Isolierung von Monozyten-Makrophagen-Linienzellen aus Rattenknochen mittels sekundärer Adhärenzmethode

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Isolierung von BMMs aus SD-Ratten vor, das als sekundäre Adhärenzmethode bezeichnet wird.

Zusammenfassung

Mit einer Abnahme der Knochenmineraldichte brechen Knochen eher, was sich negativ auf die Lebensqualität eines Patienten auswirkt. Das Wachstum und die Entwicklung von Knochen werden hauptsächlich durch Osteoblasten und Osteoklasten reguliert. Es ist allgemein anerkannt, dass Osteoklasten aus Monozyten-Makrophagen-Zellen (BMMs) des Knochenmarks gewonnen werden. BMMs und andere hämatopoetische Stammzellen befinden sich in der Knochenmarkhöhle. Daher ist die Isolierung einzelner stabiler BMMs aus verschiedenen und heterogenen Zellpopulationen eine große Herausforderung. Hier stellen wir ein Protokoll zur Isolierung von BMMs aus SD-Ratten vor, das als sekundäre Adhärenzmethode bezeichnet wird. Adhärent Zellen, die für 24-48 h in Primärkultur kultiviert wurden, wurden gesammelt. Die durchflusszytometrische Analyse zeigte, dass etwa 37,94% der Zellen CD11b / c + (Monozyten-Makrophagen-Oberflächenantigen) waren. Tartratresistente Säurephosphatase (TRAP)-Färbung und Western-Blot-Analyse zeigten, dass BMMs in vitro in Osteoklasten differenzieren konnten. Die oben genannten Ergebnisse deuteten darauf hin, dass die sekundären Adhärenzzellen als geeignetes zelluläres Modell für die Osteoklastendifferenzierungsforschung angesehen werden könnten.

Einleitung

Es wurde berichtet, dass Monozyten-Makrophagen-Linienzellen, die im Knochenmark existieren, sich in Blutmonozyten und Gewebemakrophagen^{differenzieren können 1,2}. Die oben genannten Zellen, die sich in Osteoklasten differenzieren können, um das Knochenwachstum und die Knochenentwicklung auszugleichen, werden häufig als Zellmodell verwendet, um Osteoklasten in vivo ^3,4 zu induzieren. Knochenmark ist ein spezielles Gewebe, das verschiedene Arten von Zellen enthält, zu denen unter anderem mesenchymale Stammzellen des Knochenmarks, Monozyten-Makrophagenzellen (BMMs), hämatopoetische Stammzellen, Endothelzellen und Immunzellen gehören. Tatsächlich deuteten mehrere frühere Studien darauf hin, dass sich adhärente Zellen, die aus der Knochenmarkhöhle des langen Knochens strömten, in Osteoblasten, Osteoklasten, Chondrozyten oder Adipozyten 5,6,7,8 differenzieren konnten. Obwohl verschiedene Isolations- und Kulturmethoden verwendet wurden, um verschiedene homogene Zellpopulationen herzustellen, gibt es immer noch große Herausforderungen bei der Isolierung und Kultivierung von BMMs aus einer Vielzahl verschiedener Zelltypen.

Es wurden mehrere Methoden entwickelt, um mononukleäre Makrophagen (BMSCs) des Knochenmarks zu extrahieren. Die meisten dieser Methoden sind jedoch komplex ^9,10,11. Zum Beispiel erfordert die Dichtegradientenzentrifugation ein spezielles Kit und der Betrieb ist zeitaufwendig und umständlich. Diese Methode eignet sich zur Isolierung von BMMs aus hochvolumigen Blutproben, jedoch nicht aus Knochenmarkproben ^9,12,13. Darüber hinaus ist die Extraktion von Gewebeproben mittels Kollagenase-Verdauung ein komplexes und zeitaufwendiges Verfahren; Diese Methode wird nicht für die Isolierung von BMMs aus Knochenmarkproben^14,15 empfohlen. Obwohl die Flusstrennung zu hochreinen Monozyten-/Makrophagenpopulationen führen kann, erfordert sie sehr große Stichprobengrößen und hohe Anforderungen an Instrumente und Ausrüstung^10,16. Darüber hinaus ist die Mikroperlenanreicherungsmethode extrem teuer und in einem allgemeinen Labor nicht durchführbar¹⁷.

Daher wurde in der aktuellen Studie eine bequeme, schnelle und kostengünstige Methode zur Isolierung mononukleärer Makrophagen aus dem Knochenmark vorgeschlagen. Knochenmarkzellen, die für verschiedene Zeitpunkte hafteten, wurden verwendet, um BMMs mit einer sekundären Adhärenzmethode zu isolieren. BMMs, die mit der oben genannten Methode extrahiert wurden, könnten die Bildung von Osteoklasten in vitro induzieren und so ein einfaches und bequemes Zellmodell für die zukünftige Untersuchung von Osteoporose in vitro liefern.

Protokoll

Alle Experimente in dieser Studie wurden in Übereinstimmung mit den Tierversuchsrichtlinien des Zhejiang Chinese Medical University Laboratory Animal Research Center (Zulassungsnummer: IACUC-20181029-11) durchgeführt.

1. Zellextraktion

1. Legen Sie die Sprague-Dawley-Ratten (SD-Ratten, 1-10 Tage alt, männlich oder weiblich) mit einer ausgewogenen Rate von 30% -70% Behältervolumen / Minute in die mit CO₂ gefüllten Euthanasiekäfige. Nachdem die Ratten das Bewusstsein verloren haben (20-60 min), euthanasieren Sie die Ratte durch Zervixdislokation, um einen schmerzlosen Tod zu gewährleisten.
2. Tauchen Sie die Ratten 10 Minuten lang zur Desinfektion in 75% Alkohol.
3. Entfernen Sie vorsichtig alle Gliedmaßen der Ratte mit Schere und Pinzette, aspirieren Sie mit PBS mit einer Pipette und spülen Sie das Blut, das an den Gliedmaßen haftet.
4. 5 ml Penicillin/Streptomycin-Lösung in 500 ml DMEM geben und gut mischen. Nehmen Sie ein steriles 50-ml-Zentrifugenröhrchen, fügen Sie 5 ml FBS und 45 ml DMEM-Medium hinzu und mischen Sie gründlich, um ein 10% iges FBS-DMEM mit 1% Penicillin / Streptomycin-Lösung zu erhalten. Fügen Sie 2 ml des oben genannten Kulturmediums in ein 5-ml-Röhrchen hinzu.
5. Übertragen Sie die Gliedmaßenknochen in die 5-ml-Röhre. Verwenden Sie eine Schere, um die Gliedmaßenknochen im Schlauch in kleine Stücke (1-3 mm) zu schneiden und das Homogenat zu mischen, um die Knochenmarkzellen wieder in das Kulturmedium zu suspendieren. Stehen Sie 5 Minuten, bis sich die Gewebefragmente am Boden der Röhre abgesetzt haben.
6. Fügen Sie 10 ml 10% FBS DMEM in eine 100-mm-Kulturschale hinzu und übertragen Sie dann den Überstand in die Kulturschale. Wenn Sie den Überstand absaugen, vermeiden Sie es, die Gewebeablagerungen in die Kulturschale zu übertragen.
7. Inkubieren bei 37 °C und 5%_CO2 für ca. 24 h. Nach dieser Inkubationszeit haftet die Mehrheit der mesenchymalen Stammzellen an der Kulturschalenwand und wächst langsam, während die meisten BMMs noch im Kulturmedium suspendiert sind.
8. Übertragen Sie die Zellsuspension in der 100-mm-Kulturschale in einen neuen 25-cm-2-Kolben und kultivieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5% CO₂ für weitere 24 h. BMMs haften bei^24-48 h Kultur an der Kolbenwand. Entfernen Sie das alte Medium vorsichtig und ersetzen Sie es durch frisches Medium, nachdem BMMs an der Kolbenwand haften.
9. Subkultur, wenn die Zellen im Kolben 80% -90% Konfluenz erreichten.
   HINWEIS: Alle Zellen wurden bei 37 °C und 5% CO₂ kultiviert. Während der Kultur wurde die Zellmorphologie allmählich vereinheitlicht. Die Zellen waren groß, unregelmäßig geformt, radial wachsend und in Form einer Bandscheibe am Kolben befestigt, wo multiple Kerne beobachtet werden konnten.

2. FACS-Färbung der Zelle

1. Trypsin mit 1-2 ml kommerziellem Trypsin bei 37 °C und 5% CO 2 für 5 min verdauen und sekundäre adhärente Zellen zählen, um eine endgültige Zellzahl von 100.000_/ Probe zu gewährleisten (Zellen zählen mit Neubauer Hämozytometer).
2. Teilen Sie die Zellen in drei Gruppen ein (500 μL PBS enthalten 100.000 Zellen): (1) die leere Kontrollgruppe, die ungefärbte Zellen enthält; (2) die Isotyp-Kontrollgruppe; und (3) die experimentelle Gruppe (CD11b/c-Färbung).
3. Inkubation primärer Antikörper (kein Antikörper für die Blindkontrollgruppe; Anti-CD11-Isotypkontrolle für die Isotyp-Kontrollgruppe, 0,6 μL Antikörper/Probe, 1 μg/Probe; Anti-CD11b/c für die Versuchsgruppe, 1 μL Antikörper/Probe, 1 μg/Probe) auf Eis für 30 min.
4. Zentrifugieren Sie bei 300-350 x g für 5 min, entsorgen Sie den Überstand und suspendieren Sie die Zellen mit 500 μL PBS. Wiederholen Sie den obigen Vorgang einmal, um sicherzustellen, dass die ungebundenen primären Antikörper weggespült werden.
5. Den entsprechenden Sekundärantikörper (kein Antikörper für die Blankkontrollgruppe; Ziegen-Antikaninchen-IgG für die Isotypkontrolle und die Versuchsgruppen, 0,25 μL Antikörper/Probe, 1:2.000) auf Eis im Dunkeln für 30 min inkubieren.
6. Zentrifugieren Sie bei 300-350 x g für 5 min, entsorgen Sie den Überstand und suspendieren Sie die Zellen mit 500 μL PBS. Wiederholen Sie den obigen Vorgang einmal, um sicherzustellen, dass die ungebundenen zweiten Antikörper weggespült werden.
7. Detektieren Sie die CD11b/c-positiven Zellen mittels Durchflusszytometrie (10.000 Zellen/Probe) und analysieren Sie die Daten per Software (z.B. FlowJo 7.5).
   HINWEIS: Um den endgültigen Prozentsatz der CD11b / c + -Zellen zu erhalten, wurde die folgende Formel verwendet: Prozentsatz der CD11b / c + -Zellen in der experimentellen Gruppe - der Prozentsatz der CD11 + -Zellen in der Isotyp-Kontrollgruppe.

3. Wright-Giemsa-Färbung

1. Samen Sie die adhärenten Sekundärzellen, die dreimal auf 35 mm 2 Zellkletterblätter (1 × 10⁶ Zellen/Well) gelangt sind, und kultivieren Sie bei 37 °C und 5% CO² für 24 h.
2. Entsorgen Sie das Kulturmedium und waschen Sie es dreimal mit PBS.
3. Wright-Giemsa-Farbstofflösung (0,5 ml-0,8 ml) für 1 min in das Zellkletterblatt geben.
4. Mischen Sie den Farbstoff mit destilliertem Wasser (0,5 ml-0,8 ml) mit einem Wattestäbchen und stehen Sie für 10 min.
5. Waschen Sie die Farbstofflösung mit destilliertem Wasser und trocknen Sie sie dann für 1-3 min. Beobachten Sie unter einem Mikroskop.

4. TRAP-Färbung

1. Samen Sie die adhärenten Sekundärzellen, die dreimal auf 35 mm 2 Zellkletterblätter (1 × 10⁶ Zellen/Well) gelangt sind, und kultivieren Sie bei 37 °C und 5% CO² für 24 h.
2. Ersetzen Sie das alte Medium durch das 10%ige FBS-DMEM- oder Osteoklasten-Induktionsmedium, ergänzt durch einen 50 ng/ml-Rezeptoraktivator des Kernfaktor-κB-Liganden (RANKL) und 30 ng/ml Makrophagenkolonie-stimulierenden Faktors (M-CSF) und eine Kultur bei 37 °C und 5% CO₂ für weitere 7 Tage.
3. Färben Sie die Zellen mit dem TRAP-Färbeset nach Herstellerprotokoll und beobachten Sie sie unter dem Mikroskop.
   HINWEIS: TRAP-positive Zellen wurden als Osteoklasten definiert, die unter einem Lichtmikroskop violett waren. Die Anzahl der TRAP-positiven Zellen wurde mit der ImageJ-Software gemessen.

5. Westlicher Schandfleck

1. Samen Sie die adhärenten Sekundärzellen, die dreimal auf 35 mm² Zellkletterblättern (1 × 10⁶ Zellen/Well) durchgangen wurden, und kultivieren Sie für 24 h.
2. Ersetzen Sie das alte Medium durch frisches 10% FBS DMEM- oder Osteoklasteninduktionsmedium (50 ng/ml RANKL und 30 ng/ml M-CSF) und Kultur für weitere 7 Tage bei 37 °C und 5% CO₂.
3. Extrahieren Sie die gesamten zellulären Proteine mit RIPA-Puffer, trennen Sie sie durch 10% SDS-PAGE und übertragen Sie sie auf Polyvinylidenfluorid-Membranen^18,19.
4. Mit 5% Magermilchpulver (25 ml) für 2 h blocken und dreimal waschen, jeweils 10 min, mit TBS-Tween 20 (TBST).
5. Inkubieren Sie primäre Antikörper bei 4 °C über Nacht (Anti-β-Actin, Anti-TRAP und Anti-Cathepsin K; alle primären Antikörper wurden um 1:1.000, 10 ml verdünnte Antikörper/Bande) verdünnt und dreimal mit TBST gewaschen.
6. Inkubieren Sie den sekundären Antikörper (Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG, 1:2.000 Verdünnung, 10 ml verdünnter Antikörper/Band) bei Raumtemperatur für 2 h und waschen Sie ihn dreimal mit TBST. Visualisieren Sie die Proteinbänder mit einer sich entwickelnden Lösung.
   HINWEIS: Die Expressionsniveaus der oben genannten Proteine wurden auf β-Aktin normalisiert.

Ergebnisse

Die sekundäre adhärente Zellpopulation war stabil und einheitlich. Mit der kontinuierlichen Zellproliferation wurde die Mehrheit der Zellen größer, mit unregelmäßiger Form und wuchs zu einer radialen adhärenten Scheibe (Abbildung 2C, D). Die Durchflusszytometrie zeigte, dass der Prozentsatz der Zellen, die CD11b/c, einen molekularen Marker auf der Oberfläche von Monozyten-Makrophagen-Linienzellen, exprimieren, etwa 37,94% betrug (

Diskussion

Osteoklasten sind einer der bedeutendsten Zelltypen, die am Auftreten und der Entwicklung von Knochenerkrankungen beteiligt sind, sowie eines der Hauptobjekte der Knochenkrankheitsforschung²⁰. Monozyten/Makrophagen können sich in Osteoklasten differenzieren. Da mononukleäre Makrophagen (RAW264.7-Zellen) zu teuer in der Anschaffung sind und während der Kultur leicht aktiviert werden können, ist es schwierig, In-vitro-Differenzierungsexperimente mit dieser Zelllinie durchzuführen. Obwo...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
35 mm2 cell climbing slices	NEST Biotechnology	80102
Anti-cathepsin K	Abcam	ab19027	1:1,000
Anti-CD11 isotype control	Abcam	ab172730	1 μg/test,1.675 mg/Ml
Anti-CD11b/c	Absin	abs124232	1μg/test, 1 mg/mL
Anti-TRAP	Abcam	ab191406	1:1,000
Anti-β-actin	Beyotime	AF5003	1:1,000
Cell climbing slices	NEST Biotechnology	80102
Cell culture dish	corning	430167
Cell culture flask	corning	430168
Dulbecco's modified eagle medium (DMEM)	Gibco	C11995500BT
Fetal bovine serum (FBS)	Gibco	10099141C
Goat anti-rabbit IgG	Abcam	ab150077	for IF, 1:2,000
goat anti-rabbit IgG	Abcam	ab6721	for WB, 1:2,000
M-CSF	Pepro tech	400-28
PBS	Biosharp	BL302A
RANKL	Pepro tech	400-30
SD rat	Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd		1-10 days old
SDS-PAGE gel preparation kit	Solarbio	P1200
TRAP/ALP Staining Kit	Wako	294-67001
Trypsin-EDTA solution	Biosharp	BL512A
Wright-Giemsa solution	Keygen Biotech	KGA225-1