Bu çalışma Sinir İletişim Teknolojileri Merkezi (CNCT), Biyomedikal Görüntüleme ve Biyomühendislik Ulusal Enstitüsü (NIBIB, P41 EB002030) tarafından finanse edilen ve Ulusal Sağlık Enstitüsü (NIH) tarafından desteklenen bir P41 Kaynak Merkezi tarafından finanse edildi.

1. Sabitleme hazırlayın (Tablo Sabitleme ve Tamponlar bakınız.) 2. Perfüzyon Tamponlar hazırlayın (Tablo Sabitleme ve Tamponlar bakınız.) 3. Aparat ve Anestezi hazırlayın <ol><li> 37 su banyosu, sıcak perfüzyon tampon kullanarak ° C Tamponu ile dolu bir bardak koyun çıkış vanası. Tamponu ile 50 ml&#39;lik şırınga doldurun ve sabitleştirici tüp takmak. Kovma ve tampon çekerek tekrar tekrar tüp yıkayın. </li><li> Boru tüm hava kabarcıkları ortadan kadar tamponu ile hat temizleyin. Bu satırların her biri hava kabarcıkları olmaması için perfüzyon başarısı için çok önemlidir. </li><li> Şırınga çıkarın ve% 4 paraformaldehit sabitleştirici (oda sıcaklığında) konteyner bağlayın. Kabı içine yerleştirilmesi sırasında boru tüp ucunda hava kabarcıkları önlemek için, boru sıkıp böylece uç t tampon çıkıntı yapan bir damlakap içinde sıvı yüzeyi ile temas ediniz. </li><li> Çıkış deliği (iğne ucu) kapatın. Sabitleştirici vana (beyaz) ile aynı konuma tampon vana (mavi) çevirin. Bu tampon hat sadece akış sağlayacaktır. </li><li> Çıkış deliği açın ve tampon dolum hattı için A3 A1 ile adımı tekrarlayın. Tüm hava kabarcıkları yakın çıkış kapısı yok edilir sonra, şırınga kaldırmak ve tampon konteyner bağlamak, tüp içine hava kabarcıkları tanıtmak için özen gösterin. </li><li> Lastik manometre Blub pompalayarak basıncı tutma olanağı için test sistemi. Sistem içinde hava sıkıştırma nedeniyle bazı direnç normal vardır. </li><li> Erişimi kolay için sırayla cerrahi aletler Kur. Hava kabarcıklarının olasılığını ortadan kaldırmak için tamponu ile perfüzyon iğne doldurun. </li><li> Ameliyat öncesinde, bir xylazine / ketamin karışımı (80 mg / kg vücut ağırlığı ketamin ve 10 mg / kg vücut ağırlığı xylazine) intraperitoneal (27 gauge iğne ve 1 cc şırınga) ile yönetilir. Anestezik ek yönetim anestezi cerrahi bir uçağı korumak için her operasyon sırasında gerektiğinde yapılacaktır. </li></ol> 4. Perfüzyon Cerrahi <ol><li> Hayvan anestezi cerrahi bir düzlem ulaştığında, ezilmiş buz dolu sığ tepsiye yerleştirin. (Anestezi derinliği belirlemek için tutam-yanıt yöntemi parmak kullanın. Hayvan devam etmeden önce tepkisiz olmalıdır). </li><li> Sadece göğüs kafesinin altındaki kabuk ve karın duvarı üzerinden 5-6 cm lateral insizyon olun. Diyaframdan karaciğer dikkatle ayırın. </li><li> Eğri, künt makas kullanırken diyafram küçük bir kesi olun. Parmağınızın konumu ve basınç diyaframın kesmek için yeteneği yardımcı olabilir. </li><li> Plevra boşluğu göstermek için göğüs kafesinin tüm uzunluğu boyunca diyafram kesi devam edin. </li><li> Dikkatli akciğerler yerinden, kaburga kemiklerinden birinin kenarı boyunca eğri, künt makas koyun ve bir cu yapmakkadar köprücük kemiği ile göğüs kafesini t. Karşı tarafta benzer bir kesim olun. </li><li> Uzaklıkta sternum Kaldırma, kalp bağlayarak herhangi bir doku dikkatlice düzeltin. Hemostat ile sternum ucu Kelepçe ve başının üzerine hemostat yerleştirin. Düzgün yapılmazsa zaman, timus büyük damarların net bir görünüm sağlayan, sternum ile birlikte kalp uzak kaldırır. </li><li> Iris makası kullanarak sol ventrikül posterior sonuna küçük bir kesi yapmak. </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564step7.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3564/3564step7large.jpg" target="_blank">Büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <ol start="8"><li> Aorta içine kesme ventrikül yoluyla 15-gauge künt veya zeytin uçlu perfüzyon iğne geçirin. Ucu aort duvarı ile görünür olmalı ve brakial ve karotis arterler farklılaşmaya arkus ulaşması gerekir. </li><li> Kalp bağlamak için bir hemostat kullanın, bu iğne tutan ve dışarıya sızmasını önler. Eğer istenirse, modifiye hemostat (bu hemostat Diseksiyon başlayana kadar yerinde kalması, fakat berraklığı için gelecek resimlerden atlanmıştır) iğne ucu etrafında aorta sıkıştırılması için kullanılabilir. </li><li> Son olarak, inen aorta zarar vermeden mümkün olduğunca büyük bir çıkış oluşturmak için iris makası kullanarak hayvanın sağ atriuma bir kesi yapmak. Bu noktada, hayvan perfüze üzere hazırdır. </li></ol> 5.. Perfüzyon <ol><li> Açın ve herhangi bir hava kabarcığı tanıtmak için özen iğne tabanına çıkış noktası ekleyin. </li><li> Hızlı ve eşit olarak 80 mm Hg basınç manometresi ampul kesecektir. Tampon infüzyon süresince bu basıncı koruyun. Zamanlayıcı başlatın. </li><li> İğne açısını ayarlayın. Iğnenin açısı maksimum debisi (açı ayarlı akış değişim dikkat edin) ulaşılmasında kritik önem taşımaktadır. </li><li> Buff geçişer vana (mavi) tampon neredeyse tamamlandıktan sonra (200 ml). Sıvı berraktı çalıştırıyor olmalıdır. Karaciğerin temizlenmesi iyi bir perfüzyon bir göstergesidir. Karaciğer bu noktada açık olmalıdır. Kayıtlarınız için zamanını gösterir. </li><li> Fiksasyon titreme saniye içinde dikkat edilmelidir, bu tespitin doğru zamanı düşünülmelidir. Kayıtlarınız için zamanını gösterir. </li><li> Basıncı yavaş yavaş sabit bir akış hızı korumak için 130 mm Hg maksimum 2 kadar artış olabilir. </li><li> Sabitleştirici neredeyse tamamlandıktan sonra çıkış vanasını kapatın. Kayıtlarınız için zaman bitiş belirtiniz. </li><li> Rat bu aşamada sert olmalıdır. </li><li> Kullanılan paraformaldehit kurumunuzun mevzuata uygun olarak atmak için toplanan ve saklanan gerekir. </li></ol> 6. Diseksiyon 4,11 <ol><li> Bir makas kullanarak kafasını çıkarın. </li><li> Boyun burun kabuklarıyla birlikte orta hat kesi yapmak ve maruzkafatası. </li><li> Kafatası tabanında maruz böylece kalan boyun kası kesip atın; makas veya rongeurs kullanarak herhangi bir kalıntı kas kaldırın. </li><li> Dikkatli kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kayar, bir tarafta foramen magnum içine iris bir makas keskin ucunu yerleştirin. </li><li> Daha sonra, bir kesik posterior kafatası yüzeyinin distal kenarından uzanan edin. Karşı tarafta aynı bir kesim olun. Beyincik çevresindeki kafatası temizlemek için rongeurs kullanın. </li><li> Ucu beyin hasarı önlemek için kesme gibi bıçak üzerinde yukarı kaldırarak, dorsal distal arka köşesine gelen kafatası distal ön kenarına gider gibi dikkatlice kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kaydırın. Karşı taraf için tekrarlayın. </li><li> Beyinden uzak kafatası dorsal soyma rongeurs kullanma. Rongeurs yanı kullanarak kafatasının iki uzak kesin. </li><li> Spatula kullanarak, koku ampuller ve sinir bağlantılarının severBeynin ventral yüzeyi birlikte birtakım. </li><li> Yavaşça hala iris makası kullanarak kafatası beyin bağlanan herhangi bir dura kırparak, uzak başından beyin kızdırmak. </li><li> Beyin çıkarın ve fiksatif içeren sıvı, beyin kendisi hacmi en az 10x bir şişe yerleştirin. Flakon bazen girdap. </li></ol> 7. Post-fiksasyon ve Depolama <ol><li> Ara sıra girdapladıktan, 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca sabitleştirici beyin tutmak. </li><li> 24 saat sonra, fosfat ile beyin yıkama medya 3 kez alış verişi ve her seferinde dönen tarafından tamponlu tuz. </li><li> Beyinleri sonra fosfat saklanabilir sodyum azid ile tamponlanmış tuzlu su ya da HBHS ve 4 ° C de muhafaza </li></ol> 8. Temsilcisi Sonuçlar Perfüzyon Başarının ilk göstergesi gibi burun gibi uzuvlar, kulaklar ve pençeleri ve bu timus bezi ve karaciğer (İHK Dünya) gibi iç organların temizlenmesi olduğunu.Beyin Brüt muayene kan (soluk sarı bir görünüm için beyaz) kan damarı void ortaya koymaktadır. Bu ve immunohistokimyasal boyama için kaderinde doku bölümleri içinde de geçerli olacak. Perfüzyon sonucu nihai göstergesi dokusunda ince bir durumdur. 1,6,7,8 <table border="1"><tbody><tr><td> Sabitleme hazırlayın: </td></tr><tr><td> % 8 Paraformaldehyde stok hazırlayın </td></tr><tr><td><ol><li> 500 ml dH 2 O 40 gr Paraformaldehyde ekle 60 çözüm ısıtın - 65 ° C (65 aşmayın ° C, böylece olumsuz immünohistokimyasal prosedürün başarısını etkileyebilir) karıştırarak. </li><li> Çözüm temizlemek için, ısı azaltmak ve bir damlalık ile 1.0 M NaOH 2-3 ml ekleyin. </li><li> Filtre ve 1 aya kadar 4 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></td></tr><tr><td> 0.2 M sodyum fosfat tamponu, pH 7.4 hazırlamak </td></tr><tr><td><ol start="4"><li> Sodyum fosfat monobazik hisse senedi için, 1 L dH 2 O için 27.8 g NaH 2 PO 4 * H 2 O ekleyin </li><li> Sodyum fosfat dibazik hisse senedi için, 1 L dH 2 O için 28.4 g Na 2 HPO 4 ekleyin </li><li> Dibazik stokunun 190 ml monobazik stokunun 810 ml ekleyin. </li></ol></td></tr><tr><td> % 4 Paraformaldehyde Sabitleme hazırlayın </td></tr><tr><td><ol start="7"><li> 0,2 M Sodyum Fosfat Tamponu eşit parça% 8 paraformaldehit stok ekle </li><li> Not: Bu düzeltme en fazla daha 72 saat önceden, taze hazırlanır. </li></ol></td></tr><tr><td> Perfüzyon ve Depolama Tamponlar hazırlayın: </td></tr><tr><td> Fosfat hazırlamak Salin, pH 7.4 Tamponlu </td></tr><tr><td><ol start="9"><li> 1 L dH 2 O </li><li> 9 g NaCl </li><li> 144 mg KH 2 PO &lt;alt&gt; 4 </li><li> 795 mg Na 2 HPO 4 </li><li> PH kontrol </li></ol></td></tr><tr><td> HEPES Sodyum Azide pH 7.4 ile Hanks Çözüm (HBHS) Tamponlanmış </td></tr><tr><td><ol start="14"><li> 990 ml dH 2 O </li><li> 7.5 g NaCl, </li><li> 0.3 g KCl </li><li> 0.06 g KH 2 PO 4 </li><li> 0.13 g Na 2 HPO 4 </li><li> 2 g Dekstroz / Glukoz </li><li> 2.4 g 10 mM HEPES </li><li> 0.1 g MgCl2 6 parça dH 2 O </li><li> 0,05 g MgSO 4 7 parça dH 2 O </li><li> 0,165 g CaCl2 2 parça dH 2 O </li><li> 90 mg NaH3 </li><li> PH kontrol </li></ol></td></tr></tbody></table> Tablo 1. Sabitleme ve Tamponlar hazırlanması. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig1.jpg" /> Şekil 1.. </strong&gt; etiketli bileşenleri ile Perfüzyon Aparatı. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig2.jpg" /> Şekil 2. Perfüzyon Aparatı I. hazırlanması sabitleştirici hattı ile başlayın. Hava kabarcıklarının boru yıkayın ve hızla kovma ve enjektöre ve hat üzerinden tampon çekerek tamponu ile doldurun. Iğnenin ucunda vanasını kapatın. Hava kabarcıkları tanıtımı olmadan sabitleştirici şişeye sabitleştirici yerleştirelim. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig3.jpg" /> Şekil 3. Perfüzyon Apparatus II hazırlanması. 1. Iğnenin ucunda valfini açın. 2. Akışı için konumlandırmak için tampon vana (mavi) çevirin. 3. Hava kabarcıklarının boru yıkayın ve hızla kovma ve şırınga ile tampon çekerek tamponu ile doldurun. 4. Iğnenin ucunda vanayı kapatın. Tampon şişeye tüp yerleştirin. Sistem, doğru kapatılmış olduğundan emin olmak için test basıncımanometre ampul kadar pompalama ve mastar izleyerek ly. Aparat perfüzyon prosedürü için hazırdır. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig4.jpg" /> Şekil 4. Tampon teslim pozisyonda Perfüzyon Aparatı. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/3564/3564fig5.jpg" /> Şekil 5. Perfüzyon Cerrahi I. a) kabuklarıyla ve karın duvarı üzerinden bir lateral insizyon olun. b) diyafram bir kesi yapın ve kalp açığa diyafram olandı. Kadar köprücük kemiği ile kaburgalar iki tarafında paralel kesimler olun. c) hemostat ile sternum ucu kelepçe ve başının üzerine hemostat yerleştirin. <img alt="Şekil 6" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig6.jpg" /> Şekil 6. Perfüzyon Cerrahisi II. a) aorta içine kesme ventrikül yoluyla perfüzyon iğne geçirin. b) sabitleyinKalp bağlamak için hemostat perfüzyon iğne kullanımı bir takım. Değiştirilmiş bir hemostat bir ikinci küme de sızıntı önler için iğne ucu etrafında aorta sıkıştırılması için kullanılabilir. Iris makası kullanarak sol ventrikül posterior sonuna küçük bir kesi yapmak. <img alt="Şekil 7" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig7.jpg" /> Şekil 7. Tampon Pompa hattında basınç oluşturmak için manometre ampul ile Perfüzyon. Valfi (1) açın ve iğne göbek iliştirin. Bu hava kabarcıkları tanıtıldı emin olmak önemlidir. 80 mm Hg basınç manometresi ampul pompalamak ve tampon infüzyon süresi boyunca bu baskıyı sürdürmek. <img alt="Şekil 8" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig8.jpg" /> Şekil 8. Tamponu ile bir kez Sabitleme perfüzyon neredeyse (200 ml) akmasına izin vermek için sabitleştirici tampon valfi (1) geçiş bitirilir. Basıncı yavaş yavaş kadar artırılabilir130 mm Hg maksimum. <img alt="Şekil 9" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig9.jpg" /> Şekil 9. Diseksiyon I. a) makas bir çift kullanarak kafasını çıkarın. b) boyun burun orta hat boyunca deride bir kesi yapmak ve kafatası maruz bırakmaktadır. kafatası tabanında maruz böylece c) Kalan boyun kası keserek. Kafatası yüzeyinde geniş açıklığı (foramen magnum) erişilebilir şekilde kafa tutun. Dikkatle foramen magnum içine iris bir makas keskin ucunu ve bir kesim yapmak. Karşı taraf için aynı manevra tekrarlayın. Beyincik çevresindeki kafatası temizlemek için rongeurs kullanın. <img alt="Şekil 10" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig10.jpg" /> 10 Şekil. Diseksiyon II. a) dikkatle kafatasının iç yüzeyi boyunca makas kaydırın. Eğer beyin hasarı önlemek için kesim gibi ucu yukarı kaldırın. Aynı için tekrarlayınkarşı tarafta. Beyinden uzak kafatası soyma rongeurs kullanın. b) kafatası ile resimde kaldırıldı ve beyin maruz. c) beyninin en ön yerde koku ampuller ve sinir bağlantılarını koparmak için bir spatula kullanın. Dikkatle kaldır kolaylığı için bağlantıları koparmak için beynin alt tarafı boyunca spatula ucu rehberlik. Beyin çıkarın ve sabitleştirici bir şişe yerleştirin.

<ol>
	<li>Cinar, O., Semiz, O., Can, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microscopic+survey+on+the+efficiency+of+well-known+routine+chemical+fixatives+on+cryosections.">A microscopic survey on the efficiency of well-known routine chemical fixatives on cryosections.</a> Acta. Histochem. 108, 487-496 (2006).</li><li>Fritz, M., Rinaldi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+pressure+measurement+with+the+tail-cuff+method+in+Wistar+and+spontaneously+hypertensive+rats:+Influence+of+adrenergic-+and+nitric+oxide-mediated+vasomotion.">Blood pressure measurement with the tail-cuff method in Wistar and spontaneously hypertensive rats: Influence of adrenergic- and nitric oxide-mediated vasomotion.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 58, 215-221 (2008).</li><li>Ikeda, K., Nara, Y., Yamorii, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indirect+systolic+and+mean+blood+pressure+determination+by+anew+tail+cuff+method+in+spontaneously+hypertensive+rats.">Indirect systolic and mean blood pressure determination by anew tail cuff method in spontaneously hypertensive rats.</a> Laboratory Animals. 25, 26-29 (1991).</li><li>Jacobowitz, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+discrete+fresh+regions+of+rat+brain.">Removal of discrete fresh regions of rat brain.</a> Brain Res. 80, 111-115 (1974).</li><li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device.">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> Journal of Neurosci. Meth. 12, 141-149 (1984).</li><li>Jung-Hwa, T. a. o. -. C. h. e. n. g., Gallant, J., Brightman, P. E., Dosemeci, M. W., A, ., Reese, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+changes+at+the+synapse+after+delayed+perfusion+fixation+in+different+regions+of+the+mouse+brain.">Structural changes at the synapse after delayed perfusion fixation in different regions of the mouse brain.</a> J. Comp. Neurol. 501, 731-740 (2007).</li><li>Kasukurthi, R., Brenner, M. J., Morre, A. M., Moradzadeh, A., Wilson, Z. R., Santosa, K. B., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+versus+immersion+fixation+for+assessment+of+peripheral+nerve+regeneration.">Transcardial perfusion versus immersion fixation for assessment of peripheral nerve regeneration.</a> J. Neurosci. Meth. 184, 303-309 (2009).</li><li>Lamberts, R., Goldsmith, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixation,+fine+structure,+and+immunostaining+for+neuropeptides:+perfusion+versus+immersion+of+the+neuroendocrine+hypothalamus.">Fixation, fine structure, and immunostaining for neuropeptides: perfusion versus immersion of the neuroendocrine hypothalamus.</a> J. Histochem. Cytochem. 34, 389-398 (1986).</li><li>Ramos-Vara, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technical+Aspects+of+Immunohistochemistry.">Technical Aspects of Immunohistochemistry.</a> Vet. Pathol. 42, 405-426 (2005).</li><li>Shi, Z. R., Itzkowitz, S. H., Kim, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+three+immunoperoxidase+techniques+for+antigen+detection+in+colorectal+carcinoma+tissues.">A comparison of three immunoperoxidase techniques for antigen detection in colorectal carcinoma tissues.</a> J. Histochem. Cytochem. 36, 317-322 (1988).</li><li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Vertebrate dissection. , (1980).</li><li>Zwienenberg, M., Gong, Q., Lee, L. L., Berman, R. F., Lyeth, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=J.+Neurotrauma.">J. Neurotrauma.</a> Monitoring in the Rat: Comparison of Monitoring in the Ventricle, Brain Parenchyma, and Cisterna Magna. 16, 1095-1102 (1999).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Başarılı bir ameliyat için ek notlar: <ol><li> Diyafram ihlal edildiğinde, hipoksi ve hiperkapni sonraki analiz yanıltabilecek geri dönüşümsüz fizyolojik değişiklikler başlatacaktır hızla koyun. </li><li> İğne eklenmiş ve yerinde kelepçelenir zaman, kalan basınç iğne (flashback) tabanına kan iter. Gerçekte, daha büyük hayvanlar kuvvetli bir şekilde dışarı atılması kan olabilir. Kan, en az perfüzyon tamamlamak için bir engel teşkil edecektir hava kabarcıkları tanıtma önlemek için iğne tabanına ulaşmak önemlidir. Kan iğne üssünde görülürse, perfüzyon teçhizat çıkış portuna takarak tamponu ile iğne ve dolum çıkarın. Tampon ucu aracılığıyla çalıştırmak sonra, iğnenin kalbin içine yerleştirilemeyen olabilir. </li><li> Aort içindeki iğnenin doğru yerleştirilmesi önemlidir, o kadar arkus olarak ulaşması gerekir. </li><li> Birden perfüzyonsintigrafisiyle yer alıyorsanız bu t gerekli değildirBaşlangıçta her zaman o ayar. Kullanıcı her bir şişe (200ml artış hayvan / solüsyonu) tampon ve sabitleştirici her ikisi için uygun hacimde olması gerekir. Gerektiğinde ayrıca şişe doldurulmuş olabilir. Dikkate almak en önemli yönü hayvana kurulum (çıkış vanası) uzanan perfüzyon hattı dışarı kızarma edilir. Bir perfüzyon tamamlanmasından sonra, bu hattı içinde% 4 paraformaldehit sahip olacaktır. Tampon şişeden tüp çıkarın ve sabitleştirici temizlemek için su dolu bir 50 ml şırınga kullanın. Çıkış vanası paraformaldehit uygun şekilde bertaraf edilmesi için bir atık toplama kabı yerleştirilir emin olun. Bu üç kez tekrarlayın. 2,3 gösterilen aynı yöntem kullanılarak tamponu ile dolum. </li><li> Fiksasyon için bu yöntemi deneyin ihtiyaçlarına göre tampon ve sabitleştirici diğer fiksatif (örneğin, EM için kullanılanlar gibi) hem de değiştirme yeteneği ile son derece uyumludur. </li><li> Sistem aynı zamanda sık canlı dokuda çıkarılması için kullanılır. Bununsüreci bir sadece tampon teslim kullanır sadece (yine tüm sisteme takılıyken tampon şişe bir buz kovası yerleştirildi ve sabitleştirici şişe boş ama mühürlü olarak kurgusunda edilir). Bu, uygun basınçta soğuk bir tampon perfüzyon temin eder. Buradan sistemi ya (miktarı bir sorun değilse) tampon doğrudan boya ekleyerek veya tampon / tampon arasında boya çözümün minimal miktarda bir şırınga kullanın tarafından tamir edilebilir boyaların infüzyon adapte edilebilir - sabitleştirici adım. </li><li> Vasküler döküm durumda, basınç kontrol tampon aşama a 50ml şırınga ya (tüp, kapak ve tutma cihazı doğrudan ya da bir teslimat atılabilir ikincil bağlanma için kullanılması gerekir ki viskozite ve döküm çözeltisi doğası katılaştırıcı nedeniyle çok önemlidir Mevcut sistem arayüzü için yapılan konteyner) kullanılmalıdır. Laboratuvarlarımız &#39;vasküler döküm perfüzyon cihazları tasarım ve üretim öncesinde. Bu nedenle biz st olamazbasıncı ölçümleri teslim yerinde doğru bir ölçüm olacağını yedik. Numaraları viskoz akışkanların başarılı teslim elde ayarlanması gerekiyor olabilir. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Ekipman </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Anestezik: </td></tr><tr><td> Ketamin / xylazine karışımı (Anestezik laboratuar / kuruma göre değişebilir) </td><td> Ketaset </td><td> NDC 0856-2013-01 </td><td> 10 ml Flakon </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Cerrahi: </td></tr><tr><td> İğne ucu, 27 GA x 1.25 &quot; </td><td> Malzeme Hizmetleri </td><td> 25251 </td><td></td></tr><tr><td> Büyük Künt / künt eğimli makaslar (~ 14,5 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14519-14 </td><td></td></tr><tr><td> Düz iris makası </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td&gt; Standart cımbız </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> Ince (Graefe) cımbız </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11050-10 </td><td></td></tr><tr><td> 1 büyük hemostat forseps - eğri veya düz (~ 19 cm) </td><td> surgicaltools.com </td><td> 17.21.51 </td><td></td></tr><tr><td> 2 standart hemostat forseps - düz dişli (14 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 1 modifiye hemostat (ucu ile açılan 15 gauge delikli) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 15-gauge künt veya zeytin uçlu iğne (perfüzyon iğne) </td><td> Fisnar </td><td> 5601137 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Perfüzyon: </td></tr><tr><td> HyPerfusion sistemi veya eşdeğeri &lt;/ Td&gt; <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Fosfat salin, pH 7.4 tampon </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 0.1 M Fosfat Tamponu, pH 7.4 &#39;de% 4 Paraformaldehyde </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sığ cam veya plastik tepsi, yaklaşık 10 &quot;x 10&quot; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kırılmış buz </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Su banyosu (37 ° C) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Timer </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50 ml şırınga </td><td> Medline Industries </td><td> NPMJD50LZ </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Diseksiyon: </td></tr><tr><td> PaStandart keskin / künt düz makas ir (~ 12 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14054-13 </td><td></td></tr><tr><td> Orta kavisli veya düz rongeurs (14-16 cm) veya kafatası kemik kaldırma pense </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 16020-14 </td><td></td></tr><tr><td> Düz iris makası (~ 9 cm) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td> Mikro-spatula (çift 2 &quot;düz uçlu bir yuvarlak, sivri biri 1/8&quot;) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 10091-12 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Post-Fiksasyon ve Depolama: </td></tr><tr><td> 50 ml bir cam şişeye </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sodyum azid ile 40 ml HEPES-Tamponlu Hanks Çözüm (HBHS) (90mg / l) </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody&gt; </table>

whole animal perfusion fixation for rodents

Fiksasyon amacı hızlı ve düzgün bir hayat gibi devlet doku korumaktır. Sabitleştirici aynı oranda az 5,7 dokusunun tüm bölgelerde ulaşma değil küçük doku parçaları, bozulmamış beyin immersiyon fiksasyon için bir sorun teşkil gibi büyük örnekler için iyi fiksatif eserlerinde doğrudan doku yerleştirerek iken. Doku 12 korunabilir önce sık sık, hipoksiye cevap olarak değişiklikler başlar. Doğrudan dolaşım sistemine sabitleştirici perfüze avantajı kimyasal hızla doğal vasküler ağını kullanarak organizmanın her köşesine ulaşabilir olmasıdır. En etkin dolaşım sistemi kullanmak için, bakım fizyolojik baskılar 3 maç alınmalıdır. Bu fizyolojik baskılar kullanılan türlere bağlı olduğunu not etmek önemlidir. Perfüzyon fiksasyon teknikleri tespit edilecek doku bağlı olarak değişir ve nasıl doku fiksasyonu sonrasında işleme alınacaktır. Bu videodaSıçan kalbine immünhistokimya için beynin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: biz vasküler sistem aracılığı ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar. Bu tekniğin ana avantajı (vs yerçekimi beslemeli sistemler) dolaşım sistemi en etkin şekilde kullanılmaktadır olmasıdır.

Watch this Scientific Journal Video about Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents at JoVE.com

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

Sıçan kalp ile beyin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: Burada damar sistemi ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar.

Kemirgenler için Tüm Hayvan Perfüzyon Fiksasyon

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

whole-animal-perfusion-fixation-for-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

381.3K Görüntüleme.  University of Michigan. Sıçan kalp ile beyin mümkün olan en iyi koruma elde etmek için: Burada damar sistemi ile perfüze% 4 paraformaldehit kullanarak düşük maliyetli, hızlı, kontrollü ve düzgün fiksasyon prosedürü açıklar.

Video: Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

2-Vessel Occlusion/Hypotension: A Rat Model of Global Brain Ischemia

Cardiac arrest followed by resuscitation often results in dramatic brain damage caused by ischemia and subsequent reperfusion of the brain. Global brain ischemia produces damage to specific brain regions shown to be highly sensitive to ischemia 1. Hippocampal neurons have higher sensitivity to ischemic insults compared to other cell populations, and specifically, the CA1 region of the hippocampus is particularly vulnerable to ischemia/reperfusion 2.
The design of therapeutic interventions, or study of mechanisms involved in cerebral damage, requires a model that produces damage similar to the clinical condition and in a reproducible manner. Bilateral carotid vessel occlusion with hypotension (2VOH) is a model that produces reversible forebrain ischemia, emulating the cerebral events that can occur during cardiac arrest and resuscitation. We describe a model modified from Smith et al. (1984) 2, as first presented in its current form in Sanderson, et al. (2008) 3, which produces reproducible injury to selectively vulnerable brain regions 3-6. The reliability of this model is dictated by precise control of systemic blood pressure during applied hypotension, the duration of ischemia, close temperature control, a specific anesthesia regimen, and diligent post-operative care. An 8-minute ischemic insult produces cell death of CA1 hippocampal neurons that progresses over the course of 6 to 24 hr of reperfusion, while less vulnerable brain regions are spared. This progressive cell death is easily quantified after 7-14 days of reperfusion, as a near complete loss of CA1 neurons is evident at this time.
In addition to this brain injury model, we present a method for CA1 damage quantification using a simple, yet thorough, methodology. Importantly, quantification can be accomplished using a simple camera-mounted microscope, and a free ImageJ (NIH) software plugin, obviating the need for cost-prohibitive stereology software programs and a motorized microscopic stage for damage assessment.

Bilateral carotid occlusion coupled with systemic hypotension produces global brain ischemia in the rat, resulting in damage to the hippocampus with reproducible severity. Animal subjects are impaired with predictable patterns of brain damage, they recover expediently, and mortality rates are comparatively low.

2-Gemi Tıkanıklığı / Hipotansiyon: Küresel Beyin İskemi Rat Modeli

Cardiac arrest followed by resuscitation often results in dramatic brain damage caused by ischemia and subsequent reperfusion of the brain. Global brain ...

Tıp

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

Beyin-implante Microdevices ve Çevresi Doku Bozulmamış Histolojik Karakterizasyonu

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Nörobilim

An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers

Blood-brain barrier (BBB) is a specialized barrier that protects the brain microenvironment from toxins and pathogens in the circulation and maintains brain homeostasis. The principal sites of the barrier are endothelial cells of the brain capillaries whose barrier function results from tight intercellular junctions and efflux transporters expressed on the plasma membrane. This function is regulated by pericytes and astrocytes that together form the neurovascular unit (NVU). Several neurological diseases such as stroke, Alzheimer&#39;s disease (AD), brain tumors are associated with an impaired BBB function. Assessment of the BBB permeability is therefore crucial in evaluating the severity of the neurological disease and the success of the treatment strategies employed.
We present here a simple yet robust permeability assay that have been successfully applied to several mouse models both, genetic and experimental. The method is highly quantitative and objective in comparison to the tracer fluorescence analysis by microscopy that is commonly applied. In this method, mice are injected intraperitoneally with a mix of aqueous inert fluorescent tracers followed by anesthetizing the mice. Cardiac perfusion of the animals is performed prior to harvesting brain, kidneys or other organs. Organs are homogenized and centrifuged followed by fluorescence measurement from the supernatant. Blood drawn from the cardiac puncture just before perfusion serves for normalization purpose to the vascular compartment. The tissue fluorescence is normalized to the wet weight and serum fluorescence to obtain a quantitative tracer permeability index. For additional confirmation, the contralateral hemi-brain preserved for immunohistochemistry can be utilized for tracer fluorescence visualization purposes.

An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers

Here we present a mouse brain vascular permeability assay using intraperitoneal injection of fluorescent tracers followed by perfusion that is applicable to animal models of blood-brain barrier dysfunction. One hemi-brain is used for assessing permeability quantitatively and the other for tracer visualization/immunostaining. The procedure takes 5 - 6 h for 10 mice.

Vivo kan - beyin bariyerini geçirgenliği tahlil Fluorescently kullanarak farelerde izleyiciler etiketli

Blood-brain barrier (BBB) is a specialized barrier that protects the brain microenvironment from toxins and pathogens in the circulation and maintains ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

Roman pasif optik şeffaflık bütün sinir dokusunda hızlı üretim için yöntemleri Temizleme

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

Lezyonlar karakterize ve küçük hayvan beyinlerinde elektrot bulmak için bir mikro-CT-esaslı Yöntem

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...

AAV Deployment of Enhancer-Based Expression Constructs In Vivo in Mouse Brain

Enhancers are binding platforms for a diverse array of transcription factors that drive specific expression patterns of tissue- and cell-type-specific genes. Multiple means of assessing non-coding DNA and various chromatin states have proven useful in predicting the presence of enhancer sequences in the genome, but validating the activity of these sequences and finding the organs and developmental stages they are active in is a labor-intensive process. Recent advances in adeno-associated virus (AAV) vectors have enabled the widespread delivery of transgenes to mouse tissues, enabling in vivo enhancer testing without necessitating a transgenic animal. This protocol shows how a reporter construct that expresses EGFP under the control of a minimal promoter, which does not drive significant expression on its own, can be used to study the activity patterns of candidate enhancer sequences in the mouse brain. An AAV-packaged reporter construct is delivered to the mouse brain and incubated for 1-4 weeks, after which the animal is sacrificed, and brain sections are observed under a microscope. EGFP appears in cells in which the tested enhancer is sufficient to initiate gene expression, pinpointing the location and developmental stage in which the enhancer is active in the brain. Standard cloning methods, low-cost AAV packaging, and expanding AAV serotypes and methods for in vivo delivery and standard imaging readout make this an accessible approach for the study of how gene expression is regulated in the brain.

AAV Deployment of Enhancer-Based Expression Constructs In Vivo in Mouse Brain

This protocol describes a novel rAAV-based transient enhancer-reporter assay. This assay can be used to induce enhancer-driven expression in vivo in the mouse brain.

Geliştirici Tabanlı İfade Yapılarının AAV Dağıtımı In Vivo in Mouse Brain

Enhancers are binding platforms for a diverse array of transcription factors that drive specific expression patterns of tissue- and cell-type-specific ...

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small size of mouse organs, ex vivo perfusion of bone, bladder, skin, prostate, and reproductive organs is challenging or not feasible. Here, we report for the first time an in situ lower body perfusion circuit in mice that includes the above tissues, but bypasses the main clearance organs (kidney, liver, and spleen). The circuit is established by cannulating the abdominal aorta and inferior vena cava above the iliac artery and vein and cauterizing peripheral blood vessels. Perfusion is performed via a peristaltic pump with perfusate flow maintained for up to 2 h. In situ staining with fluorescent lectin and Hoechst solution confirmed that the microvasculature was successfully perfused. This mouse model can be a very useful tool for studying pathological processes as well as mechanisms of drug delivery, migration/metastasis of circulating tumor cells into/from the tumor, and interactions of immune system with perfused organs and tissues.

A protocol is described for in situ perfusion of the mouse lower body, including the bladder, the prostate, sex organs, bone, muscle and foot skin.

Farelerde Alt Karın Organları nın ve Arka Ekstremitelerin Situ Kapalı Devre Perfüzyonunun Oluşturulması

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

Free-floating Immunostaining of Mouse Brains

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the regulation of energy metabolism and other neurobiological processes. However, the quality, reliability, and reproducibility of brain histology results may vary among laboratories. For each staining experiment, it is necessary to optimize the key procedures based on differences in species, tissues, targeted proteins, and the working conditions of the reagents. This paper demonstrates a reliable workflow in detail, including intra-aortic perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging, which can be followed easily by researchers in this field.
Also discussed are how to modify these procedures to satisfy the individual needs of researchers. To illustrate the reliability and efficiency of this protocol, perineuronal nets were stained with biotin-labeled Wisteria florbunda agglutinin (WFA) and arginine vasopressin (AVP) with an anti-AVP antibody in the mouse brain. Finally, the critical details for the entire procedure have been addressed, and the advantages of this protocol compared to those of other protocols. Taken together, this paper presents an optimized protocol for free-floating immunostaining of mouse brain tissue. Following this protocol makes this process easier for both junior and senior scientists to improve the quality, reliability, and reproducibility of immunostaining studies.

This protocol describes an efficient and reproducible approach for mouse brain histological studies, including perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging.

Fare Beyinlerinin Serbest Yüzen İmmünasyon

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the ...

A Gravity-Fed Transcardial Perfusion Method for Histologic Analysis of the Mouse Central Nervous System

The histologic analysis of brain and spinal cord specimens isolated from mice is common practice for the assessment of pathology in this model system. To maintain the morphology of these delicate tissues, it is routine to administer a chemical fixative such as paraformaldehyde via cannulation of the heart in anesthetized animals (transcardial perfusion). Transcardial perfusion of the mouse heart has traditionally relied on the use of peristaltic pumps or air pressure to deliver both the saline and fixative solutions necessary for this process. As an easily accessible alternative to these methods, this work demonstrates the use of a gravity-fed method of perfusate delivery that uses materials available in most hardware stores. 
To validate this new perfusion method, this work demonstrates all the subsequent steps necessary for the sensitive detection of phosphorylated &#945;-synuclein in both the brain and spinal cord. Included in these steps are the dissection of the fixed brain and spinal cord tissues, rapid freezing/embedding and cryosectioning of the tissues, and immunofluorescent staining. As this method results in whole-body delivery of the fixative, it may also be used to prepare other non-neuronal tissues for histologic analysis.

A convenient gravity-fed perfusion method for histological analysis of the mouse central nervous system is presented. Immunofluorescent detection of phosphorylated &#945;-synuclein is demonstrated in a mouse model of Parkinson's disease. This work also comprehensively describes the transcardial perfusion, dissection, tissue freezing/embedding, and frozen sectioning steps.

Fare Merkezi Sinir Sisteminin Histolojik Analizi için Yerçekimi Beslemeli Transkardiyal Perfüzyon Yöntemi

The histologic analysis of brain and spinal cord specimens isolated from mice is common practice for the assessment of pathology in this model system. To ...

<meta charset="utf8"></head><body>Neurolucida 360 Kullanılarak Dendritik Omurga Analizi Protokolü

Dendritic Spine Quantification Using an Automatic Three-Dimensional Neuron Reconstruction Software

Synaptic connections allow for the exchange and processing of information between neurons. The post-synaptic site of excitatory synapses is often formed on dendritic spines. Dendritic spines are structures of great interest in research centered around synaptic plasticity, neurodevelopment, and neurological and psychiatric disorders. Dendritic spines undergo structural modifications during their lifespan, with properties such as total spine number, dendritic spine size, and morphologically defined subtype altering in response to different processes. Delineating the molecular mechanisms regulating these structural alterations of dendritic spines relies on morphological measurement. This mandates accurate and reproducible dendritic spine analysis to provide experimental evidence. The present study outlines a detailed protocol for dendritic spine quantification and classification using Neurolucida 360 (automatic three-dimensional neuron reconstruction software). This protocol allows for the determination of key dendritic spine properties such as total spine density, spine head volume, and classification into spine subtypes thus enabling effective analysis of dendritic spine structural phenotypes.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Hipokampus CA1 apikal dendritlerinde dengeli manuel ve otomatik değerlendirme için dendritik omurga analizinin optimize edilmesi

Dendritic spines are post-synaptic compartments of most excitatory synapses. Alterations to dendritic spine morphology occur during neurodevelopment, aging, learning, and many neurological and psychiatric disorders, underscoring the importance of reliable dendritic spine analysis. This protocol describes quantifying dendritic spine morphology accurately and reproducibly using automatic three-dimensional neuron reconstruction software.

Otomatik Üç Boyutlu Nöron Rekonstrüksiyon Yazılımı Kullanılarak Dendritik Omurga Ölçümü

Synaptic connections allow for the exchange and processing of information between neurons. The post-synaptic site of excitatory synapses is often formed ...