Ozon Maruziyetinden Sonra Alveoler Makrofaj Eferositozun Vivo Değerlendirilmesi

Özet

Bu el yazması, hava kirletici bir kriter olan ozon maruziyetinin alveoler makrofaj efferositozisinin in vivo'yu bozup bozmadığını belirleyen bir protokolü açıklamaktadır. Bu protokol yaygın olarak kullanılan reaktifler ve teknikler kullanır ve alveoler makrofaj eferositoz üzerindeki etkilerini belirlemek için pulmoner yaralanma birden fazla modeladapte edilebilir.

Özet

Ozon (O_3),kronik akciğer hastalıklarının görülme sıklığını arttıran ve şiddetlendiren bir kriterdir. O₃ maruziyetin pulmoner inflamasyonu tetiklemesi bilinmektedir, ancak maruz kalmanın inflamasyonun çözümü için önemli süreçleri nasıl değiştirdiği konusunda çok az şey bilinmektedir. Eferositoz, makrofajların apoptotik hücreleri fagositize ettiği bir çözüm sürecidir. Bu protokolün amacı O₃-indüklenen akciğer hasarı ve inflamasyon aşağıdaki alveoler makrofaj eferositoz ölçmektir. Eferositozun ölçümü için çeşitli yöntemler tanımlanmıştır; ancak, çoğu ex vivo manipülasyonlar gerektirir. Burada ayrıntılı olarak açıklanan o₃ pozlama dan sonra 24 saat in vivo alveolar makrofaj efferocytozis ölçmek için bir protokol, hangi makrofajlar ex vivo manipülasyon önler ve doğru pertürbations temsil etmek için kullanılabilecek basit bir teknik olarak hizmet vermektedir bu çözüm süreci. Protokol, genel anestezi altında yken tüm vücut O₃ inhalasyonu ve ardından apoptotik hücrelerin orofatojiel aspirasyonu (jurkat T hücreleri) içeren teknik olarak yoğun olmayan ve nispeten ucuz bir yöntemdir. Alveoler makrofaj eferositoz bronkoalveoler (BAL) lavajından toplanan makrofajların ışık mikroskobu ile ölçülür. Eferositoz sonunda bir eferositik indeks hesaplanarak ölçülür. Topluca, ana hatlarıyla yöntemler in vivo akciğerde eferositik aktivite ölçmek de O₃ veya diğer inhale hakaret olumsuz sağlık etkilerini analiz etmek için hizmet vermektedir.

Giriş

Akciğer sürekli hava partikülleri, virüsler, bakteriler ve akciğer iltihabı tetikleyen oksidan gazlar da dahil olmak üzere çevresel hakaretlere maruz kalmaktadır^1,2,3. Bu hakaretler gaz değişimini tehlikeye atabilir ve geri dönüşü olmayan doku yaralanmasına neden olabilir^4,5. Homeostazı'nda rürve insan akciğerlerinde bulunan bağışıklık hücrelerinin yaklaşık %95'ini oluşturan alveoler makrofajlar, çevresel hakaretlerden sonra pulmoner inflamasyonun kritik düzenleyicileridir^{1,2, 3,4,5}. Alveoler makrofajlar fagositosiyon ve patojenleri ortadan kaldırarak konak savunma sırasında esastır. Son zamanlarda, alveoler makrofajlar doku homeostazı ve eferositoz yoluyla inflamasyon çözünürlüğü teşvik gösterilmiştir^6,7. Eferositoz hangi makrofajlar yutmak ve apoptotik hücreleri ortadan kaldırmak bir fagositik^{süreçtir 8,9,10}. Eferositoz aynı zamanda aracıların (il-10, TGF-β, PGE₂ve nitrik oksit) üretimine de yol açar ve bu da süreci daha da güçlendirerek inflamasyonun çözülmesiyle sonuçlanır^{9,10,11 ,12,16,18}. Bu süreç sekonder nekroz önlenmesi ve doku homeostaz teşvik etmek için gereklidir^12,13,14. Çeşitli çalışmalar astım, kronik obstrüktif akciğer hastalığı ve idiyopatik pulmoner fibrozis^8,9,15dahil olmak üzere çeşitli kronik akciğer hastalıkları ile bozulmuş eferositoz bağlantılı var^{, 16,17}.

O_3, kronik akciğer hastalıklarının görülme sıklığını arttıran ve artıran bir kriterdir^19,20,21. O₃ pulmoner inflamasyon ve yaralanma neden olur ve bakteriyel patojenlerin alveoler makrofaj fagositoz bozan bilinmektedir^22,23. Ancak, O₃ alveoler makrofaj eferositoz bozar olup olmadığı bilinmemektedir. Alveoler makrofaj eferositozda O 3-indüklenen değişikliklerin araştırılması, maruziyetin kronik akciğer hastalığı insidansına ve alevlenmeye nasıl yol açabileceği konusunda potansiyel bir fikir verecektir. Aşağıda açıklanan akut O₃ maruziyeti sonrası kadın farelerin akciğerlerinde alveoler makrofaj eferositoz değerlendirmek için basit bir yöntemdir.

Ana hatlarıyla kullanılan yöntem, pahalı floresan boyaların, geniş akış sitometri ölçümlerinin ve alveoler makrofajların ex vivo manipülasyonunun ortadan kaldırılmasıyla bu alanda yaygın olarak kullanılan diğer eferositoz protokollerine göre çeşitli avantajlar sağlar^{24 ,25}. Ayrıca, bu protokol, makrofaj fonksiyonunu etkileyebilen akciğer mikroçevre bağlamında alveoler makrofaj eferositozunu ölçer.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Tüm yöntemler, Doğu Carolina Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır.

1. Ozon (O₃₎ve filtrelenmiş hava maruziyeti (Gün 1)

1. 8-12 haftalık 12 dişi C57BL/6J fareyi, tel örgü kapaklı çelik bir kafese , O₃ pozlama odasına yerleştirin.
2. Sıcaklığı ve nemi doğru bir şekilde kaydetmek için termometreyi kafesle birlikte pozlama odasına yerleştirin.
3. Cihaza bağlı oksijen ve ultraviyole (UV) ışığını açın.
   NOT: Kontrollü sıcaklık (22-23 °C) ve bağıl nem (%45-50) ile düzenlenmiş hava akımı (>30 hava değişimi/h) O₃ aparatı ile elde edilir. O₃ bir UV ışık jeneratörü ile% 100 oksijen yönlendirerek maruz kalma odasında sistem tarafından oluşturulur, daha sonra filtrelenmiş bir hava kaynağı ile karıştırma.
4. O₃ konsantrasyonu 1 ppm'e ayarlayın ve uv ışık fotometreli O₃ konsantrasyonu gibi oda havasının sıcaklığını ve nemini sürekli olarak 3 saat boyunca her 10 dakikada bir O₃ seviyelerini düzenli olarak kaydedin.
   NOT: Filtrelenmiş hava maruziyetleri benzer bir cihazda gerçekleştirilir ve sadece filtrelenmiş bir hava beslemesi maruz kalma odasından akar.
5. O₃/ filtrelenmiş hava maruz kalma 3 saat sonra yatak, gıda ve su reklam libitum ile kendi kafeslerine hayvanları iade edin.

2. Jurkat T hücre hattının hazırlanması (Gün 2)

NOT: Tüm prosedürler sınıf II biyolojik güvenlik kabininde yapılmalıdır.

1. Kültür Jurkat T hücreleri 24 mL bazal hücre kültürü orta + 10% FBS + 5% penisilin / streptomisin 37 °C + 5% CO₂ (Malzeme Tablosu). Jurkat T hücreleri, her 3 günde bir önceden ısıtılmış kültür ortamına 1:6-1:8 geçirerek muhafaza edilebilen bir süspansiyon hücresi hattıdır. Titrin.
2. Apoptotik hücreleri hazırlamak için, her şişede % 90 birleşme onları büyümek (hangi passaging sonra ulaşmak için 3-4 gün sürer). Bu çalışma için, bu protokolde kullanılan yeterli sayıda hücre elde etmek için beş T75 şişesinden hücreleri kullanın.
   NOT: Bir confluent şişesi yaklaşık 20-24 milyon hücre içerir.
3. Pipet kadar hücreleri (tüm şişe olan) her şişe (yaklaşık 24 mL) ve steril bir 50 mL konik tüp bir serolojik pipet kullanarak hücreleri aktarın. Birden fazla şişe için birden fazla konik tüpler kullanın.
4. Hücreleri 50 mL konik tüpten 11 μL'lik bir hücre aliquot'u çıkararak sayın ve 11 μL trippan mavisi leke ve pipet 11 μL ile hemositometre slaytlarına karıştırın.
5. Otomatik bir hücre sayacına slayt ekleyin ve her şişedeki toplam hücre sayısını hesaplamak için canlı hücre sayısını 24 ile çarparak, her şişe24 mL ortam içerdiğinden kaydedin.
6. Hücre süspansiyonuna 271 x g'de 5 dakika oda sıcaklığında (RT) pelet hücrelerine santrifüj edin.
7. Aspirasyon ile supernatant atın ve mL başına 3.0 x 10⁶ hücre elde etmek için ortamda hücre pelet resuspend.
8. Aliquot 100 mm x 20 mm doku kültürü yemeklerinde 5 mL hücre (yaklaşık dokuz tabak kullanılacaktır; her yemekteki toplam hücre miktarı ~15 x 10⁶olmalıdır).
9. Kontrol için/açığa çıkmak için bir tabak kullanın ve kalan yemekler UV'ye maruz kalacaktır.
10. UV crosslinker'ı doğru enerji seviyesine ayarlayın, enerji düğmesine basın ve makinenin 600 μJ/cm² x 100 olarak okuyacağı sayı pedini kullanarak "600" girin.
    NOT: UV çapraz bağlantı ünitesi μJ/cm² x 100; bu nedenle, ulaşmak için 60 milijoules /cm^2,UV crosslinker maç birimleri dönüştürmek.
11. UV crosslinker kullanarak 60 milijoules (mJ)/cm^2'de kontrol dahil olmak üzere tüm tabakları hücrelerle ışınla. UV ışığı plastik kapak nüfuz olmaz gibi, UV maruz kalma sırasında doku kültürü yemekleriüst kapağı çıkarın.
12. Bir hücre kültürü kuluçka makinesindeki tüm tabakları, maruz kalmamış kontrol de dahil olmak üzere, 37 °C'de %5 CO_2'de 4 saat kuluçkaya yatırın.
13. Ek V ve propidium iyodür (PI) içeren bir apoptoz ispat algılama kiti kullanarak akış sitometri sitometri sitometri sitometri ile apoptoz onaylayın (apoptoz ve nekroz için belirteçler, sırasıyla) inkübasyon 4 saat^sonra, üreticinin talimatları na göre²⁶, ^{27. yıl.}
    NOT: Jurkat T hücrelerinin UV çapraz linköründe 600 μJ/cm²enerji seviyesinde ışınlanması, 4 saat lik bir kuluçka dan sonra apoptotik (hem erken hem de geç) hücrelerin geç apoptotik fenotipten daha erken apoptotik fenotiplere sahip ≥75'ine yol açacaktır. Bu, alveoler makrofajların onları tanımasını ve membranları ödünsüz olduğu için yutmalarını kolaylaştırır, geç apoptotik hücrelerin aksine, bu çalışmada daha yüksek eferositik indeks ve alveoler makrofaj eferositozun daha doğru görüntülenmesi ne kadar önemlidir.
    1. Havuz 333 μL (1 x 10⁶ hücreleri) Jurkat T hücrelerinin çeşitli yemekler (hem "uv" ve "UV maruz") birlikte tazminat analiz tüpleri için kullanmak.
    2. Aliquot 333 μL Jurkat T hücrelerinin lekesiz, annexin V tek leke, PI tek leke, UV kontrolü yok ve 600 μJ/cm² UV'ye maruz kalan etiketli akış sitometri tüpleri.
    3. Sentrifüj tüpler i188 x g 5 dk RT ve supernatant decant.
    4. Hücreleri 500 μL soğuk, 1x fosfat tamponlu salin (PBS) içinde yeniden sulandırarak yıkayın.
    5. Sentrifüj ve pelet hücreleri 188 x g için 5 dk RT. Santrifüj den sonra supernatant atın.
    6. Hücreler santrifüj ederken 10x bağlayıcı tamponu distile sulandırarak akış tüpü başına 400 μL bağlayıcı tampon hazırlayın.
    7. Üreticinin talimatlarına göre V ve PI kuluçka reaktifini (numune/tüp başına 100 μL) hazırlayın.
    8. Santrifüjden sonra süpernatant'ı dekantlayın ve 400 μL 1x bağlayıcı tampondaki tüm tüpleri nazikçe askıya alın, ardından her numune tüpüne 100 μL ek V kuluçka reaktifi ekleyin. Son olarak, kendi tüplerine 100 μL ek v tek leke ve PI tek leke ekleyin, ancak lekesiz tüpe 1x bağlama tamponunun ötesine hiçbir şey eklemeyin.
    9. RT'de 15 dakika boyunca karanlıkta tüpler inkübasyon.
    10. Tüm hücreleri 188 x g'de 5 dk RT ve decant supernatant'ta santrifüj edin.
    11. Hücreleri 400 μL 1x bağlayıcı tampon da resuspend, sonra akış sitometri ile apoptoz için örnekleri analiz. Boyama doğru temsili sağlamak için tüp başına en az 10.000 olay toplamak.
14. Yemeklerden gelen tüm ışınlanmış hücreleri 50 mL konik tüp ve pelet hücrelerini 271 x g'de 5 dakika boyunca senteksiyasyonla birleştirin.
15. 24 mL steril fosfat tamponlu salin (PBS) ve pelet hücrelerini oda sıcaklığında 5 dakika için 271 x g'da santrifüj ile aspirasyon ve resuspend hücreleri ile tüpten atın.
16. IACUC tarafından onaylanan farelerin dosing için kullanılan PBS miktarında aspirasyon ve resuspend hücreleri tarafından tüpten supernatant atın. Kullanılan doz fare başına 5-10 x 10⁶ hücre/50 μL arasındadır; bu nedenle, 10 fare için, 500 μL'de yeniden askıya alınır (her dozdaki hücre sayısı ışınlama için kaç hücrenin kültüre yönelik olduğuna bağlı olarak değişir).
    NOT: Pipet ucunun kenarlarına yapışarak hücre kaybına yol açabilecek sıvıyı hesaba katmak için en az iki ek doz makyaj.

3. Apoptotik hücrelerin murine orofajik instillasyonu (Gün 2)

1. İşlemi hızlandırmak için fareleri anesteziden önce P200 pipetkullanarak apoptotik hücrelerin dosing inoculum hazırlayın. Kurumsal yönergelere göre, en iyi sonuçları elde etmek için orofarengeal (o.p.) instillasyonu için yaklaşık 5-10 x 10⁶ hücre içeren 50°L'lik bir hacim kullanılmaktadır.
2. 1 L/dk akış hızında veya kurumsal kurallara göre %2 isofluran ile berrak bir odada fareleri anesthetize edin. Bir seferde bir ila iki fare anestezik; sayı deneycinin konfor seviyesine göre belirlenir. Nefes alma düzenini gözlemleyin ve derin nefeslerin nefesler arasında 2-3 s sayısı ile görülebilen derin nefesleri doğrulayın. Parmak ucuna yanıt eksikliği ile anestezi derinliği ni kontrol edin.
3. Fareyi yarı recumbent supine pozisyonunda yerleştirin. Maksiller kesici dişler tarafından askıya almak için eğimli akrilik levha levha üzerinde mandal lar arasında bağlı bir cerrahi dize kullanın.
4. Bir çift künt çıkıntılı olmayan forceps kullanarak, fare dilini hafifçe yakalayın ve çekin. P200 pipetile apoptotik hücreleri ağız boşluğuna aşıla. Dozlama fareler dozu verdikten sonra 1-2 s çatırtı gürültü yapmak başarılı olur.
   NOT: Apoptotik hücre instillasyonundan önce dil veya orofarenkse travma ya da indüklememeye özen.
5. Eldivenli bir parmakla, dil geri çekilirken fare nefes alana kadar burnu nazikçe kapatın. Ağız boşluğunda sıvı görünmeyene ve fare iki veya daha fazla teneffüs edilene kadar burnun kapağını kapatın.
   NOT: Fareler zorunlu burun solunum uğrama dığından, burnun kapaması farenin apoptotik hücreleri akciğerlere solumasını sağlamaya yardımcı olur.
6. Fareyi aşı panosundan çıkarın ve anesteziden kurtulması için kafese geri verin. Devir sırasında yatak veya enkaz nares engelleme önlemek için sırtına fare yerleştirin.
7. Fare anesteziden çıktıktan sonra 90 dakika bekleyin ve alveoler makrofajların tüm fareler anesteziden uyandıktan sonra apoptotik hücre akınının yutulmasını bekleyin. Tipik olarak, anestezi sonrası uyanış 1-2 dakika sürer, hangi instillasyon sonucu / zamanlama etkilememelidir.

4. Bronchoalveolar lavaj sıvı toplama ve işleme (Gün 2)

1. Fare apoptotik hücrelerle dosing anestezi uyandıktan sonra kurumsal kurallar a90 dk başına her fare ötanazi. Burada öldürücü ketamin ve ksilazin enjeksiyonu (sırasıyla 90 mg/kg ve 10 mg/kg) ve ardından diyafram ın boşaltılabıdır.
   NOT: Bu zaman noktası alveoler makrofajlar için yeterli zaman sağlar anlamda ve apoptotik hücreleri yutmak³⁸.
2. Tüm fareleri (g) bir ölçekte tartın ve ağırlıkları kaydedin. BAL hacmini (26,25 mL/kg vücut ağırlığı) hesaplamak için vücut ağırlığını kullanın.
3. Fareleri sırtlarına yerleştirin ve göğüs ve boyun bölgesini sterilize etmek için %70 etanol püskürtün.
4. Cerrahi makas ile tüm ventral tarafı boyunca göğüs hemen altında 2 "uzunlamasına kesim olun, ve forceps ile sternum tutarken, akciğerlerin göğüs boşluğuna geri düşmesini sağlamak için diyafram nick.
5. Göğüs kafesinin kenarları boyunca yanal olarak kesin ve akciğerlerin daha fazla yer genişletmesini sağlar, sonra göğüs boşluğunu forceps ile geriye katlayın.
6. Trakea ortaya çıkarmak için boyun yoluyla vaskülature boyunca 1 " dikey kesilmiş olun.
7. Trakeadan kas ve doku çekmek ve ortaya çıkarmak için iki forceps kullanın. Vaskülatür, uzunlamasına kaslar ve bağ dokusu ile çevrili olduğundan, ek potansiyel kanama ve nefes borusu kesme kaçının.
8. Trakeada bir yarık yapmak için bir iğne kullanın (kafadan aşağı mesafenin yaklaşık dörtte biri) ve 1x PBS (26,25 mL/kg vücut ağırlığı, ~0,7-1,0 mL 8-10 haftalık kadın C57Bl/6J fare) caudally trac ile önceden yüklenmiş bir şırınga ile bir kanül (18 G x 1,25") ekleyin hea.
9. PBS'nin hacmini yavaşça akciğerlere doğru iterek akciğerlerin daha sonra şişmesine izin verin, hacmi şırınganın içine geri çekin. Bu işlemi toplam 3 kez tekrarlayın.
10. 15 mL'lik bir tüpte her bir fareden birleştirilmiş lavaj sıvısını toplayın.
11. Bronkoalveolar lavajı 610 x g'de 4 °C'de 6 dakika ayırın ve 1,5 mL'lik bir tüpe supernatant toplayın ve -80 °C'de donun. Pelet bronkoalveolar uzaydan hücreleri temsil eder.
12. Toplanan BAL sıvısındaki artık kırmızı kan hücrelerini hücre peletine 1 mL ACK RBC lysis tamponu ekleyerek çıkarın, sonra girdap iyi girdap ve 1 dakika buz üzerinde lyse. Daha sonra, lysis reaksiyonu durdurmak için 4 mL PBS ekleyin.
13. Pelet hücreleri 610 x g 4 °C'de 6 dk santrifüj ile ve bir vakum aspiratör ile supernatant aspire.
14. Her BAL numune tüpüne 1 mL 1x PBS + %10 FBS'lik hücreler yeniden askıya alın. Her örnekteki toplam hava sahası hücrelerinin sayısallaştırılması için hücreleri hemositometrede sayın (trypan mavisi yok). Orta ivme ve sitosantrifüj kullanarak, 3 dakika için 56 x g slaytlar üzerine her örnek 120 μL santrifüj. Slaytları bir gecede kurutun.

5. Alveoler makrofaj eferositik indeksinin hesaplanması (Gün 3)

1. Her slayttan en az 200 hücre sayılan hematoksin ve eozin ile hematoksin ve eozin ile lekeler.
2. Slaytları biyolojik bir mikroskopüzerinde parlak alan ayarı altında görüntüleyin (20x veya 40x hedefi en iyi şekilde çalışacaktır).
3. Eferositik indeksi, apoptotik Jurkat T hücrelerini apoptotik jurkat T hücrelerini hücre diferansiyel slaytındaki toplam 200 makrofajdan apoptotik hücre alımı olmadan alveoler makrofajlara ayıran alveoler makrofajların sayısına göre hesaplayın. Veri girişi için oranı yüzdeye dönüştürün. Aşağıdaki denklemi kullanın:

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

O₃ maruz ilikanın pulmoner inflamasyon ve yaralanmaya neden olduğu bilinmektedir ve eferositoz doku homeostazını korumak için gereklidir. C57BL/6J dişi fareler, pulmoner inflamasyon ve yaralanmayı incelemek için filtrelenmiş hava (FA) veya 1 ppm O_3'e 3 saat ve nekropsi 24 saat sonra maruz kalma ile maruz kaldı. O₃-maruz fareler fa kontrol grubuna göre hava sahasında makrofajlar ve nötrofiller önemli bir artış gösterdi(...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Efferocytosis hangi makrofajlar apoptotik hücreleri ve enkaz temizlemek yanı sıra birden fazla anti-inflamatuar mediatör 9 üretmek bir anti-inflamatuar süreçtir^{9,10,11,12,16 ,18}. Eferositoz birden fazla model nasıl makrofaj inflamasyon çözünürlüğünde kritik bir hücre nasıl içgörü sağlamıştır

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Annexin V-FITC Kit	Trevigen	4830-250-K	The TACS Annexin V-FITC Kit allows rapid, specific, and quantitative identification of apoptosis in individual cells when using flow cytometry.
BCL2 Jurkat T Cells	ATCC	ATCC CRL-2899	The BCL2 Jurkat cell line was derived by transfecting human Jurkat T cells with the pSFFV-neo mammalian expression vector containing the human BCL-2 ORF insert and a neomycin-resistant gene. Has been for models of measuring efferocytosis.
Countess II Automated Cell Counter	Thermofisher	AMQAX1000	It is a benchtop assay platform equipped with state-of-the-art optics, full autofocus, and image analysis software for rapid assessment of cells in suspension. Very easy to use.
Cytospin 4 Cytocentrifuge	Thermofisher	A78300003	Provides economical thin-layer preparations from any liquid matrix, especially hypocellular fluids such as bronchoalveolar lavage fluid.
Fetal Bovine Serum, qualified, heat inactivated	Thermofisher	16140071	Provides Nutrients to cultured cells for them to grow. It is standard for cell culture.
Kwik-Diff  Reagent 2, Eosin	Thermofisher	9990706	Eosin staining that stains cytoplasm.
Kwik-Diff Reagent 1, Fixative	Thermofisher	9990705	Fixes cells to be stained by H&E.
Kwik-Diff Reagent 3, Methylene Blue	Thermofisher	9990707	Methylene Blue staining that stains the nucleus.
Penicillin-Streptomycin	Sigma/Aldrich	P0781-100ML	Penicillin-Streptomycin is the most commonly used antibiotic solution for culture of mammalian cells. Additionally it is used to maintain sterile conditions during cell culture.
RPMI 1640 Medium, GlutaMAX Supplement	Thermofisher	61870036	RPMI 1640 Medium (Roswell Park Memorial Institute 1640 Medium) was originally developed to culture human leukemic cells in suspension and as a monolayer. RPMI 1640 medium has since been found suitable for a variety of mammalian cells, including HeLa, Jurkat, MCF-7, PC12, PBMC, astrocytes, and carcinomas. Helps grow Jurkat T cells fast and efficiently.
Stratagene UV Stratalinker 1800 UV Crosslinker	Cambridge Scientific	16659	The Stratalinker UV crosslinker is designed to induce apoptosis, crosslink DNA or RNA to nylon, nitrocellulose, or nylon-reinforced nitrocellulose membranes.
Teledyne T400 ultraviolet light photometer	Teledyne API	T400	The Model T400 UV Absorption analyzer uses a system based on the Beer-Lambert law for measuring low ranges of ozone in ambient air.
Teledyne T703 Ozone calibrator	Teledyne API	T703	Provides feedback control of the UV lamp intensity, assuring stable ozone output.