡 속도 (RR, 분 ^-1) = 53.5 X M ^-0.26 (도 6A).
   3. 수술 부위에 털의 확산을 감소시키기 모피에 70 % 알코올을 확산.
   4. xyphoid 과정 아래 절개를 확인하고 양측 옆구리를 향해 가위로 피부를 해부하다.
   5. 복부 벽을 통해 잘라 다이어프램을 따라 양측 절개하여 복강을 엽니 다.
   6. 마음의 정점을 노출하고 양측 흉곽 (그림 6A)를 절단하는 다이어프램을 엽니 다. 주사기를 사용하여 흉부 및 복막 공동으로 생리 식염수를 분사하여 증발 및 조직의 건조를 방지합니다.
      참고 : 우리는 일반적으로 복강 리브 케이지를 엽니 다 해부 가위를 사용합니다. 출혈은 일반적으로 중요하지 않다, 그러나 출혈하면, 전기 소가 사용될 수있다.
   7. 조심스럽게 분리 제주변의 결합 조직에서 전자 하대 정맥 (IVC).
   8. 하대 정맥 주위 (마우스에 대한 6-0 쥐에 대한 4-0), 다음 느슨한 매듭을 묶어 (또는 16 G 테프론 튜브를 통해 봉합 스레드) (그림 6B)를 실크 봉합사의 조각을 놓습니다.
   9. RV를 무료 벽에 27 ~ ​​30 게이지 바늘 평행으로 혀끝의 RV 무료 벽에 구멍과 바늘을 제거합니다. 보다 4mm에 바늘을 밀어하지 않도록주의하십시오.
      참고 : 또는 PE-60 튜빙의 작은 조각이 RV 에이펙스로 컨덕턴스 카테터의 구멍을 안내 할 수있다.
   10. 모든 전극이 심실 (그림 6C) 내부 때까지 혀끝의 RV 무료 벽에 감긴 자상을 통해 전도 카테터 팁을 삽입합니다.
   11. 소프트웨어의 압력 볼륨 루프 모니터링하고 심각한 호흡기 변화 (도 7B, C)을 입증하지 않는 일관 루프 형상을 얻을 수는 카테터의 위치를 조정한다.
   12. 기록기준 태양 광 발전은 태양 광 발전의 숫자 루프를 얻기 위해 최소 10 초 동안 (다음 시작 버튼에 기록 전환 데이터)를 반복합니다.
   13. 프리로드를 변경하고 PV 루프를 기록하는 IVC 주위에 배치 봉합사를 당깁니다. 오프라인 데이터를 분석 및 RV 수축 기능 (도 7D)의 각종 파라미터를 도출. 이 분석은 이전 ⁸ 설명되었다.
       참고 : IVC는 대안 집게에 의해 폐색 될 수있다. 예압의 저하를 확인하는 RV 압력 추적을 모니터한다.
   14. 이전에 볼륨 단위로 ⁶ 전도도 단위에서 변환 할 수 있도록 한 바와 같이 염분과 큐벳 교정을 수행합니다.
   15. 데이터를 기록 후, 조심스럽게 밖으로 카테터를 당겨 즉시 식염수 수조에 카테터의 끝을 배치합니다. 마무리되면, 제조업체의 지침에 따라 카테터를 청소하십시오.

심장 및 폐 샘플 4. 컬렉션

참고 : 여기의 절차로터미널로 설명 재, 동물은 폐쇄 또는 오픈 가슴 바로 심장 카테터 중 후 안락사해야합니다.

1. 흉부 (양측 개흉술)을 열어 쥐를 안락사 폐쇄 가슴 접근 방식이 사용 된 경우, exanguination, 또는 마취 과다 복용 후 인공 호흡기를 돌려.
   참고 : 경추 탈구는하지 않는 것이 좋습니다.
2. 폐의 팽창 관류를 수행하려면 (20)의 압력 CMH ₂ O와 폐를 부풀려 설정 ringstand에 인플레이션 튜브를 연결합니다 (그러나 폐를 팽창 아직 밸브를 열지 마십시오).
3. 직설적 근육과 결합 조직 주변에서 기관지 해부.
4. (; 마우스에 대한 6-0 쥐에 대한 4-0)기도 주위를 한 다음 느슨한 매듭을 묶어 실크 봉합사의 조각을 놓습니다.
5. 조심스럽게 머리를 눌러 기관 스트레칭과 하악에 가까운 컷 (둘레의 70 %)을 확인합니다.
6. 부드러운 신축성을 유지하고 기관 (마우스 20 G 또는 쥐 16 G) 캐 뉼러를 삽입합니다.봉합사를 사용하여 캐 뉼러를 고정합니다. 인플레이션 튜브에 정맥을 연결하고 고정 제의 역류를 방지하기 위해 정맥 주위의 봉합을 묶어.
7. RV를 무료로 벽을 찔러 폐 동맥으로 주입하기 위해 10 ML의 주사기를 사용하여 PBS로 폐를 플래시합니다. 폐는 희게을 시작하면 닉 아트리움을 떠났습니다.
8. 대동맥의 루트에 절단하여 마음을 수확.
9. 모기 지혈제를 사용하여 폐의 우측 하엽을 고정하고 오른쪽 하엽를 잘라. 마이크로 원심 튜브에 조각을 넣고 액체 질소에 동결 스냅.
10. 기관을 결찰 한 다음 기관의 정맥을 5 분 동안 10 %의 버퍼 중립적 인 포르말린과 폐를 부풀려 제거합니다.
11. 흉부에서 폐를 해부 10 % 버퍼링 중립적 인 포르말린으로 고정한다.
    참고 : 냉동 섹션 이후 준비를 위해 희석 OCT에서 동결 : 또는 최적의 절단 미디어 폐 팽창 (PBS로 1 OCT를 1 희석).
12. 면밀히심실에서 심방을 분리하고, 심실 중격과 함께 해부하여 우심실 무료 벽을 격리 할 것.
13. RV 비대의 정도를 정량화 풀톤 지수 (RV / LV + S) ^(9)을 계산하는 RV 및 LV + 중격 (LV + S)를 달아.
    참고 : TheFulton 지수는 PH의 다른 모델에 따라 다릅니다. 쥐 ¹⁰ : 제어, 0.28 ± 0.01; 저산소증 유도, 0.57 ± 0.02; MCT 처리, 0.51 ± 0.03. C57BL6 / J 마우스 ¹¹ : 제어, 0.26 ± 0.01; SuHx (십사일), 0.40 ± 0.02; SuHx (이십일일), 0.43 ± 0.01; SuHx (이십팔일), 0.44 ± 0.03.
14. 스냅 액체 질소에서 RV 및 LV + S를 동결 또는 버퍼 중립적 인 포르말린 10 %에 고정합니다.

결과

설치류에서 바로 심장 카테터가 길이 방향 후속에 적용 할 수 없습니다 터미널 절차는 일반적으로 심장 초음파 검사는 검사 및 후속 ^{(12)를위한} 우수한 비 침습적 대안입니다. 심장 초음파 인간 PAH의 폐동맥 수축기 혈압은 일반적 꼭대기도 얻을 수 통상 간단 삼첨판 부전으로부터 유도되지만, 이러한 도면 확실 도플러 폐동맥 수축기 혈압의 추정을 방지 설치류에서 얻어지지 않는다. 그러?...

토론

The protocols outlined here describe a comprehensive characterization of hemodynamics and right ventricular function in rodent models of pulmonary hypertension. While right heart catheterization as described here is a terminal procedure, the mortality associated with echocardiography is minimal, which allows for screening and follow-up of disease progression. However, similar to patients with PH having markedly increased mortality with anesthesia¹⁷, in our experience, rats with severe PH do not tolerate anesth...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station	VisualSonics, inc.
High-frequency Mechanical Transducers	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker	Laboratories Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable	ADInstruments	MLT1199
BP transducer calibration kit	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse	Millar	SPR-1000	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat	Millar	SPR-513	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice	Millar	PVR-1035	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats	Millar	SPR-869	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip	VWR	82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2"	VWR	82027-582
Two star Hemostats, Excelta	VWR	63042-090
Neutral-buffered formalin	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope	AmScope	SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit	Kent Scientific	ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform	Kent Scientific	Surgisuite
Retractor set	Kent Scientific	SURGI-5002
Anesthesia induction chamber	VetEquip	941443
Anesthesia Gas filter canister	Kent Scientific	ACV-2001
Rodent nose cone	VetEquip	921431