Bu çalışma Sinir İletişim Teknolojileri Merkezi (CNCT), Biyomedikal Görüntüleme ve Biyomühendislik Ulusal Enstitüsü (NIBIB, P41 EB002030) tarafından finanse edilen ve Ulusal Sağlık Enstitüsü (NIH) tarafından desteklenen bir P41 Kaynak Merkezi tarafından finanse edildi.

1. Sabitleme hazırlayın (Tablo Sabitleme ve Tamponlar bakınız.) 2. Perfüzyon Tamponlar hazırlayın (Tablo Sabitleme ve Tamponlar bakınız.) 3. Aparat ve Anestezi hazırlayın <ol><li> 37 su banyosu, sıcak perfüzyon tampon kullanarak ° C Tamponu ile dolu bir bardak koyun çıkış vanası. Tamponu ile 50 ml&#39;lik şırınga doldurun ve sabitleştirici tüp takmak. Kovma ve tampon çekerek tekrar tekrar tüp yıkayın. </li><li> Boru tüm hava kabarcıkları ortadan kadar tamponu ile hat temizleyin. Bu satırların her biri hava kabarcıkları olmaması için perfüzyon başarısı için çok önemlidir. </li><li> Şırınga çıkarın ve% 4 paraformaldehit sabitleştirici (oda sıcaklığında) konteyner bağlayın. Kabı içine yerleştirilmesi sırasında boru tüp ucunda hava kabarcıkları önlemek için, boru sıkıp böylece uç t tampon çıkıntı yapan bir damlakap içinde sıvı yüzeyi ile temas ediniz. </li><li> Çıkış deliği (iğne ucu) kapatın. Sabitleştirici vana (beyaz) ile aynı konuma tampon vana (mavi) çevirin. Bu tampon hat sadece akış sağlayacaktır. </li><li> Çıkış deliği açın ve tampon dolum hattı için A3 A1 ile adımı tekrarlayın. Tüm hava kabarcıkları yakın çıkış kapısı yok edilir sonra, şırınga kaldırmak ve tampon konteyner bağlamak, tüp içine hava kabarcıkları tanıtmak için özen gösterin. </li><li> Lastik manometre Blub pompalayarak basıncı tutma olanağı için test sistemi. Sistem içinde hava sıkıştırma nedeniyle bazı direnç normal vardır. </li><li> Erişimi kolay için sırayla cerrahi aletler Kur. Hava kabarcıklarının olasılığını ortadan kaldırmak için tamponu ile perfüzyon iğne doldurun. </li><li> Ameliyat öncesinde, bir xylazine / ketamin karışımı (80 mg / kg vücut ağırlığı ketamin ve 10 mg / kg vücut ağırlığı xylazine) intraperitoneal (27 gauge iğne ve 1 cc şırınga) ile yönetilir. Anestezik ek yönetim anestezi cerrahi bir uçağı korumak için her operasyon sırasında gerektiğinde yapılacaktır. </li></ol> 4. Perfüzyon Cerrahi <ol><li> Hayvan anestezi cerrahi bir düzlem ulaştığında, ezilmiş buz dolu sığ tepsiye yerleştirin. (Anestezi derinliği belirlemek için tutam-yanıt yöntemi parmak kullanın. Hayvan devam etmeden önce tepkisiz olmalıdır). </li><li> Sadece göğüs kafesinin altındaki kabuk ve karın duvarı üzerinden 5-6 cm lateral insizyon olun. Diyaframdan karaciğer dikkatle ayırın. </li><li> Eğri, künt makas kullanırken diyafram küçük bir kesi olun. Parmağınızın konumu ve basınç diyaframın kesmek için yeteneği yardımcı olabilir. </li><li> Plevra boşluğu göstermek için göğüs kafesinin tüm uzunluğu boyunca diyafram kesi devam edin. </li><li> Dikkatli akciğerler yerinden, kaburga kemiklerinden birinin kenarı boyunca eğri, künt makas koyun ve bir cu yapmakkadar köprücük kemiği ile göğüs kafesini t. Karşı tarafta benzer bir kesim olun. </li><li> Uzaklıkta sternum Kaldırma, kalp bağlayarak herhangi bir doku dikkatlice düzeltin. Hemostat ile sternum ucu Kelepçe ve başının üzerine hemostat yerleştirin. Düzgün yapılmazsa zaman, timus büyük damarların net bir görünüm sağlayan, sternum ile birlikte kalp uzak kaldırır. </li><li> Iris makası kullanarak sol ventrikül posterior sonuna küçük bir kesi yapmak. </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564step7.jpg" /> <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3564/3564step7large.jpg" target="_blank">Büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <ol start="8"><li> Aorta içine kesme ventrikül yoluyla 15-gauge künt veya zeytin uçlu perfüzyon iğne geçirin. Ucu aort duvarı ile görünür olmalı ve brakial ve karotis arterler farklılaşmaya arkus ulaşması gerekir. </li><li> Kalp bağlamak için bir hemostat kullanın, bu iğne tutan ve dışarıya sızmasını önler. Eğer istenirse, modifiye hemostat (bu hemostat Diseksiyon başlayana kadar yerinde kalması, fakat berraklığı için gelecek resimlerden atlanmıştır) iğne ucu etrafında aorta sıkıştırılması için kullanılabilir. </li><li> Son olarak, inen aorta zarar vermeden mümkün olduğunca büyük bir çıkış oluşturmak için iris makası kullanarak hayvanın sağ atriuma bir kesi yapmak. Bu noktada, hayvan perfüze üzere hazırdır. </li></ol> 5.. Perfüzyon <ol><li> Açın ve herhangi bir hava kabarcığı tanıtmak için özen iğne tabanına çıkış noktası ekleyin. </li><li> Hızlı ve eşit olarak 80 mm Hg basınç manometresi ampul kesecektir. Tampon infüzyon süresince bu basıncı koruyun. Zamanlayıcı başlatın. </li><li> İğne açısını ayarlayın. Iğnenin açısı maksimum debisi (açı ayarlı akış değişim dikkat edin) ulaşılmasında kritik önem taşımaktadır. </li><li> Buff geçişer vana (mavi) tampon neredeyse tamamlandıktan sonra (200 ml). Sıvı berraktı çalıştırıyor olmalıdır. Karaciğerin temizlenmesi iyi bir perfüzyon bir göstergesidir. Karaciğer bu noktada açık olmalıdır. Kayıtlarınız için zamanını gösterir. </li><li> Fiksasyon titreme saniye içinde dikkat edilmelidir, bu tespitin doğru zamanı düşünülmelidir. Kayıtlarınız için zamanını gösterir. </li><li> Basıncı yavaş yavaş sabit bir akış hızı korumak için 130 mm Hg maksimum 2 kadar artış olabilir. </li><li> Sabitleştirici neredeyse tamamlandıktan sonra çıkış vanasını kapatın. Kayıtlarınız için zaman bitiş belirtiniz. </li><li> Rat bu aşamada sert olmalıdır. </li><li> Kullanılan paraformaldehit kurumunuzun mevzuata uygun olarak atmak için toplanan ve saklanan gerekir. </li></ol> 6. Diseksiyon 4,11 <ol><li> Bir makas kullanarak kafasını çıkarın. </li><li> Boyun burun kabuklarıyla birlikte orta hat kesi yapmak ve maruzkafatası. </li><li> Kafatası tabanında maruz böylece kalan boyun kası kesip atın; makas veya rongeurs kullanarak herhangi bir kalıntı kas kaldırın. </li><li> Dikkatli kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kayar, bir tarafta foramen magnum içine iris bir makas keskin ucunu yerleştirin. </li><li> Daha sonra, bir kesik posterior kafatası yüzeyinin distal kenarından uzanan edin. Karşı tarafta aynı bir kesim olun. Beyincik çevresindeki kafatası temizlemek için rongeurs kullanın. </li><li> Ucu beyin hasarı önlemek için kesme gibi bıçak üzerinde yukarı kaldırarak, dorsal distal arka köşesine gelen kafatası distal ön kenarına gider gibi dikkatlice kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kaydırın. Karşı taraf için tekrarlayın. </li><li> Beyinden uzak kafatası dorsal soyma rongeurs kullanma. Rongeurs yanı kullanarak kafatasının iki uzak kesin. </li><li> Spatula kullanarak, koku ampuller ve sinir bağlantılarının severBeynin ventral yüzeyi birlikte birtakım. </li><li> Yavaşça hala iris makası kullanarak kafatası beyin bağlanan herhangi bir dura kırparak, uzak başından beyin kızdırmak. </li><li> Beyin çıkarın ve fiksatif içeren sıvı, beyin kendisi hacmi en az 10x bir şişe yerleştirin. Flakon bazen girdap. </li></ol> 7. Post-fiksasyon ve Depolama <ol><li> Ara sıra girdapladıktan, 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca sabitleştirici beyin tutmak. </li><li> 24 saat sonra, fosfat ile beyin yıkama medya 3 kez alış verişi ve her seferinde dönen tarafından tamponlu tuz. </li><li> Beyinleri sonra fosfat saklanabilir sodyum azid ile tamponlanmış tuzlu su ya da HBHS ve 4 ° C de muhafaza </li></ol> 8. Temsilcisi Sonuçlar Perfüzyon Başarının ilk göstergesi gibi burun gibi uzuvlar, kulaklar ve pençeleri ve bu timus bezi ve karaciğer (İHK Dünya) gibi iç organların temizlenmesi olduğunu.Beyin Brüt muayene kan (soluk sarı bir görünüm için beyaz) kan damarı void ortaya koymaktadır. Bu ve immunohistokimyasal boyama için kaderinde doku bölümleri içinde de geçerli olacak. Perfüzyon sonucu nihai göstergesi dokusunda ince bir durumdur. 1,6,7,8 <table border="1"><tbody><tr><td> Sabitleme hazırlayın: </td></tr><tr><td> % 8 Paraformaldehyde stok hazırlayın </td></tr><tr><td><ol><li> 500 ml dH 2 O 40 gr Paraformaldehyde ekle 60 çözüm ısıtın - 65 ° C (65 aşmayın ° C, böylece olumsuz immünohistokimyasal prosedürün başarısını etkileyebilir) karıştırarak. </li><li> Çözüm temizlemek için, ısı azaltmak ve bir damlalık ile 1.0 M NaOH 2-3 ml ekleyin. </li><li> Filtre ve 1 aya kadar 4 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></td></tr><tr><td> 0.2 M sodyum fosfat tamponu, pH 7.4 hazırlamak </td></tr><tr><td><ol start="4"><li> Sodyum fosfat monobazik hisse senedi için, 1 L dH 2 O için 27.8 g NaH 2 PO 4 * H 2 O ekleyin </li><li> Sodyum fosfat dibazik hisse senedi için, 1 L dH 2 O için 28.4 g Na 2 HPO 4 ekleyin </li><li> Dibazik stokunun 190 ml monobazik stokunun 810 ml ekleyin. </li></ol></td></tr><tr><td> % 4 Paraformaldehyde Sabitleme hazırlayın </td></tr><tr><td><ol start="7"><li> 0,2 M Sodyum Fosfat Tamponu eşit parça% 8 paraformaldehit stok ekle </li><li> Not: Bu düzeltme en fazla daha 72 saat önceden, taze hazırlanır. </li></ol></td></tr><tr><td> Perfüzyon ve Depolama Tamponlar hazırlayın: </td></tr><tr><td> Fosfat hazırlamak Salin, pH 7.4 Tamponlu </td></tr><tr><td><ol start="9"><li> 1 L dH 2 O </li><li> 9 g NaCl </li><li> 144 mg KH 2 PO &lt;alt&gt; 4 </li><li> 795 mg Na 2 HPO 4 </li><li> PH kontrol </li></ol></td></tr><tr><td> HEPES Sodyum Azide pH 7.4 ile Hanks Çözüm (HBHS) Tamponlanmış </td></tr><tr><td><ol start="14"><li> 990 ml dH 2 O </li><li> 7.5 g NaCl, </li><li> 0.3 g KCl </li><li> 0.06 g KH 2 PO 4 </li><li> 0.13 g Na 2 HPO 4 </li><li> 2 g Dekstroz / Glukoz </li><li> 2.4 g 10 mM HEPES </li><li> 0.1 g MgCl2 6 parça dH 2 O </li><li> 0,05 g MgSO 4 7 parça dH 2 O </li><li> 0,165 g CaCl2 2 parça dH 2 O </li><li> 90 mg NaH3 </li><li> PH kontrol </li></ol></td></tr></tbody></table> Tablo 1. Sabitleme ve Tamponlar hazırlanması. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig1.jpg" /> Şekil 1.. </strong&gt; etiketli bileşenleri ile Perfüzyon Aparatı. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig2.jpg" /> Şekil 2. Perfüzyon Aparatı I. hazırlanması sabitleştirici hattı ile başlayın. Hava kabarcıklarının boru yıkayın ve hızla kovma ve enjektöre ve hat üzerinden tampon çekerek tamponu ile doldurun. Iğnenin ucunda vanasını kapatın. Hava kabarcıkları tanıtımı olmadan sabitleştirici şişeye sabitleştirici yerleştirelim. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig3.jpg" /> Şekil 3. Perfüzyon Apparatus II hazırlanması. 1. Iğnenin ucunda valfini açın. 2. Akışı için konumlandırmak için tampon vana (mavi) çevirin. 3. Hava kabarcıklarının boru yıkayın ve hızla kovma ve şırınga ile tampon çekerek tamponu ile doldurun. 4. Iğnenin ucunda vanayı kapatın. Tampon şişeye tüp yerleştirin. Sistem, doğru kapatılmış olduğundan emin olmak için test basıncımanometre ampul kadar pompalama ve mastar izleyerek ly. Aparat perfüzyon prosedürü için hazırdır. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig4.jpg" /> Şekil 4. Tampon teslim pozisyonda Perfüzyon Aparatı. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/3564/3564fig5.jpg" /> Şekil 5. Perfüzyon Cerrahi I. a) kabuklarıyla ve karın duvarı üzerinden bir lateral insizyon olun. b) diyafram bir kesi yapın ve kalp açığa diyafram olandı. Kadar köprücük kemiği ile kaburgalar iki tarafında paralel kesimler olun. c) hemostat ile sternum ucu kelepçe ve başının üzerine hemostat yerleştirin. <img alt="Şekil 6" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig6.jpg" /> Şekil 6. Perfüzyon Cerrahisi II. a) aorta içine kesme ventrikül yoluyla perfüzyon iğne geçirin. b) sabitleyinKalp bağlamak için hemostat perfüzyon iğne kullanımı bir takım. Değiştirilmiş bir hemostat bir ikinci küme de sızıntı önler için iğne ucu etrafında aorta sıkıştırılması için kullanılabilir. Iris makası kullanarak sol ventrikül posterior sonuna küçük bir kesi yapmak. <img alt="Şekil 7" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig7.jpg" /> Şekil 7. Tampon Pompa hattında basınç oluşturmak için manometre ampul ile Perfüzyon. Valfi (1) açın ve iğne göbek iliştirin. Bu hava kabarcıkları tanıtıldı emin olmak önemlidir. 80 mm Hg basınç manometresi ampul pompalamak ve tampon infüzyon süresi boyunca bu baskıyı sürdürmek. <img alt="Şekil 8" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig8.jpg" /> Şekil 8. Tamponu ile bir kez Sabitleme perfüzyon neredeyse (200 ml) akmasına izin vermek için sabitleştirici tampon valfi (1) geçiş bitirilir. Basıncı yavaş yavaş kadar artırılabilir130 mm Hg maksimum. <img alt="Şekil 9" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig9.jpg" /> Şekil 9. Diseksiyon I. a) makas bir çift kullanarak kafasını çıkarın. b) boyun burun orta hat boyunca deride bir kesi yapmak ve kafatası maruz bırakmaktadır. kafatası tabanında maruz böylece c) Kalan boyun kası keserek. Kafatası yüzeyinde geniş açıklığı (foramen magnum) erişilebilir şekilde kafa tutun. Dikkatle foramen magnum içine iris bir makas keskin ucunu ve bir kesim yapmak. Karşı taraf için aynı manevra tekrarlayın. Beyincik çevresindeki kafatası temizlemek için rongeurs kullanın. <img alt="Şekil 10" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig10.jpg" /> 10 Şekil. Diseksiyon II. a) dikkatle kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kaydırın. Eğer beyin hasarı önlemek için kesim gibi ucu yukarı kaldırın. Aynı için tekrarlayınkarşı tarafta. Beyinden uzak kafatası soyma rongeurs kullanın. b) kafatası ile resimde kaldırıldı ve beyin maruz. c) beyninin en ön yerde koku ampuller ve sinir bağlantılarını koparmak için bir spatula kullanın. Dikkatle kaldır kolaylığı için bağlantıları koparmak için beynin alt tarafı boyunca spatula ucu rehberlik. Beyin çıkarın ve sabitleştirici bir şişe yerleştirin.

<ol>
	<li>Cinar, O., Semiz, O., Can, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microscopic+survey+on+the+efficiency+of+well-known+routine+chemical+fixatives+on+cryosections.">A microscopic survey on the efficiency of well-known routine chemical fixatives on cryosections.</a> Acta. Histochem. 108, 487-496 (2006).</li><li>Fritz, M., Rinaldi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+pressure+measurement+with+the+tail-cuff+method+in+Wistar+and+spontaneously+hypertensive+rats:+Influence+of+adrenergic-+and+nitric+oxide-mediated+vasomotion.">Blood pressure measurement with the tail-cuff method in Wistar and spontaneously hypertensive rats: Influence of adrenergic- and nitric oxide-mediated vasomotion.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 58, 215-221 (2008).</li><li>Ikeda, K., Nara, Y., Yamorii, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indirect+systolic+and+mean+blood+pressure+determination+by+anew+tail+cuff+method+in+spontaneously+hypertensive+rats.">Indirect systolic and mean blood pressure determination by anew tail cuff method in spontaneously hypertensive rats.</a> Laboratory Animals. 25, 26-29 (1991).</li><li>Jacobowitz, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+discrete+fresh+regions+of+rat+brain.">Removal of discrete fresh regions of rat brain.</a> Brain Res. 80, 111-115 (1974).</li><li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device.">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> Journal of Neurosci. Meth. 12, 141-149 (1984).</li><li>Jung-Hwa, T. a. o. -. C. h. e. n. g., Gallant, J., Brightman, P. E., Dosemeci, M. W., A, ., Reese, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+changes+at+the+synapse+after+delayed+perfusion+fixation+in+different+regions+of+the+mouse+brain.">Structural changes at the synapse after delayed perfusion fixation in different regions of the mouse brain.</a> J. Comp. Neurol. 501, 731-740 (2007).</li><li>Kasukurthi, R., Brenner, M. J., Morre, A. M., Moradzadeh, A., Wilson, Z. R., Santosa, K. B., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+versus+immersion+fixation+for+assessment+of+peripheral+nerve+regeneration.">Transcardial perfusion versus immersion fixation for assessment of peripheral nerve regeneration.</a> J. Neurosci. Meth. 184, 303-309 (2009).</li><li>Lamberts, R., Goldsmith, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixation,+fine+structure,+and+immunostaining+for+neuropeptides:+perfusion+versus+immersion+of+the+neuroendocrine+hypothalamus.">Fixation, fine structure, and immunostaining for neuropeptides: perfusion versus immersion of the neuroendocrine hypothalamus.</a> J. Histochem. Cytochem. 34, 389-398 (1986).</li><li>Ramos-Vara, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technical+Aspects+of+Immunohistochemistry.">Technical Aspects of Immunohistochemistry.</a> Vet. Pathol. 42, 405-426 (2005).</li><li>Shi, Z. R., Itzkowitz, S. H., Kim, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+three+immunoperoxidase+techniques+for+antigen+detection+in+colorectal+carcinoma+tissues.">A comparison of three immunoperoxidase techniques for antigen detection in colorectal carcinoma tissues.</a> J. Histochem. Cytochem. 36, 317-322 (1988).</li><li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Vertebrate dissection. , (1980).</li><li>Zwienenberg, M., Gong, Q., Lee, L. L., Berman, R. F., Lyeth, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=J.+Neurotrauma.">J. Neurotrauma.</a> Monitoring in the Rat: Comparison of Monitoring in the Ventricle, Brain Parenchyma, and Cisterna Magna. 16, 1095-1102 (1999).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Başarılı bir ameliyat için ek notlar: <ol><li> Diyafram ihlal edildiğinde, hipoksi ve hiperkapni sonraki analiz yanıltabilecek geri dönüşümsüz fizyolojik değişiklikler başlatacaktır hızla koyun. </li><li> İğne eklenmiş ve yerinde kelepçelenir zaman, kalan basınç iğne (flashback) tabanına kan iter. Gerçekte, daha büyük hayvanlar kuvvetli bir şekilde dışarı atılması kan olabilir. Kan, en az perfüzyon tamamlamak için bir engel teşkil edecektir hava kabarcıkları tanıtma önlemek için iğne tabanına ulaşmak önemlidir. Kan iğne üssünde görülürse, perfüzyon teçhizat çıkış portuna takarak tamponu ile iğne ve dolum çıkarın. Tampon ucu aracılığıyla çalıştırmak sonra, iğnenin kalbin içine yerleştirilemeyen olabilir. </li><li> Aort içindeki iğnenin doğru yerleştirilmesi önemlidir, o kadar arkus olarak ulaşması gerekir. </li><li> Birden perfüzyonsintigrafisiyle yer alıyorsanız bu t gerekli değildirBaşlangıçta her zaman o ayar. Kullanıcı her bir şişe (200ml artış hayvan / solüsyonu) tampon ve sabitleştirici her ikisi için uygun hacimde olması gerekir. Gerektiğinde ayrıca şişe doldurulmuş olabilir. Dikkate almak en önemli yönü hayvana kurulum (çıkış vanası) uzanan perfüzyon hattı dışarı kızarma edilir. Bir perfüzyon tamamlanmasından sonra, bu hattı içinde% 4 paraformaldehit sahip olacaktır. Tampon şişeden tüp çıkarın ve sabitleştirici temizlemek için su dolu bir 50 ml şırınga kullanın. Çıkış vanası paraformaldehit uygun şekilde bertaraf edilmesi için bir atık toplama kabı yerleştirilir emin olun. Bu üç kez tekrarlayın. 2,3 gösterilen aynı yöntem kullanılarak tamponu ile dolum. </li><li> Fiksasyon için bu yöntemi deneyin ihtiyaçlarına göre tampon ve sabitleştirici diğer fiksatif (örneğin, EM için kullanılanlar gibi) hem de değiştirme yeteneği ile son derece uyumludur. </li><li> Sistem aynı zamanda sık canlı dokuda çıkarılması için kullanılır. Bununsüreci bir sadece tampon teslim kullanır sadece (yine tüm sisteme takılıyken tampon şişe bir buz kovası yerleştirildi ve sabitleştirici şişe boş ama mühürlü olarak kurgusunda edilir). Bu, uygun basınçta soğuk bir tampon perfüzyon temin eder. Buradan sistemi ya (miktarı bir sorun değilse) tampon doğrudan boya ekleyerek veya tampon / tampon arasında boya çözümün minimal miktarda bir şırınga kullanın tarafından tamir edilebilir boyaların infüzyon adapte edilebilir - sabitleştirici adım. </li><li> Vasküler döküm durumda, basınç kontrol tampon aşama a 50ml şırınga ya (tüp, kapak ve tutma cihazı doğrudan ya da bir teslimat atılabilir ikincil bağlanma için kullanılması gerekir ki viskozite ve döküm çözeltisi doğası katılaştırıcı nedeniyle çok önemlidir Mevcut sistem arayüzü için yapılan konteyner) kullanılmalıdır. Laboratuvarlarımız &#39;vasküler döküm perfüzyon cihazları tasarım ve üretim öncesinde. Bu nedenle biz st olamazbasıncı ölçümleri teslim yerinde doğru bir ölçüm olacağını yedik. Numaraları viskoz akışkanların başarılı teslim elde ayarlanması gerekiyor olabilir. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Ekipman </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Anestezik: </td></tr><tr><td> Ketamin / xylazine karışımı (Anestezik laboratuar / kuruma göre değişebilir) </td><td> Ketaset </td><td> NDC 0856-2013-01 </td><td> 10 ml Flakon </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Cerrahi: </td></tr><tr><td> İğne ucu, 27 GA x 1.25 &quot; </td><td> Malzeme Hizmetleri </td><td> 25251 </td><td></td></tr><tr><td> Büyük Künt / künt eğimli makaslar (~ 14,5 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14519-14 </td><td></td></tr><tr><td> Düz iris makası </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td&gt; Standart cımbız </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> Ince (Graefe) cımbız </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11050-10 </td><td></td></tr><tr><td> 1 büyük hemostat forseps - eğri veya düz (~ 19 cm) </td><td> surgicaltools.com </td><td> 17.21.51 </td><td></td></tr><tr><td> 2 standart hemostat forseps - düz dişli (14 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 1 modifiye hemostat (ucu ile açılan 15 gauge delikli) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 15-gauge künt veya zeytin uçlu iğne (perfüzyon iğne) </td><td> Fisnar </td><td> 5601137 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Perfüzyon: </td></tr><tr><td> HyPerfusion sistemi veya eşdeğeri &lt;/ Td&gt; <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Fosfat salin, pH 7.4 tampon </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 0.1 M Fosfat Tamponu, pH 7.4 &#39;de% 4 Paraformaldehyde </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sığ cam veya plastik tepsi, yaklaşık 10 &quot;x 10&quot; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kırılmış buz </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Su banyosu (37 ° C) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Timer </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50 ml şırınga </td><td> Medline Industries </td><td> NPMJD50LZ </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Diseksiyon: </td></tr><tr><td> PaStandart keskin / künt düz makas ir (~ 12 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14054-13 </td><td></td></tr><tr><td> Orta kavisli veya düz rongeurs (14-16 cm) veya kafatası kemik kaldırma pense </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 16020-14 </td><td></td></tr><tr><td> Düz iris makası (~ 9 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td> Mikro-spatula (çift 2 &quot;düz uçlu bir yuvarlak, sivri biri 1/8&quot;) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 10091-12 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Post-Fiksasyon ve Depolama: </td></tr><tr><td> 50 ml bir cam şişeye </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sodyum azid ile 40 ml HEPES-Tamponlu Hanks Çözüm (HBHS) (90mg / l) </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody&gt; </table>

whole animal perfusion fixation for rodents

Fiksasyon amacı hızlı ve düzgün bir hayat gibi devlet doku korumaktır. Sabitleştirici aynı oranda az 5,7 dokusunun tüm bölgelerde ulaşma değil küçük doku parçaları, bozulmamış beyin immersiyon fiksasyon için bir sorun teşkil gibi büyük örnekler için iyi fiksatif eserlerinde doğrudan doku yerleştirerek iken. Doku 12 korunabilir önce sık sık, hipoksiye cevap olarak değişiklikler başlar. Doğrudan dolaşım sistemine sabitleştirici perfüze avantajı kimyasal hızla doğal vasküler ağını kullanarak organizmanın her köşesine ulaşabilir olmasıdır. En etkin dolaşım sistemi kullanmak için, bakım fizyolojik baskılar 3 maç alınmalıdır. Bu fizyolojik baskılar kullanılan türlere bağlı olduğunu not etmek önemlidir. Perfüzyon fiksasyon teknikleri tespit edilecek doku bağlı olarak değişir ve nasıl doku fiksasyonu sonrasında işleme alınacaktır. Bu videodaSıçan kalbine immünhistokimya için beynin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: biz vasküler sistem aracılığı ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar. Bu tekniğin ana avantajı (vs yerçekimi beslemeli sistemler) dolaşım sistemi en etkin şekilde kullanılmaktadır olmasıdır.

Watch this Scientific Journal Video about Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents at JoVE.com

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

Sıçan kalp ile beyin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: Burada damar sistemi ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar.

Kemirgenler için Tüm Hayvan Perfüzyon Fiksasyon

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

whole-animal-perfusion-fixation-for-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

380.2K Görüntüleme.  University of Michigan. Sıçan kalp ile beyin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: Burada damar sistemi ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar.

Video: Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

Automated Interactive Video Playback for Studies of Animal Communication

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, parameter-based computer animation offers the opportunity to independently manipulate any number of behavioral, morphological, or spectral characteristics in the context of realistic, moving images of animals on screen. A major limitation of conventional playback, however, is that the visual stimulus lacks the ability to interact with the live animal. Borrowing from video-game technology, we have created an automated, interactive system for video playback that controls animations in response to real-time signals from a video tracking system. We demonstrated this method by conducting mate-choice trials on female swordtail fish, Xiphophorus birchmanni. Females were given a simultaneous choice between a courting male conspecific and a courting male heterospecific (X. malinche) on opposite sides of an aquarium. The virtual male stimulus was programmed to track the horizontal position of the female, as courting males do in the wild. Mate-choice trials on wild-caught X. birchmanni females were used to validate the prototype's ability to effectively generate a realistic visual stimulus.

Video playback is a widely used technique in animal behavior. We created and evaluated a program that applies rules-based, interactive playback of 3-D computer animations in response to real-time, automated data on subject behavior.

Hayvan İletişim Araştırmaları Otomatik Etkileşimli Video Oynatma

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, ...

Nörobilim

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external environment and easily accessible in every living individual. As a result, this tissue is unique for anyone aiming to identify molecular anomalies in the pathological brain or isolate adult stem cells for cell therapy. 
Molecular abnormalities in brain diseases are often studied using nervous tissue samples collected post-mortem. However, this material has numerous limitations. In contrast, the olfactory mucosa is readily accessible and can be biopsied safely without any loss of sense of smell1. Accordingly, the olfactory mucosa provides an "open window" in the adult human through which one can study developmental (e.g. autism, schizophrenia)2-4 or neurodegenerative (e.g. Parkinson, Alzheimer) diseases4,5. Olfactory mucosa can be used for either comparative molecular studies4,6 or in vitro experiments on neurogenesis3,7.
The olfactory epithelium is also a nervous tissue that produces new neurons every day to replace those that are damaged by pollution, bacterial of viral infections. This permanent neurogenesis is sustained by progenitors but also stem cells residing within both compartments of the mucosa, namely the neuroepithelium and the underlying lamina propria8-10. We recently developed a method to purify the adult stem cells located in the lamina propria and, after having demonstrated that they are closely related to bone marrow mesenchymal stem cells (BM-MSC), we named them olfactory ecto-mesenchymal stem cells (OE-MSC)11.
Interestingly, when compared to BM-MSCs, OE-MSCs display a high proliferation rate, an elevated clonogenicity and an inclination to differentiate into neural cells. We took advantage of these characteristics to perform studies dedicated to unveil new candidate genes in schizophrenia and Parkinson's disease4. We and others have also shown that OE-MSCs are promising candidates for cell therapy, after a spinal cord trauma12,13, a cochlear damage14 or in an animal models of Parkinson's disease15 or amnesia16.
In this study, we present methods to biopsy olfactory mucosa in rats and humans. After collection, the lamina propria is enzymatically separated from the epithelium and stem cells are purified using an enzymatic or a non-enzymatic method. Purified olfactory stem cells can then be either grown in large numbers and banked in liquid nitrogen or induced to form spheres or differentiated into neural cells. These stem cells can also be used for comparative omics (genomic, transcriptomic, epigenomic, proteomic) studies.

We describe here a method for biopsying olfactory mucosa from rat and human nasal cavities. These biopsies can be used for either identifying molecular anomalies in brain diseases or isolating multipotent adult stem cells that can be utilized for cell transplantation in animal models of brain trauma/disease.

Kemirgenler ve İnsanlar Burun Koku Kök Hücreler Yalıtımlı

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

Behavioral Neuroscience Kemirgen Stereotaksik Cerrahi ve Hayvan Refahı Sonuç İyileştirmeler

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Kemirgenler davranmak yılında Hareketli Silikon Problar tarafından Nöronlar Büyük ölçekli Kaydı

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the experiments. Such parameters may be physiological response characteristics of the auditory pathway, e.g. via brainstem audiometry (BERA). But these methods allow only indirect and uncertain extrapolations about the auditory percept that corresponds to these physiological parameters. To assess the perceptual level of hearing, behavioral methods have to be used. A potential problem with the use of behavioral methods for the description of perception in animal models is the fact that most of these methods involve some kind of learning paradigm before the subjects can be behaviorally tested, e.g. animals may have to learn to press a lever in response to a sound. As these learning paradigms change perception itself 1,2 they consequently will influence any result about perception obtained with these methods and therefore have to be interpreted with caution. Exceptions are paradigms that make use of reflex responses, because here no learning paradigms have to be carried out prior to perceptual testing. One such reflex response is the acoustic startle response (ASR) that can highly reproducibly be elicited with unexpected loud sounds in na&iuml;ve animals. This ASR in turn can be influenced by preceding sounds depending on the perceptibility of this preceding stimulus: Sounds well above hearing threshold will completely inhibit the amplitude of the ASR; sounds close to threshold will only slightly inhibit the ASR. This phenomenon is called pre-pulse inhibition (PPI) 3,4, and the amount of PPI on the ASR gradually depends on the perceptibility of the pre-pulse. PPI of the ASR is therefore well suited to determine behavioral audiograms in na&iuml;ve, non-trained animals, to determine hearing impairments or even to detect possible subjective tinnitus percepts in these animals. In this paper we demonstrate the use of this method in a rodent model (cf. also ref. 5), the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus), which is a well know model species for startle response research within the normal human hearing range (e.g. 6).

A fast and inexpensive method for the behavioral determination of hearing parameters like hearing thresholds, hearing impairments or phantom perceptions (subjective tinnitus) is described. It uses pre-pulse inhibition of the acoustic startle response and can be easily implemented in a personal computer using a programmable AD/DA-converter and a piezo sensor.

Kemirgenler Davranış Odyometri için Düşük Maliyetli Kurulum

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Kemirgenler Faaliyet teker Running kayıt ve Sirkadiyen Rhythms Analizi

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

Kemirgenler Eşzamanlı fMRI ile derin beyin stimülasyonu

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Kemirgenler Akrilik Reçine Kalıp Esaslı Başkanı Fixation Tekniği

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

A Novel Strategy Combining Array-CGH, Whole-exome Sequencing and In Utero Electroporation in Rodents to Identify Causative Genes for Brain Malformations

Birth defects that involve the cerebral cortex &#8212; also known as malformations of cortical development (MCD) &#8212; are important causes of intellectual disability and account for 20-40% of drug-resistant epilepsy in childhood. High-resolution brain imaging has facilitated in vivo identification of a large group of MCD phenotypes. Despite the advances in brain imaging, genomic analysis and generation of animal models, a straightforward workflow to systematically prioritize candidate genes and to test functional effects of putative mutations is missing. To overcome this problem, an experimental strategy enabling the identification of novel causative genes for MCD was developed and validated. This strategy is based on identifying candidate genomic regions or genes via array-CGH or whole-exome sequencing and characterizing the effects of their inactivation or of overexpression of specific mutations in developing rodent brains via in utero electroporation. This approach led to the identification of the C6orf70 gene, encoding for a putative vesicular protein, to the pathogenesis of periventricular nodular heterotopia, a MCD caused by defective neuronal migration.

A Novel Strategy Combining Array-CGH, Whole-exome Sequencing and In Utero Electroporation in Rodents to Identify Causative Genes for Brain Malformations

Periventricular nodular heterotopia (PNH) is the most common form of malformation of cortical development (MCD) in adulthood but its genetic basis remains unknown in most sporadic cases. We have recently developed a strategy to identify novel candidate genes for MCDs and to directly confirm their causative role in vivo.

Dizi-CGH, Bütün exome sıralama ve rahim içinde elektroporasyon Rodents beyin malformasyonlar için sorumlu genlerin tanımlamak için birleştirerek yeni bir strateji

Birth defects that involve the cerebral cortex &#8212; also known as malformations of cortical development (MCD) &#8212; are important causes of ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in humans is transcranial direct current stimulation (tDCS). Less frequently, transcranial alternating current stimulation (tACS) or transcranial random noise stimulation (tRNS), a specific form of tACS using an electrical current applied randomly within a pre-defined frequency range, is used. The increase of noninvasive electrical brain stimulation research in humans, both for experimental and clinical purposes, has yielded an increased need for basic, mechanistic, safety studies in animals. This article describes a model for transcranial electrical brain stimulation (tES) through the intact skull targeting the motor system in alert rodents. The protocol provides step-by-step instructions for the surgical set-up of a permanent epicranial electrode socket combined with an implanted counter electrode on the chest. By placing a stimulation electrode into the epicranial socket, different electrical stimulation types, comparable to tDCS, tACS, and tRNS in humans, can be delivered. Moreover, the practical steps for tES in alert rodents are introduced. The applied current density, stimulation duration, and stimulation type may be chosen depending on the experimental needs. The caveats, advantages, and disadvantages of this set-up are discussed, as well as safety and tolerability aspects.

This protocol describes a surgical set-up for a permanent epicranial electrode socket and an implanted chest electrode in rodents. By placing a second electrode into the socket, different types of transcranial electrical brain stimulation can be delivered to the motor system in alert animals through the intact skull.

Transkraniyal elektrik beyin stimülasyonu uyarı Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...