Biz gelişmekte olan DR-CARS tekniği Iwan Schie ve Sebastian Wachsmann-Hogiu katkıları için teşekkür etmek istiyorum. Tyler Hafta, Lawrence Livermore Ulusal Laboratuvarı Lawrence Akademik Programı tarafından destek kabul eder. Thomas Huser Yardım Hibe programı ile Amerikan Kalp Derneği destek için minnettar olduğunu. Bu çalışma, Ulusal Bilim Vakfı fon tarafından kısmen desteklenmiştir. Biophotonics, bir NSF Bilim ve Teknoloji Merkezi, Merkezi, Kooperatif Anlaşması No FİZ 0120999 altında, University of California, Davis tarafından yönetilmektedir. Destek UCD Klinik Araştırma Kaynakları (NCRR) Ulusal Merkezi&#39;nden hibe sayısı UL1 RR024146 altında Translasyonel Bilim Merkezi de kabul edilmektedir.

1. ARABALAR ve DR-CARS Sinyalleri Üretimi ARABALAR oluşturmak ve DR-CARS sinyalleri, aynı anda üç ayarlanabilir ve senkronize kısa darbeli lazer kaynakları gereklidir. <ol><li> Biz tek bir 10 W lazer (PicoTrain, HighQ lazer, Inc.) Ile başlar üç senkronize bakliyat elde etmek için. Bu lazer, 1064 nm sabit bir dalga boyu, 7 ps sabit bir darbe uzunluğu ve 76 MHz sabit bir tekrarlama oranı vardır. </li><li> Yarım dalga plakaları bir dizi kullanmak ve ışın demeti splitter polarize üç parçaya ayrılır küpler. Polarize ışın ayırıcı küp ile birlikte yarım-dalga plaka demetinin her bir bileşenin yönünü değiştirmeden bize güç miktarını ayarlamak için izin verir. Tipik olarak, iki ışın ~ 4,5 W her ayarlanır ve üçüncü kiriş kalan 1 W. içerir. </li><li> Iki yüksek güç kirişler daha sonra iki bağımsız optik parametrik osilatörler (OPO, Avante, APE GmbH, Berlin, Almanya) içine yönlendirilir. Farklı dalga boylarında, iki düşük enerjili fotonların bir yüksek enerji foton dönüştürmek OPO kullanımı fark frekansı nesil. Bu etkiyi elde etmek için kullanılan kristal sıcaklığını kontrol ederek, ortaya çıkan fotonların dalga boyları 0,1 nm içinde kontrol edilebilir. By frekans iki katına, bu sinyaller, 1064 nm sabit bir dalga boyuna sahip bir lazer 780 nm ile 910 nm arasında herhangi bir ayarlanabilir bir lazer ışını dönüşebilir. Aynı 1064 nm kaynağı ile iki ayrı OPO pompa, otomatik olarak orijinal pompa lazer senkronize iki bağımsız olarak ayarlanabilir lazer kaynakları edinin. </li><li> 1064 nm pompa lazer üçüncü (en düşük güç) ışını üç kirişler (2 pompa lazer OPOS, 1) sonra recombined böylece dikroik ayna kombinasyonu ile OPO çevresinde yönlendirilir. Tutarlı Raman sinyal fotonlar verimli üretmek için recombined bakliyat hem zamansal ve mekansal çakışmış olması gerekir. OPO her lazer darbe kristal birden çok kez geçmesine izin veren, halka boşluklar içerdiğinden, OPO seyahat yoluyla gönderilen orijinal pompa ışınına göre önemli bir gecikmeye neden fazladan bir mesafe kirişler. Bu mesafe, dikroik aynalar kullanarak recombined önce bu ışın, diğer iki aynı mesafe seyahat kuvvet ek aynalar getirerek üçüncü ışını ile telafi edilmelidir. </li><li> Sağlamak amacıyla her bir ışın prizma retroreflektörler kullanarak, ayarlanabilir gecikme aşamalarında yol yolun uzunluğu ince ayarı, her bir ışın yolu tanıtıldı. </li><li> Yarım dalga plakaları ve polarize ışın ayırıcı küpler başka set, bize bağımsız OPO giriş etkilemeden her ışın güç ayarlamasına olanak sağlamak için her ışın eklenir. </li><li> Dikroik aynalar, ilk iki OPO ve daha sonra 1064 nm ışın ile gelen kirişler birleştirmek için kullanılır. Kirişlerin tam çakışan (yani collinear ve benzer bir sapma var) sağlamak için gerekli önlemler alınmalıdır. Bu yakın kirişlerin üst üste (bir kaç santimetre içinde) ve uzak (~ 1 m) dikroik ayna karşılaştırarak kontrol edilebilir. </li><li> Darbeli lazerler kullanarak avantajı, her darbe, hala düşük bir ortalama yoğunluğunu korurken tutarlı Raman sinyaller verimli üretimi için izin veren, örnek bir yüksek tepe enerji olabilir ki. Yüksek ortalama yoğunluğu örnek zarar verebilir. Bu nedenle daha fazla pik enerji ödün vermeden ortalama yoğunluğunu kontrol etmek amacıyla, üç birleşik kirişler, bize bu darbeleri tekrarlama oranını ayarlamak için izin veren bir darbe seçici olarak bir elektro-optik modülatör (Pockel hücre, ConOptics) işleyişi aracılığıyla gönderilir Bizim örnek gelmesi ve bu nedenle ortalama bir yoğunluk. </li><li> Kombine lazer ışınları daha sonra yüksek bir NA amacı ile bir inverted mikroskop içine birleştirilir. Amaç, genellikle bizim OPO tunability ve 1064 nm ışın aralığında renk sapmalarını giderilmiştir 1.2 (NA) sayısal bir diyafram ile 60 X su objektif lens. Yüksek NA objektif lens tarafından oluşturulan odaklanan sıkı mikron ölçekte tutarlı Raman sinyallerinin en verimli üretimi için izin verir. </li><li> Kombine kirişler mikroskop objektif arka port aşırı doldurmayın amacıyla genişletilmiştir. Mikroskop objektif geri doldurmayın iyi odaklanarak koşulları elde edebilirsiniz ve bu nedenle bizim mikroskop sistemi iyi mekansal çözünürlükte. </li><li> Mikroskop objektif lens, bize ticari ışın-tarama konfokal mikroskoplar benzer örnek karşısında kirişler, raster tarama görüntüler elde etmek için izin veren bir XYZ piezo sahne üzerine monte edilmiştir. </li></ol> 2. Üç Kısa Pulsed Lazer Kullanımı Çeşitli c birçok ARABALAR sinyallerinin üretimi üç kısa atımlı lazerler sonuçları kullanılması,iki lazer yanı sıra 3-Renk CARS ve her üç lazerler birleşimi DR-FWM sinyalleri ombinations. <ol><li> Sinyallerin dalga boyları birbirine yakın Işıksal yalan. Sinyalleri birbirine yakın olduğunda sabit dalga boyu bant geçiren filtreler ve dikroik aynalar kullanılarak analiz için onları ayırmak için zor olabilir. Bu nedenle bizim sinyalleri de mekansal farklı dalga boylarında sinyal ayırmak için verimli bir monokromatör olarak hizmet veren bir görüntüleme spektrometre (SpectraPro 2300i, Acton Araştırma) geçti. </li><li> Alçaltılmış pozisyonu spektrometre içinde elektronik harekete çevirme ve ayna tüm sinyal aralığında spektroskopik bilgi sağlayan arkadan aydınlatmalı bir derin tükenmesi charge-coupled device (CCD) kamera için sinyal gönderir ve bize çeşitli tutarlı belirlemek ve optimize etmek için izin verir Raman sinyalleri. </li><li> Resim yapmak istediğiniz sinyali seçmek için biz sadece sonra değişim satıcı tarafından sağlanan kontrol ve merkezi veri toplama yazılımı (WinSpec, Princeton Instruments), CCD kamera faiz tepe kullanarak, ızgara spektrometre içinde döndürün ve bu sinyal tek bir foton sayma çığ foto-diyot (AKB) bağlı olan ikinci bir çıkış portuna yönlendirmek için flip ayna yerleştirin. </li><li> Objektif lens sonra raster taranır ve AKB kaydedilen sinyalleri veri toplama yazılımı (SymPhoTime, Picoquant GmbH, Berlin, Almanya) ile her bir piksel için foton sayısı oranı göstererek bir görüntü oluşturmak için kullanılır. </li><li> Biz bize post-processing sırasında sinyalleri karşılaştırmak için izin istenen her tutarlı Raman sinyal için bu görüntüleme işlemi tekrarlayın. </li></ol> 3. Numune Hazırlama Net, tekrarlanabilir görüntüler elde etmek için bazı bakım numune hazırlama alınmalıdır. <ol><li> Örnekler genellikle ~ 150 mikron kalınlığında cam lamelleri hazırlanmıştır. Bu lamelleri tipik olarak kullanılan 1.2 NA hedefleri ile yüksek çözünürlüklü görüntüleme için izin verecek kadar ince. </li><li> Dielektrik cisimlerden Optik yakalama lazer ışığı küçük şeffaf nesneler aracılığıyla Kırınan zaman oluşabilir. Sıkıca odaklanmış, yüksek pik güç kullanımı, kısa darbeli lazer ışınları, bulanık ya da kirli görüntüler boyunca küçük hücreleri veya bakteri sürükleyebilirsiniz. Bunu önlemek için ilk spin kaplama poli-L-lisin ince bir tabaka halinde uygulanarak cam lamel yüzeyinde örnek hareketsiz için gerekli olabilir. </li><li> Cam alt kültür kaplarına kültür hücreleri için hücre kültürü büyüme yemeklerinden hücreleri ayırmak için gerek kalmadan görüntüleme için izin verdiği kullanılabilir. </li><li> Bu katkı gösteri için öncelikle bir formaldehit sabit C. depozito elegans nematod solucanı bir cam kapak slip. </li><li> Sonra bir 20 mcL damlacık solucan 5 M döteryumlanmış glukoz çözeltisi ekleyin. Döteryumlanmış glukoz çözeltisi, benzersiz ve güçlü Raman bir arka plan imza sağlar. </li></ol> 4. Örnek Çözümlemeler Düzgün bir şekilde iki kat rezonans geliştirme etkisi yararlanmak için Raman hem Raman-rezonans maddelerin bilinmesi gerekir. <ol><li> Bir kez numune ilgili spontan Raman spektrumu elde etmek ve tanımlamak için uygun doruklarına konfokal Raman mikroskobu kullanılarak analiz edilmektedir lamel hazırlanmıştır. </li><li> 2845 cm -1 ve 2121 cm -1 sırasıyla, döteryumlanmış glukoz ile ilişkili, genellikle lipidler ile ilişkili CH streç modu, ve CD streç modu spektral yerleri belirlemek DR-CARS gerçekleştirmek için. </li><li> Tutarlı Raman saçılması bir moleküler titreşim frekansı iki lazer arasındaki frekans farkı eşleştiğinde elde edilir. By ayar bir OPO 817 nm ve 868 nm 1064 nm ışını ile kombine edildiğinde, 2121 cm -1 zirve prob diğer OPO ayar 1064 nm lazer ışını ile kombine edildiğinde, 2845 cm -1 CH modunda prob olacak . </li><li> Raster tarama, şimdi üç ilgi tutarlı Raman sinyalleri izleyebilirsiniz CARS mikroskop örnek. A CARS titreşim uzanan CH problama sinyal, CARS CD streç modu ve hem de problama DR-CARS sinyal problama sinyali. </li><li> Bölüm 2.3 &#39;de açıklandığı gibi, her tepe seçin ve yukarıda açıklandığı gibi bir görüntü çekmek. </li></ol> 5. Görüntü İşleme Bu üç resim dayalı ek bilgi ayıklanıyor şimdi bazı oldukça basit bir görüntü işleme gerektirir. <ol><li> İlk görüntüler normalize edilmelidir. Her bir sinyal üretim sürecine katılan her lazer yoğunluğu için muhasebe teorisi normalleşme sağlanabilir. Ancak uygulamada bu her zaman düzgün olmayan spektral tepki nedeniyle ağırlıklı olarak, iş değildirdikroik aynalar, dedektörler ve ızgaralar. </li><li> Normalleşmesi için pratik bir yöntem saf lipidler sinyal hakim bölgelerde, CD rezonans sinyali herhangi bir katkıda bulunmaz gerektiği gerçeğine dayanır. Aynı şekilde, saf glukoz çözeltisi bölgelerde CH rezonans sinyali herhangi bir katkıda olmamalıdır. Bunu akılda tutarak, C. dışında bir bölgeye döteryumlanmış glukoz çözeltisi CD rezonans elde DR-CARS görüntü ve CARS görüntü normale elegans solucan hiçbir CH rezonans göstermelidir. </li><li> Sonra lipidler açısından zengin olan CH-rezonans CARS görüntü solucan içinde bir bölge belirlemek ve normalize DR-CARS görüntü içinde ilgili bölge normalleştirmek. Bu yöntem düzgün çalışması için biz bu bölgede derin döteryumlanmış glikoz mevcut olduğunu varsayalım. Hidrofobik lipidler ve çözümü ile karıştırmayın, çünkü bu güvenli bir varsayım. </li><li> Şimdi, normalize DR-CARS görüntü normalize CH-rezonans CARS görüntü çıkarılarak, sadece CD-rezonans sinyal amplifiye sol. </li><li> Benzer şekilde normalize DR-FWM görüntü normalize CD-rezonans CARS görüntü çıkarılarak sadece amplifiye CH-rezonans sinyali ile bırakılır. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar <img src="/files/ftp_upload/2085/2085fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1: Yukarıda da açıklandığı gibi DR-CARS mikroskopi sistemi diyagramı . <img src="/files/ftp_upload/2085/2085fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2: C. Beyaz ışık görüntü döteryumlanmış glukoz çözeltisi elegans solucan bir cam lamel hazırlanmış ve görüntüleme için hazır. <img src="/files/ftp_upload/2085/2085fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3: bir alkin değişiklik (karbon üçlü bağı karbon grubu) içeren modifiye oleik asit (doymamış yağ asidi) Raman spektrumu 2845 cm -1 ve 2100 cm alkin rezonans güçlü CH rezonanslar -1 her ikisi de tutarlı Raman görüntüleme için ideal belirteçleri, parmak izi bölgesi (yoğun paketlenmiş doruklarına bölge) izole edilmiştir. <img src="/files/ftp_upload/2085/2085fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4: Tipik örnek içinde çakışan üç kısa darbeli lazerler zaman tutarlı Raman sinyallerinin spektrum oklar enerji diyagramları ile temsil gibi, her bir sinyal için sorumlu süreç (ler) işaret etmektedir . Burada gösterilen diyagramlar kesik oklar ortaya çıkan sinyali gösteren fotonlar lazer ve OPO ve katı oklar göstermektedir. Katı yatay çizgiler Raman titreşim enerjisini gösterir ve DR-CARS, probları aynı anda iki farklı Raman titreşimler aynı 3 giriş fotonlar karıştırma, görsel bir temsil vermek. <img src="/files/ftp_upload/2085/2085fig5.jpg" alt="Şekil 5" /> Şekil 5: Tipik görüntüleme C. sonuçları DR-CARS ve CARS kullanarak elegans solucanlar üst satırındaki döteryumlanmış glikoz bir çözüm görüntü bir solucan Şekil 4&#39;te belirtilen üç sinyal kullanılır. İkinci satırda görüntüleri uygun şekilde normalize edildi ve üçüncü sıra farkı görüntüler DR-CARS görüntü her CARS görüntüler çıkarılarak tarafından üretildi.

<ol>
	<li>Cheng, J. X., Volkmer, A., Xie, X. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theoretical+and+experimental+characterization+of+coherent+anti-Stokes+Raman+scattering+microscopy.">Theoretical and experimental characterization of coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy.</a> J Opt Soc Am B. 19 (9), (2002).</li><li>Tolles, W. M., Nibler, J. W., McDonald, J. R., Harvey, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Review+of+the+Theory+and+Application+of+Coherent+Anti-Stokes+Raman+Spectroscopy+(CARS).">A Review of the Theory and Application of Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy (CARS).</a> Appl Spectrosc. , (1977).</li><li>Weeks, T., Schie, I. W., Wachsmann-Hogiu, S., Huser, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+generation+and+Raman-resonant+imaging+by+non-degenerate+four-wave+mixing+under+tight+focusing+conditions.">Signal generation and Raman-resonant imaging by non-degenerate four-wave mixing under tight focusing conditions.</a> J Biophoton. 3 (3), 169-175 (2010).</li><li>Weeks, T., Wachsmann-Hogiu, S., Huser, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Raman+Microscopy+based+on+Doubly-Resonant+Four-Wave+Mixing+(DR-FWM).">Raman Microscopy based on Doubly-Resonant Four-Wave Mixing (DR-FWM).</a> Opt Express. 17 (19), 17044-17051 (2009).</li><li>Schie, I. W., Weeks, T., McNerney, G. P., Fore, S., Sampson, J. K., Wachsmann-Hogiu, S., Rutledge, J. C., Huser, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+forward+and+epi-CARS+microscopy+with+a+single+detector+by+time-correlated+single+photon+counting.">Simultaneous forward and epi-CARS microscopy with a single detector by time-correlated single photon counting.</a> Optics Express. 16 (3), 2168-2175 (2008).</li></ol>

Raman spektroskopisi ve Raman tabanlı görüntüleme biyolojik bilimler alanında güçlü gelişmekte olan araçlardır. Şu anda, bu in vivo ve in vitro çalışma Lipidlerin işleme ve depolama hücre metabolizması ve metabolik bozukluklar için özellikle doğrudur. En biyo-makromoleküller hücreleri ve organizmalardan elde edilen Raman genellikle yağlar, proteinler, nükleik asitler, şekerler katkıları konvolüsyon böylece benzer, çoğunlukla karbon bazlı moleküler bağlar çok sayıda içeren, vb Lipidler nispeten kolaydır çünkü yoğun damlacıkları veya bilayers formu kendi eğilim ve alifatik CH bağlarının çok sayıda uzun zincirler içerdiğinden, bu karmaşık spektrumları izole etmek. Ancak, karmaşık hücresel ortamı içinde, özel proteinler, amino asitler, RNA veya DNA izole etmek için yeteneği çok sınırlıdır. Ilgi, bu moleküllerin aşağıda sadece mcM konsantrasyonlarda, bu özellikle doğrudur. Burada, yeni sunulan DR-CARS fark görüntüleme tekniği kullanan zayıf Raman rezonanslar prob yeteneği kimyasal mikro ve görüntüleme için bir potansiyel olarak güçlü bir yaklaşım sağlar. Kuşkusuz, bu protokolün en karmaşık kısmı lazer sistemi ile uyum ve senkronizasyon. Sıfırdan başlarken, bakliyat senkronizasyon, yani, bakliyat, bir darbe autocorrelator kolaylaştırılabilir alan farklı yollar rağmen zaman çakışan sağlamak. Bir kere mekansal ve zamansal örtüşmesi durumunda, elde CARS ve DR-CARS sinyalleri kolayca algılanabilir olmalıdır. Ancak, ilk hizalama zayıf sinyaller sonucu, sık sık ham budur. Bu sistem iyi hizalamak için en iyi uygulama, başlangıçta zayıf sinyaller oluşturmak ve daha sonra yavaşça her yol boyunca verdiği aynalar ve gecikme aşamaları kullanarak temporal örtüşme ayarlayarak sinyal gücünü artırmak için. , Oda ışığında için çok etkili bir baffle olarak temiz oda ışıkları ile işletim sistemi ile elde edilebilir spektrometre / monokromatör eylemleri kapalı ve perde veya lens tüp çeşitli diğer ışık kaynaklarının (örneğin bilgisayar monitörleri tarafından tanıtılan arka plan en aza indirmek için rağmen gösterge ışıkları, LED, vb.) Bizim özellikle kurulum, tek foton sayma çığ foto-diyot (AKB) dedektörleri ve algılama 5 için zaman korelasyon tek foton sayma (TCSPC) donanım kullanır . Bu bize son derece zayıf sinyalleri algılamak için nispeten düşük gürültü ama birçok grup benzer ölçümleri yapmak avantajlı değişken kazanç ile foto çoğaltıcı tüpler (PMT) bulduk sağlar. PMT avantajı değişken kazanç sunuyoruz ve dedektör Hatların çok daha büyük bir algılama alanı vardır. Ayrıca, kurulum ışını tarama ulaşmak için objektif çevirmek için piezo aşamaları kullanır. Bunun avantajı, yüksek bir doğruluk derecesi ile Önceden taranmış bir görüntüyü içinde herhangi bir noktaya dönmek ve spontan Raman dahil ek ölçümler almak yeteneğine sahip olmasıdır. Diğer gruplar tarama ayna meclisleri, ya da böyle çok daha hızlı görüntüleme sunar ama tam bir görüntü içinde keyfi yerlere dönmek için yeteneği sınırlı Olympus FluoView sistemi, hatta tüm konfokal tarama birimleri kullanılarak başarılı olmuştur. Raman rezonans da, bazı optimizasyon isteyebilir kritik bir adımdır maç lazerler Tuning. Raman doruklarına DR-CARS ve CARS elde edilen maksimum spektral tepe yoğunluğu bilinen olabilir, ancak mutlaka kendiliğinden Raman tepe maksimum karşılık gelmiyor. Bu göreceli CARS spontan Raman spektrumları bozan olmayan bir rezonans arka plan sinyal ve CARS, giden dört-dalga karıştırma tarafından üretilen sinyallerin içsel girişime nedeniyle. CARS sinyalinin tepe spektral konumu hesaplanır, ancak daha pratik bir yaklaşım Raman rezonans beklenen konuma çapında birçok küçük spektral adımda OPOS ayarlamak için olabilir. Bu sürecin net bir maksimum verim gerekir. Aslında, hem rezonanslar DR-FWM büyük hassasiyet için maksimum ayarlanmış olmalıdır. DR-CARS yaklaşımın son bir potansiyel sorunu da ele alınacak, yani DR-CARS sinyal Raman aktif yükseltme molekülünün homojen bir dağılım bağlıdır. Çoğu biyolojik nesneler için, bu iyi, bol ve neredeyse her yerde hazır ve nazır geniş su OH rezonans olabilir. Su Ancak, lipid modları güçlendirmek için su rezonans kullanılarak elde edilen sinyallerin bir bozulma önde gelen lipid damlacıkları gibi bir hücre ile hidrofobik bölgeler, dışında. Bizim örneğimizde, kolayca algılanabilir ve bol miktarda biyolojik örnek bir sinyal oluşturmak için döteryumlanmış glikoz solüsyonu kullanılabilir. Benzer şekilde, su Dötöro veya biyolojik Buffe döteryumlanmışrs, d-Hepes olarak kullanılabilir. Bizim örneğimizde, C. içinde lipid damlacıkları elegans solucan, her zaman sistem odaklı lazer nokta içinde, döteryumlanmış glukoz çözeltisi ve lipidler hem de içeren kadar küçük. Ancak bu, genellikle doğru değildir. Belirli bir örnek adipositler, kendi sitoplazma içinde oldukça geniş lipid damlacıkları oluşturmak olacaktır. Bu demektir ki, DR-CARS tekniği ile yapılan herhangi bir deney sonuçları doğrulamak için, dikkatli bir hazırlık ve kontrol deneyleri gerektirir.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>60X water immersion objective</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>UPLSAPO 60XW</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71SIF-3</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pockels Cell</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ConOptics</td>
<td>350-160</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Picotrain pump Laser</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>HighQ</td>
<td>IC-1064-10000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Optical Parametric Oscillator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>APE</td>
<td>Levante IR</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.5 Glass cover slips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>12-545-102 25cm-1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Half-wave plates</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Thor Labs</td>
<td>AHWP05M-980</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Polarizing Beam Splitter Cubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Thor Labs</td>
<td>PBS052 or PBS053</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spectrometer/Monochromator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PI Acton</td>
<td>Spectra Pro 2300i</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>CCD Camera</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PI Acton</td>
<td>PIXIS: 100B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Avalanche Photo Diode</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Perkin Elmer</td>
<td>SPCM-AGR-14-12691</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>XYZ Piezo Stage</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Physik Instruments</td>
<td>P 733-2CL P 721.CDQ</td>
<td>This is a combination of an XY stage and a Z objective holder</td>
</tr>
<tr>
<td>Dichroic Mirrors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Semrock</td>
<td>Ff01-720/SP-25 LPD01-633RS-25</td>
<td>These specific dichroics are not critical, any set with the appropriate transmission/reflection characteristics will be sufficient.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dichroic Mirror</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Chroma</td>
<td>Z830rdc</td>
<td>To combine the different near-infrared laser beams</td>
</tr>
<tr>
<td>TCSPC board</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PicoQuant</td>
<td>Timeharp 200</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Symphotime Imaging Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PicoQuant</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Matlab</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Mathworks</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

differential imaging of biological structures with doubly-resonant coherent anti-stokes raman scattering (cars)

Tutarlı Raman görüntüleme teknikleri nedeniyle yüksek molekül özgüllüğü 1 etiket optik görüntüleme sağlamak için söz, son on yılda faaliyet dramatik bir artış gördük . Ancak, bu tekniklerin duyarlılık, Mili molar moleküler konsantrasyonları 1,2 gerektiren, floresan daha zayıf büyüklükte çok sayıda siparişi. Burada, biz, güçlü ya da bol Raman sikliklerin elde edilen sinyal yükseltme Raman-aktif moleküllerin zayıf ya da düşük konsantrasyonlarda tespit etkinleştirebilirsiniz bir teknik açıklar. Biyolojik örnek kısa atımlı lazerler etkileşim numuneye ilişkin benzersiz kimyasal bilgi taşıyan her biri tutarlı bir Raman saçılma sinyalleri, çeşitli üretir. Tipik olarak, bu sinyaller, örneğin Tutarlı Anti-Stokes Raman saçılması (CARS), sadece biri diğerleri atılır bir görüntü oluşturmak için kullanılır. Ancak, 3-renk CARS ve dört dalga karıştırma (FWM) dahil olmak üzere bu diğer sinyalleri, toplanan ve CARS sinyal karşılaştırıldığında, aksi halde zor bilgi algılamak için 3 çıkarılan olabilir. Örneğin, iki kat rezonans ARABALAR (DR-CARS) iki rezonans sinyalleri 4 arasında yapıcı bir girişim sonucu . Biz göstermek DR-CARS lipidler 2845 cm -1 CH gerilmesi titreşim ve bir döteryumlanmış molekül (örneğin döteryumlanmış şekerler, yağ asitleri, vb) 2120 cm -1 CD germe titreşim sinyalleri üretmek için gerekli olan üç lazerler ince ayarının nasıl Raman rezonanslar aynı anda iki prob kullanılabilir. Bu koşullar altında, her rezonans, de üretilen problama DR-CARS kombine bir sinyal CARS sinyalleri ek olarak. DR-CARS sinyal ve zayıf sinyal duyarlılığı artırmak için kullanılan bol bir molekülün titreşim yükseltme sinyali arasındaki fark tespit nasıl göstermektedir. Biz bu yaklaşımı biraz daha güçlü bir çözücü Raman sinyal kullanarak örneğin seyreltik çözünen zayıf Raman sinyal artırabilirsiniz böyle iki sinyalleri farklı moleküllerden oluşturulan uygulamalar bile uzattığını gösteriyor.

Watch this Scientific Journal Video about Differential Imaging of Biological Structures with Doubly-resonant Coherent Anti-stokes Raman Scattering CARS at JoVE.com

Differential Imaging of Biological Structures with Doubly-resonant Coherent Anti-stokes Raman Scattering CARS

Üç tek dalga boyu kısa darbeli lazerler bir arada tutarlı bir anti-Stokes Raman saçılması (CARS) ve iki kat rezonans ARABALAR (DR-CARS) oluşturmak için kullanılır. Bu sinyaller arasındaki fark, aksi takdirde tutarlı Raman sinyalleri algılamak için zor zayıf Raman sikliklerin görüntüleme sağlayan gelişmiş hassasiyet sağlar.

Çifte rezonans Tutarlı Anti-Stokes Raman saçılımı (CARS) Biyolojik Yapıların Diferansiyel Görüntüleme

Coherent Raman imaging techniques have seen a dramatic increase in activity over the past decade due to their promise to enable label-free optical imaging ...

differential-imaging-biological-structures-with-doubly-resonant

Research

JoVE Journal

Biology

Differential Imaging of Biological Structures with Doubly-resonant Coherent Anti-stokes Raman Scattering (CARS)

13.6K Görüntüleme.  University of California, Davis. Üç tek dalga boyu kısa darbeli lazerler bir arada tutarlı bir anti-Stokes Raman saçılması (CARS) ve iki kat rezonans ARABALAR (DR-CARS) oluşturmak için kullanılır. Bu sinyaller arasındaki fark, aksi takdirde tutarlı Raman sinyalleri algılamak için zor zayıf Raman sikliklerin görüntüleme sağlayan gelişmiş hassasiyet sağlar.

Video: Differential Imaging of Biological Structures with Doubly-resonant Coherent Anti-stokes Raman Scattering CARS

Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by Zernike, in 1942, who received the Nobel prize for his achievement. DIC microscopy, introduced in the late 1960s, has been popular in biomedical research because it highlights edges of specimen structural detail, provides high-resolution optical sections of thick specimens including tissue cells, eggs, and embryos and does not suffer from the  phase halos  typical of phase-contrast images. This protocol highlights the principles and practical applications of these microscopy techniques.

Phase Contrast and Differential Interference Contrast DIC Microscopy

This protocol highlights the principles and practical applications of Phase and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Faz Kontrast ve Diferansiyel Girişim Kontrast (DIC) Mikroskopi

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by ...

Biyoloji

Synthesis and Calibration of Phosphorescent Nanoprobes for Oxygen Imaging in Biological Systems

Oxygen measurement by phosphorescence quenching [1, 2] consists of the following steps: 1) the probe is delivered into the medium of interest (e.g. blood or interstitial fluid); 2) the object is illuminated with light of appropriate wavelength in order to excite the probe into its triplet state; 3) the emitted phosphorescence is collected, and its time course is analyzed to yield the phosphorescence lifetime, which is converted into the oxygen concentration (or partial pressure, pO2). The probe must not interact with the biological environment and in some cases to be 4) excreted from the medium upon the measurement completion. Each of these steps imposes requirements on the molecular design of the phosphorescent probes, which constitute the only invasive component of the measurement protocol. Here we review the design of dendritic phosphorescent nanosensors for oxygen measurements in biological systems. The probes consist of Pt or Pd porphyrin-based polyarylglycine (AG) dendrimers, modified peripherally with polyethylene glycol (PEG's) residues. For effective two-photon excitation, termini of the dendrimers may be modified with two-photon antenna chromophores, which capture the excitation energy and channel it to the triplet cores of the probes via intramolecular FRET (F&ouml;rster Resonance Energy Transfer). We describe the key photophysical properties of the probes and present detailed calibration protocols.

We present principles of oxygen measurements by phosphorescence quenching and review design of porphyrin-based dendritic nanosensors for oxygen imaging in biological systems.

Biyolojik Sistemleri Oksijen Görüntüleme Fosforlu Nanoprobes sentezi ve Kalibrasyon

Oxygen measurement by phosphorescence quenching [1, 2] consists of the following steps: 1) the probe is delivered into the medium of interest (e.g. blood ...

Analyzing and Building Nucleic Acid Structures with 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures. Protocol 1 lists the set of instructions needed to download and install the software. This is followed, in Protocol 2, by the analysis of a nucleic acid structure, including the assignment of base pairs and the determination of rigid-body parameters that describe the structure and, in Protocol 3, by a description of the reconstruction of an atomic model of a structure from its rigid-body parameters. The most recent version of 3DNA, version 2.1, has new features for the analysis and manipulation of ensembles of structures, such as those deduced from nuclear magnetic resonance (NMR) measurements and molecular dynamic (MD) simulations; these features are presented in Protocols 4 and 5. In addition to the 3DNA stand-alone software package, the w3DNA web server, located at <a href="http://w3dna.rutgers.edu" target="_blank">http://w3dna.rutgers.edu</a>, provides a user-friendly interface to selected features of the software. Protocol 6 demonstrates a novel feature of the site for building models of long DNA molecules decorated with bound proteins at user-specified locations.

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures.

3DNA ile Nükleik Asit Yapıları analiz ve Yapı

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic ...

Imaging and 3D Reconstruction of Cerebrovascular Structures in Embryonic Zebrafish

Zebrafish are a powerful tool to study developmental biology and pathology in vivo. The small size and relative transparency of zebrafish embryos make them particularly useful for the visual examination of processes such as heart and vascular development. In several recent studies transgenic zebrafish that express EGFP in vascular endothelial cells were used to image and analyze complex vascular networks in the brain and retina, using confocal microscopy. Descriptions are provided to prepare, treat and image zebrafish embryos that express enhanced green fluorescent protein (EGFP), and then generate comprehensive 3D renderings of the cerebrovascular system. Protocols include the treatment of embryos, confocal imaging, and fixation protocols that preserve EGFP fluorescence. Further, useful tips on obtaining high-quality images of cerebrovascular structures, such as removal the eye without damaging nearby neural tissue are provided. Potential pitfalls with confocal imaging are discussed, along with the steps necessary to generate 3D reconstructions from confocal image stacks using freely available open source software.

Imaging of cerebrovascular development in larval zebrafish is described. Techniques to facilitate 3D imaging and modify cerebrovascular development using chemical treatments are also provided.

Görüntüleme ve Embriyonik Zebra balığı Serebrovasküler Yapıların 3D İmar

Zebrafish are a powerful tool to study developmental biology and pathology in vivo.  The small size and relative transparency of zebrafish embryos make ...

Simultaneous Multicolor Imaging of Biological Structures with Fluorescence Photoactivation Localization Microscopy

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled single molecules within a sample with a spatial resolution of tens of nanometers. Using either photoactivatable (PAFP) or&#160;photoswitchable (PSFP) fluorescent proteins fused to proteins of interest, or organic dyes conjugated to antibodies or other molecules of interest, fluorescence photoactivation localization microscopy (FPALM) can simultaneously image multiple species of molecules within single cells. By using the following approach, populations of large numbers (thousands to hundreds of thousands) of individual molecules are imaged in single cells and localized with a precision of ~10-30 nm. Data obtained can be applied to understanding the nanoscale spatial distributions of multiple protein types within a cell. One primary advantage of this technique is the dramatic increase in spatial resolution: while diffraction limits resolution to ~200-250 nm in conventional light microscopy, FPALM can image length scales more than an order of magnitude smaller. As many biological hypotheses concern the spatial relationships among different biomolecules, the improved resolution of FPALM can provide insight into questions of cellular organization which have previously been inaccessible to conventional fluorescence microscopy. In addition to detailing the methods for sample preparation and data acquisition, we here describe the optical setup for FPALM. One additional consideration for researchers wishing to do super-resolution microscopy is cost: in-house setups are significantly cheaper than most commercially available imaging machines. Limitations of this technique include the need for optimizing the labeling of molecules of interest within cell samples, and the need for post-processing software to visualize results. We here describe the use of PAFP and PSFP expression to image two protein species in fixed cells. Extension of the technique to living cells is also described.

We demonstrate the use of fluorescence photo activation localization microscopy (FPALM) to simultaneously image multiple types of fluorescently labeled molecules&#160;within cells. The techniques described yield the localization of thousands to hundreds of thousands of individual fluorescent labeled proteins, with a precision of tens of nanometers&#160;within single cells.

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled ...

Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM

To gain novel insights into the dynamics of exocytosis, our group focuses on the changes in lipid bilayer shape that must be precisely regulated during the fusion of vesicle and plasma membranes. These rapid and localized changes are achieved by dynamic interactions between lipids and specialized proteins that control membrane curvature. The absence of such interactions would not only have devastating consequences for vesicle fusion, but a host of other cellular functions that involve control of membrane shape. In recent years, the identity of a number of proteins with membrane-shaping properties has been determined. What remains missing is a roadmap of when, where, and how they act as fusion and content release progress.
Our understanding of the molecular events that enable membrane remodeling has historically been limited by a lack of analytical methods that are sensitive to membrane curvature or have the temporal resolution to track rapid changes. PTIRFM satisfies both of these criteria. We discuss how pTIRFM is implemented to visualize and interpret rapid, submicron changes in the orientation of chromaffin cell membranes during dense core vesicle (DCV) fusion. The chromaffin cells we use are isolated from bovine adrenal glands. The membrane is stained with a lipophilic carbocyanine dye,1,1&#39;-dioctadecyl-3,3,3&#39;,3&#39;-tetramethylindodicarbocyanine, 4-chlorobenzenesulfonate, or&#160;diD. DiD intercalates in the membrane plane with a &#34;fixed&#34; orientation and is therefore sensitive to the polarization of the evanescent field. The diD-stained cell membrane is sequentially excited with orthogonal polarizations of a 561&#160;nm laser (p-pol, s-pol). A 488&#160;nm laser is used to visualize vesicle constituents and time the moment of fusion. Exocytosis is triggered by locally perfusing cells with a depolarizing KCl solution. Analysis is performed offline using custom-written software to understand how diD emission intensity changes relate to fusion pore dilation.

Polarization-based Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (pTIRFM) enables real-time detection of cell membrane dynamics. This article describes the implementation of pTIRFM for the study of membrane remodeling during regulated exocytosis. The technique is generalizable to other processes in cell biology that directly or indirectly involve changes in membrane shape.

PTIRFM ile görüntüleme Plazma Membran deformasyonlar

To gain novel insights into the dynamics of exocytosis, our group focuses on the changes in lipid bilayer shape that must be precisely regulated during ...

Implementation of a Coherent Anti-Stokes Raman Scattering (CARS) System on a Ti:Sapphire and OPO Laser Based Standard Laser Scanning Microscope

Laser scanning microscopes combining a femtosecond Ti:sapphire laser and an optical parametric oscillator (OPO) to duplicate the laser line have become available for biologists. These systems are primarily designed for multi-channel two-photon fluorescence microscopy. However, without any modification, complementary non-linear optical microscopy such as second-harmonic generation (SHG) or third harmonic generation (THG) can also be performed with this set-up, allowing label-free imaging of structured molecules or aqueous medium-lipid interfaces. These techniques are well suited for in-vivo observation, but are limited in chemical specificity. Chemically selective imaging can be obtained from inherent vibration signals based on Raman scattering. Confocal Raman microscopy provides 3D spatial resolution, but it requires high average power and long acquisition time. To overcome these difficulties, recent advances in laser technology have permitted the development of nonlinear optical vibrational microscopy, in particular coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS). CARS microscopy has therefore emerged as a powerful tool for biological and live cell imaging, by chemically mapping lipids (via C-H stretch vibration), water (via O-H stretch vibrations), proteins or DNA. In this work, we describe the implementation of the CARS technique on a standard OPO-coupled multiphoton laser scanning microscope. It is based on the in-time synchronization of the two laser lines by adjusting the length of one of the laser beam path. We present a step-by-step implementation of this technique on an existing multiphoton system. A basic background in experimental optics is helpful and the presented system does not require expensive supplementary equipment. We also illustrate CARS imaging obtained on myelin sheaths of sciatic nerve of rodent, and we show that this imaging can be performed simultaneously with other nonlinear optical imaging, such as standard two-photon fluorescence technique and second-harmonic generation.

Implementation of a Coherent Anti-Stokes Raman Scattering CARS System on a Ti:Sapphire and OPO Laser Based Standard Laser Scanning Microscope

Coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy based on inherent vibration of molecule bonds permits label-free chemically selective live cell imaging. This work presents the implementation of a complementary microscopy technique on a standard multiphoton laser scanning microscope based on a femtosecond Ti:sapphire laser and an OPO laser.

Sapphire ve OPO Lazer Bazlı Standart Lazer Tarama Mikroskobu: Bir Ti bir Tutarlı Anti-Stokes Raman saçılması (CARS) Sisteminin Uygulanması

Laser scanning microscopes combining a femtosecond Ti:sapphire laser and an optical parametric oscillator (OPO) to duplicate the laser line have become ...

Fluorescence Recovery after Photobleaching of Yellow Fluorescent Protein Tagged p62 in Aggresome-like Induced Structures

Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP)&#160;is a microscopy technique that can be used to quantify protein mobility in live cells. In a typical FRAP experiment, steady-state fluorescence is observed by repeated imaging with low-intensity laser light. Subsequently, the fluorescent molecules are rapidly and irreversibly impaired via brief exposure to high-intensity laser light. Information about protein mobility is obtained by monitoring the recovery of fluorescence. We used FRAP to determine the mobility of p62 in aggresome-like induced structures (ALIS) in murine macrophages after stimulation with lipopolysaccharide (LPS). Because many existing FRAP protocols are either incomplete or complex, our goal was to provide a comprehensive, practical, and straightforward step-by-step protocol for FRAP experiments with live cells. Here, we describe RAW264.7 macrophage transfection with yellow fluorescent protein-p62 (YFP-p62), induction of ALIS by exposing the cells to LPS, and a step-by-step method for collecting prebleach and postbleach FRAP images and data analysis. Finally, we discuss important factors to consider when conducting a FRAP experiment.

We describe a comprehensive and practical protocol for fluorescence recovery after photobleaching experiments with live cells. Although the protocol was used to measure the mobility of yellow fluorescent protein-tagged p62 in aggresome-like induced structures, it can be applied to a variety of microscopy systems and fluorescent proteins.

Photobleaching, sarı floresan Protein etiketli p62 indüklenen Aggresome benzeri yapılarda sonra Floresans kurtarma

Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP)&#160;is a microscopy technique that can be used to quantify protein mobility in live cells. In a typical ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Hücre Altı Yapıların Süper Çözünürlüklü Canlı Hücre Görüntülemesi

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...

Neutron Radiography and Computed Tomography of Biological Systems at the Oak Ridge National Laboratory's High Flux Isotope Reactor

Neutrons have historically been used for a broad range of biological applications employing techniques such as small-angle neutron scattering, neutron spin echo, diffraction, and inelastic scattering. Unlike neutron scattering techniques that obtain information in reciprocal space, attenuation-based neutron imaging measures a signal in real space that is resolved on the order of tens of micrometers. The principle of neutron imaging follows the Beer-Lambert law and is based on the measurement of the bulk neutron attenuation through a sample. Greater attenuation is exhibited by some light elements (most notably, hydrogen), which are major components of biological samples. Contrast agents such as deuterium, gadolinium, or lithium compounds can be used to enhance contrast in a similar fashion as it is done in medical imaging, including techniques such as optical imaging, magnetic resonance imaging, X-ray, and positron emission tomography. For biological systems, neutron radiography and computed tomography have increasingly been used to investigate the complexity of the underground plant root network, its interaction with soils, and the dynamics of water flux in situ. Moreover, efforts to understand contrast details in animal samples, such as soft tissues and bones, have been explored. This manuscript focuses on the advances in neutron bioimaging such as sample preparation, instrumentation, data acquisition strategy, and data analysis using the High Flux Isotope Reactor CG-1D neutron imaging beamline. The aforementioned capabilities will be illustrated using a selection of examples in plant physiology&#160;(herbaceous plant/root/soil system)&#160;and biomedical applications&#160;(rat femur and mouse lung).

Neutron Radiography and Computed Tomography of Biological Systems at the Oak Ridge National Laboratory&#039;s High Flux Isotope Reactor

This manuscript describes a protocol for neutron radiography and computed tomography of biological samples using a High Flux Isotope Reactor (HFIR) CG-1D beamline to measure a metal implant in a rat femur, a mouse lung, and an herbaceous plant root/soil system.

Oak Ridge Ulusal Laboratuvarı'nın Yüksek Akı İzotop Reaktöründe Nötron Radyografisi ve Biyolojik Sistemlerin Bilgisayarlı Tomografisi

Neutrons have historically been used for a broad range of biological applications employing techniques such as small-angle neutron scattering, neutron ...