Biz lazer kurmak davranış deneyleri ve DPSS tavsiye için Fumi Kubo, Tod Thiele ve HerwigBaier (UCSF / Max Planck Enstitüsü) thank; şef-tdTomato deneylerinde yardım için MBL Nörobiyoloji Sahası&#39;na Heesoo Kim ve Chiara Cerri; PetronellaKettunen (Göteborg Üniversitesi ) İlk optogenetic deneyler üzerinde işbirliği için; BaljitKhakh, Eric Hudson, Mike Baca ve teknik danışmanlık için John Milligan (UCLA) ve şef-tdTomato için Roger Tsien (UCSD) yaparız. AS: Bu çalışma NSF AMSP ve bir hibe için NRSA (5F31NS064817) ödülü (0.819.010 RIG) tarafından desteklenmiştir.

Vaktinden önce aşağıdaki hazırlayın. 1. Optik Kablo hazırlayın <ol><li> Bir ~ 150 ° açı oluşturmak için bir Bunsen beki üzerine cam Pasteur pipeti ve konik boyun eriterek optik kablo için bir depolama birimi oluşturun. </li><li> Bir tel kesici veya jilet kullanarak, dikkatle iki parçaya optik kabloyu kesti. Her bir parça, bir FC / PC adaptörü ve bir açık uçlu bir ucunu olmalıdır. Bir rezerv kablosu olarak tek parça depolayın. </li><li> Kablosunun kesik ucuna 5.0 cm lif ceket ve güçlendirilmesi lifler (Şekil 1A) kaldırarak kaplama, optik kablo sıyırın. </li><li> Hazırlanan Pasteur pipeti içine optik kablo takın. Kablosunu kolayca pipet içinde ve dışında hareket edebildiğinden emin olun. </li><li> Optik kablo dikkatle cam elyaf yerinden fiber kaplama kesip çıkarın, Pasteur pipet ucu çıkıntı ile kesme ucundan ~ 2 mm. </li><li> Nick o kırmak ve bir elmas kalem / cam kesici cam elyaf kullanmaff uç lif (Şekil 1B) sonunda temiz bir kesme / yüzey oluşturmak için kullanılır. </li><li> Depolama için Pasteur pipeti içine optik kablo çekin. Optik fiber ucu dengesiz yontma veya tatili alırsa adımı (1.6) tekrarlayın. </li><li> Pasteur pipeti pozisyon optik kablo mikromanipülatör (Şekil 1C) kullanarak. </li></ol> Prosedürler 2-8 birçok zebrafish deneyleri için genel olarak uygulanabilir embriyolar transgenlerin enjekte için bir yöntem açıklanmaktadır. Diğer Jüpiter video 6, 7, 8, 9 içinde tarif edilenler gibi bu yöntem üzerinde değişimler, 22 eşit ölçüde etkilidir. 2. Enjeksiyon İğneleri çekin <ol><li> Bir iğne çektirmenin kullanarak, yavaş yavaş konik ucu ile iki enjeksiyon iğneleri içine borosilikat cam tüp çekin. Çektirme ayarları değişecektir. (Bir Sutter Aletleri iğne çektirmenin biz ayarları kullanın: P = 500, Isı = 720, = 50, Hız çekin = 70 ve Zaman = 150). Her iğne çektirme farklıdır, bu nedenle çektirme ayarları em optimizepirically. Daha konik iğne için, Isı artırmak ve / veya çekin. Az konik iğne için, Zaman ve / veya azalma Pull artırmak. </li><li> Güvenli bir kapta saklayın iğneler (yani haddelenmiş bant ile bir Petri kabı, yapışkan tarafı dışarı). </li></ol> 3. Enjeksiyon Kalıpları dökün <ol><li> Agaroz tamamen çözülene kadar, 30 ml embriyo / mavi su 0,5 gr agaroz eritin. </li><li> Bir Petri kabı alt yarısı içine dökün. </li><li> , Agaroz içine kuyu (Şekil 2) montaj kuyuları etrafında kabarcık oluşumunu engellemek için dikkatli olmak dikdörtgen kalıp yerleştirin. </li><li> Agaroz katılaşmasını bekleyin. </li><li> Kalıp çıkarın ve mavi / embriyo su ile Petri kabı dolduracak. </li><li> Dikey olarak saklanması, aynı günlük kullanım için oda sıcaklığında ya da 4 ° C de gelecekte kullanılmak üzere, temiz su ile doldurulur. </li></ol> 4. Enjeksiyonlar için Plazmid DNA Mix Yap <ol><li> GKD 2 O. 1:10 fenol kırmızısı ile 50 ng / ml &#39;lik bir konsantrasyon ile plazmid DNA seyreltilir Içinörnek: <table border="1"><tbody><tr><td> 1.0 mi </td><td> plazmid DNA (250 ng / ml) </td></tr><tr><td> 0.5 ml </td><td> fenol kırmızısı </td></tr><tr><td> 3.5 mL </td><td> GKD 2 O </td></tr></tbody></table></li><li> Birkaç gün için hemen kullanılarak ya da 4 ° C &#39;de depolandığı takdirde, DNA karışımı, oda sıcaklığında saklanabilir. </li></ol> 5. Çiftleşme Çiftleri ayarlama Eğer enjeksiyonları yapmak için plan önce bu akşam yapılmalıdır. <ol><li> Birlikte sistem su ve yer erkek ve dişi balık yetiştirme tankları doldurun. Işıkları bir bölücü ile, tesiste ayrı erkek ve dişi balık açmak gibi enjeksiyonlar kısa sürede yapılabilir yapamıyorsanız. </li></ol> 6. Enjeksiyonlar için hazırlayın (embriyo için beklerken yapılabilir) <ol><li> Basınçlı enjektör kulesi açın. Sistem pulse ayarlanmış olduğundan emin olun. 1 PULSE SÜRESİ seti ile başlayın. </li><li> HAVA valfi açın ve~ 20 psi enjektör basıncını ayarlayın. </li><li> Yüksek büyütmede bir diseksiyon kapsamı kullanarak, forseps veya bir ~ 2 mikron açma (Şekil 3, Film 1) oluşturmak için bir poker ile iğnenin ucu bölünürler. </li><li> DNA karışımı ile iğne doldurun: 1. DNA karışımı içine, iğne, ucu tarafı yukarı yerleştirilmesi ve iğne kapiller eylem veya 2 ile doldurmak icar. DNA 1-2 ul Pipeti uzun ulaşılması ucu kullanarak iğne doğrudan karıştırın. </li><li> Sıra enjekte hazır olana kadar güvenli bir yerde iğne doldurulur. </li></ol> 7. Embriyolar toplayın <ol><li> Tesisin ışıkları açık sonra, bölücüler (varsa) çıkarın. Bir süzgeç / küçük elek ile embriyolar toplayın ve taze mavi / embriyo su ile bir Petri aktarabilirsiniz. </li></ol> 8. 1-2 Cep Sahnesi&#39;nde embriyolar enjekte <ol><li> Plastik bir pipet kullanarak enjeksiyon kalıpları için hasat embriyolar transfer. </li><li> Bir diseksiyon mikroskobu kullanarak, yavaşça içine embriyolar itinforseps veya künt bir poker ile kuyu (Şekil 4, Movie 2). </li><li> Embriyolar üzerinde mikromanipülatör ve pozisyon içine yüklenen iğne yerleştirin. </li><li> İstediğiniz ses seviyesini (~ 1 nl) elde edene kadar 1 adım artışlarla PULSE SÜRESİ ayarlayarak enjeksiyon hacmi kalibre. Bu, bir daha önceki Jüpiter video 8, 22 de tarif edildiği gibi, bir mikrometre slaydı ile kalibre edilmiş, ancak enjeksiyon hacmi geniş bir uygun ifade neden olacaktır çünkü bu deney hassasiyet için, gerekli değildir olabilir. </li><li> ~ Enjekte 1 nl DNA tüm embriyolar için hücre ve tekrar doğrudan karıştırın. DNA ayrıca, yumurta sarısı içine enjekte, ancak bu (Şekil 5, Film 3) daha az etkin olma eğilimindedir. </li><li> Mavi / embriyo su hafif bir akış kullanarak kalıp enjekte embriyolar çıkarın. </li><li> Mağaza karanlıkta 28.5 ° C&#39;de embriyolar enjekte. </li><li> Periyodik olarak döllenmemiş, hasarlı veya ölü embriyolar çıkarın. </li><li> Embriyolar wi Treatpigmentasyon önlemek için 18-24 hpf arasındaki inci PTU. </li></ol> 9. Transgen İfade Ekranı <ol><li> Elle dechorionate 24-48 hpf embriyoları forseps kullanarak. </li><li> Tricaine 0.02% kullanarak larva uyuştur. </li><li> Bir floresan mikroskop kullanılarak, RB veya trigeminal nöron ifadesi ile larva tespit ve taze PTU mavi / embriyo su ile yeni bir yemek için bu transfer. Kolaylıkla tanımlanabilir hücrelerinde ifade seyrek olan embriyolar uygun olan, fakat ifade yoğunluk geniş kabul edilebilir, böylece bireysel nöronların bir fiber optik kablo ile aktivasyonu için hedeflenir. </li><li> Mağaza embriyolar 28.5 karanlıkta ° C istenen deney aşamasına kadar. </li></ol> 10. Davranış deneyler için Larva Dağı <ol><li> GKD 2 O ve katılaştırma önlemek için 42 ° C ısıtma bloğu deposunda% 1.5 düşük erime agaroz olun. </li><li> Bir küvet içine, bir cam Pasteur pipeti, transfer önceden elenmiş larvaları birini kullanarakmümkün olduğunca küçük mavi / embriyo su ile% 1.5 düşük erime agaroz e. </li><li> Küçük bir Petri kabı üzerine agaroz bir damla larva aktarın. </li><li> Diseksiyon mikroskobu altında, pozisyon larva dorsal kadar. </li><li> Agaroz katılaşmış erdiğinde, tüm larva etrafında agar bir kama bırakarak, ince bir jilet (# 11 bistüri) ile agaroz kesip. </li><li> Sarısı iki tarafında iki çapraz kesim olun; nick larva bakımı alamayız. </li><li> Embriyo / mavi su ile agaroz çevreleyen alanı doldurun. </li><li> Larva gövde ve kuyruk (Şekil 6) uzak agaroz çekin. </li></ol> 11. Yüksek hızlı Kamera ve Görüntüleme Yazılımı hazırlayın <ol><li> Kapsamı diseksiyon üzerine yüksek hızlı kamera monte edin. </li><li> Bilgisayara bağlayın. </li><li> Bilgisayarı açın. </li><li> Yüksek hızlı fotoğraf makinesini açın. </li><li> Open Video / görüntüleme yazılımı (Biz AOS görüntüleme yazılımı kullanın ve burada kullanmak için prosedürleri anlatacağım, ancak diğer görüntülemeyazılım) eşit kabul edilebilir. </li><li> Buna göre kamera ayarlarını (saniyede yani 1.000 kare (fps),% 50 tetik tampon veya diğer tercih edilen ayarları) ayarlayın. </li><li> Kayda başlayın. </li></ol> 12. Bir 473 nm Lazer Kullanarak Tek Nöronlar etkinleştirin <ol><li> Uyarıcı, lazer ve optik kablo takın. </li><li> Stimülatör açın. </li><li> 5 Volt, maksimum ve 5 msn bir darbe süresi uyarıcı ayarlayın. </li><li> Üreticinin talimatlarına göre lazer açın. </li><li> Chef-tdTomato ekspresyonu (Şekil 6) ile bir nöronun hücre gövdesi yakınındaki optik kablonun ucuna yerleştirmek için bir diseksiyon mikroskobu kullanın. </li><li> Duyusal nöron etkinleştirmek için mavi ışık nabız sunun. </li><li> Yüksek hızlı bir kamera kullanarak Tutanak davranış saniyede 500 veya 1,000 kare ayarlayın. </li><li> Habitüasyon önlemek için her aktivasyon arasında 1 dakika bekleme, istediğiniz gibi deney tekrarlayın. (Biz her nöron için üç yanıtların minimum kayıt). </li><li> Karşıserbest larva, hayvan kesmemeye özen forseps ile agaroz dışında gözetlemek. Bu hayvan daha da geliştirmek için izin verilebilir ve prosedürü davranış gelişimi karakterize etmek için eski bir aşamada tekrar edilebilir. Embriyo ayrıca aşağıda tarif edildiği gibi, hücresel yapı ile ilişkili davranış için aktive hücrenin yüksek çözünürlüklü konfokal görüntüleme için yeniden monte edilebilir. </li><li> Taze mavi / embriyo su ile kültürü plaka larva aktarın. Biz bireysel larva izlemek için bir 24-plaka kullanın. </li></ol> 13. Bir Konfokal Mikroskop ile Görüntü Nöron (ler) <ol><li> 0.02% tricaine ile larva uyuştur. </li><li> % 1.2 düşük erime agaroz veya dorsal kalıp Mount larva, yukarı sırt tarafı. </li><li> Bir 543 nm lazer ve uygun filtre ve objektif Image chef-tdTomato nöronlar. Biz 20x objektif kullanın. </li><li> Agaroz gelen larva çıkarın ve mavi / embriyo su ile iyice bireysel dönün. </li><li> 28.5 Mağaza fu için karanlıkta ° Crther analizi. </li></ol>

<ol>
	<li>Arrenberg, A. B., Del Bene, F., Baier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+control+of+zebrafish+behavior+with+halorhodopsin.">Optical control of zebrafish behavior with halorhodopsin.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (42), 17968-17973 (2009).</li><li>Burgess, H. A., Johnson, S. L., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unidirectional+startle+responses+and+disrupted+left-right+co-ordination+of+motor+behaviors+in+robo3+mutant+zebrafish.">Unidirectional startle responses and disrupted left-right co-ordination of motor behaviors in robo3 mutant zebrafish.</a> Genes Brain Behav. 8 (5), 500-511 (2009).</li><li>Douglass, A. D., Kraves, S., Deisseroth, K., Schier, A. F., Engert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Escape+behavior+elicited+by+single,+channelrhodopsin-2-evoked+spikes+in+zebrafish+somatosensory+neurons.">Escape behavior elicited by single, channelrhodopsin-2-evoked spikes in zebrafish somatosensory neurons.</a> Curr. Biol. 18 (15), 1133-1137 (2008).</li><li>Downes, G. B., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Supraspinal+input+is+dispensable+to+generate+glycine-mediated+locomotive+behaviors+in+the+zebrafish+embryo.">Supraspinal input is dispensable to generate glycine-mediated locomotive behaviors in the zebrafish embryo.</a> J. Neurobiol. 66 (5), 437-451 (2006).</li><li>Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+locomotor+network+in+zebrafish.">Development of the locomotor network in zebrafish.</a> Prog. Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).</li><li>Eisenhoffer, G. T., Rosenblatt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+Imaging+of+Cell+Extrusion+from+the+Epidermis+of+Developing+Zebrafish.">Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (52), e2689 (2011).</li><li>Graeden, E., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+Imaging+of+the+Zebrafish+Embryonic+Brain+by+Confocal+Microscopy.">Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy.</a> J. Vis. Exp. (26), e1217 (2009).</li><li>Kague, E., Weber, C., Fisher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+Zebrafish+Transgenesis+for+Evaluating+Enhancer+Sequences.">Mosaic Zebrafish Transgenesis for Evaluating Enhancer Sequences.</a> J. Vis. Exp. (41), e1722 (2010).</li><li>Kemp, H. A., Carmany-Rampey, A., Moens, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generating+Chimeric+Zebrafish+Embryos+by+Transplantation.">Generating Chimeric Zebrafish Embryos by Transplantation.</a> J. Vis. Exp. (29), e1394 (2009).</li><li>Kohashi, T., Oda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initiation+of+Mauthner-+or+non-Mauthner-mediated+fast+escape+evoked+by+different+modes+of+sensory+input.">Initiation of Mauthner- or non-Mauthner-mediated fast escape evoked by different modes of sensory input.</a> J. Neurosci. 28 (42), 10641-10653 (2008).</li><li>Lai, S. L., Lee, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+mosaic+with+dual+binary+transcriptional+systems+in+Drosophila.">Genetic mosaic with dual binary transcriptional systems in Drosophila.</a> Nat. Neurosci. 9 (5), 703-709 (2006).</li><li>Liao, J. C., Haehnel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+of+afferent+neurons+in+larval+zebrafish+provides+a+functional+framework+for+lateral+line+somatotopy.">Physiology of afferent neurons in larval zebrafish provides a functional framework for lateral line somatotopy.</a> J. Neurophysiol. 107 (10), 2615-2623 (2012).</li><li>Lin, J. Y., Lin, M. Z., Steinbach, P., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+engineered+channelrhodopsin+variants+with+improved+properties+and+kinetics.">Characterization of engineered channelrhodopsin variants with improved properties and kinetics.</a> Biophys J. 96 (5), 1803-1814 (2009).</li><li>Liu, K. S., Fetcho, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+ablations+reveal+functional+relationships+of+segmental+hindbrain+neurons+in+zebrafish.">Laser ablations reveal functional relationships of segmental hindbrain neurons in zebrafish.</a> Neuron. 23 (2), 325-335 (1999).</li><li>Liu, Y. C., Bailey, I., Hale, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alternative+startle+motor+patterns+and+behaviors+in+the+larval+zebrafish+(Danio+rerio).">Alternative startle motor patterns and behaviors in the larval zebrafish (Danio rerio).</a> J. Comp. Physiol. A. Neuroethol. Sens Neural. Behav. Physiol. 198 (1), 11-24 (2012).</li><li>Palanca, A. M., Lee, S. L., Yee, L. E., Joe-Wong, C., Trinh, L. A., Hiroyasu, E., Husain, M., Fraser, S. E., Pellegrini, M., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+transgenic+reporters+identify+somatosensory+neuron+subtypes+in+larval+zebrafish.">New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish.</a> Dev. Neurobiol. , (2012).</li><li>Pujol-Mart&#237;, J., Zecca, A., Baudoin, J. P., Faucherre, A., Asakawa, K., Kawakami, K., L&#243;pez-Schier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+birth+order+identifies+a+dimorphic+sensorineural+map.">Neuronal birth order identifies a dimorphic sensorineural map.</a> J. Neurosci. 32 (9), 2976-2987 (2012).</li><li>Saint-Amant, L., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+the+development+of+motor+behaviors+in+the+zebrafish+embryo.">Time course of the development of motor behaviors in the zebrafish embryo.</a> J. Neurobiol. 37 (4), 622-632 (1998).</li><li>Szobota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+with+a+light-gated+glutamate+receptor.">Remote control of neuronal activity with a light-gated glutamate receptor.</a> Neuron. 54 (4), 535-545 (2007).</li><li>Uemura, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+functional+genomics+revealed+conservation+and+diversification+of+three+enhancers+of+the+isl1+gene+for+motor+and+sensory+neuron-specific+expression.">Comparative functional genomics revealed conservation and diversification of three enhancers of the isl1 gene for motor and sensory neuron-specific expression.</a> Dev. Biol. 278 (2), 587-606 (2005).</li><li>Wyart, C., Del Bene, F., Warp, E., Scott, E. K., Trauner, D., Baier, H., Isacoff, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+dissection+of+a+behavioural+module+in+the+vertebrate+spinal+cord.">Optogenetic dissection of a behavioural module in the vertebrate spinal cord.</a> Nature. 461 (7262), 407-410 (2009).</li><li>Yuan, S., Sun, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+mRNA+and+Morpholino+Antisense+Oligonucleotides+in+Zebrafish+Embryos.">Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.</a> J. Vis. Exp. (27), e1113 (2009).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali menfaati olduğunu beyan ederim.

Biz canlı zebrafish tek RB nöronların optogenetic aktivasyonu için bir yaklaşım tarif var. Bizim yöntemi belirli somatosensoriyel nöronların bir floresan etiketli channelrhodopsin varyantı, şef-tdTomato 13, ifade geçici transgenesis kullanır. Bu yaklaşım, kolaylıkla diğer larva zebrafish hücre popülasyonu içinde kullanım için uyarlanabilir. Bu yaklaşımı kullanarak biz sürekli şef-tdTomato ifade 34-48 hpf larva davranışsal tepkilere yol açtı. 5 V mavi...

Işık tanımlanmış dalga boyları ile nöronal uyarılabilirliği teşvik etmek ya da engellemek için optogenetic yöntemlerinin geliştirilmesi mümkün davranışı 1, 19, 21 kontrol nöral devrelerin nöronların farklı toplumlarda fonksiyonu çalışma yapmıştır. Bu teknikten sıklıkla nöron grupları aktive etmek için kullanılır, fakat aynı zamanda tek tek nöron aktive etmek için de kullanılabilir. Yarı saydam olduğundan Zebra balığı larvaları bu yöntemleri için özellikle uygundurlar, onların sinir sistemi hızla gelişir ve transgenik hayvanlar oluşturmak hızlı ve rutin. Ancak, önemli teknik engeller güvenilir tek bir nöron aktivasyon ulaşmak için aşılması gereken. Tek zebrafish nöronların optogenetic aktivasyonu için bir prosedür optimize etmek için, biz somatosensoriyel nöronlar üzerinde duruldu. Kafa innerve trigeminal nöronlar ve Rohon-Sakal (: Zebra balığı larvaları iki nöron popülasyonları kullanarak somato çeşitli uyaranlara algılamakVücudun geri kalan innerve RB) nöronları,. Her trigeminal ve RB nöron deride yaygın şube uyaranlara ve downstream nöral devreleri bağlanır merkezi bir akson algılamak için bir periferik akson hedefleniyor. Hayvanlar bu tutarlı somatosensoryel devreleri, 18 5 oluşturdular gösteren, erken saat sonrası fertilizasyon (HPF) 21 olarak dokunmaya tepki. Larval gelişim süresince en az MAUTHNER hücrenin üzerine bazı trigeminal ve RB nöronlar sinaps, klasik kaçış yanıtı aktive ama delil biriken kaçış davranışının 2, 4 varyasyonlarını aydınlatır bağlantı farklı desenleri ile somato nöronların birden fazla sınıflar olduğunu göstermektedir etmek 10, 12, 14, 15, 16, 17. Bu yöntem geliştirilmesine Bizim motivasyon somato nöronların farklı sınıfların davranış işlevini karakterize etmek için, ama bu yaklaşım ilke lar nöronların hemen her nöron veya nüfus fonksiyonunu incelemek için kullanılabilirval zebrafish. Douglass ve ark. Önceden aktive etmek için bir yöntem tarif Channelrhodopsin-2-eksprese eden, mavi ışık ile somatosensoriel nöronların kaçış davranışının 3 ortaya çıkarmak. Onların yaklaşımı somatosensoriyel nöronlarda ChR2-EYFP ifade sürücü isl1 geni bir artırıcı elemanı kullanılmalıdır. Bu, transgen, ancak, bir ikinci haberci bir birlikte-enjeksiyon gerektiren, nispeten zayıf floresan göstermek için rapor edildi, UAS :: GFP, ChR2-EYFP salgılayan hücrelerin görüntülenmesine izin verir. Bu yaklaşım 24-48 hpf arasındaki davranış tepkiler için kullanılan, ancak 72 hpf geçmişte bir yanıt ortaya çıkarmak asla. Bu yöntem çok erken larva dönemleri (24-48 hpf) de sinir devresi eğitim için çalışıyor iken Böylece, daha farklı davranışsal tepkiler görülür ve nöral devrelerin daha olgun yaşlı larvaları, nöral devreleri ve davranışsal tepkileri tanımlamak için yetersizdir. Biz çalıştılarva RB nöronların alt popülasyonlarının işlevini karakterize etmek amacıyla bu tekniğin duyarlılık geliştirmek. Ifadesi iyileştirmek için bir floresan etiketli ışık aktif kanal ifadesi yükseltmek için lexA-VP16 ifade ve lexA operatör dizileri (4xLexAop) 11 bir streç sürmek için bir somatosensoriyel özgü artırıcı (CREST3) 20 kullanılır. Bu yapılandırma, ikinci bir muhabir co-ifade ve bize doğrudan her nöronda kanalın göreceli bolluk belirlemek için izin için ihtiyacı ortadan kaldırarak, kanalı ifade güçlendirilmiş. Lexa / LexAop dizisi kullanarak bize Gal4/UAS sistemi kullanmak zebrafish muhabiri satırlara transgen tanıtmak için izin ek avantajı vardı. Bu transgen Geçici ifade ifade düzeylerde sonuçlandı, ancak genellikle birkaç gün içinde hücre gövdesi ve bireysel nöronların akson projeksiyonları görselleştirmek için yeterince güçlüydü. Duyarl optimize etmekışığa Sığ biz kanal Chef, sarmal döngü EF 13 yaşında bir crossover site ile channelopsin-1 (Chop1) ve channelopsin-2 (Chop2) bir chimera oluşan channelrhodopsin türevi aktive ışık kullanılır. Bu kanal ChR2 gibi aynı dalga boyunda aktive, fakat ChR2 de dahil olmak üzere diğer yaygın olarak kullanılan kanal, daha daha duyarlı hale aktivasyonu için düşük bir ışık yoğunluğu gerektirir. Chef proteini bize kanal aktive olmadan protein ekspresyonu için ekran sağlayan kırmızı floresan proteini, tdTomato erimiş oldu. Bir ışık kaynağı olarak, bir diyot larvaları belirli bir bölgeye mavi bir ışık hassas, yüksek-enerjili darbe sunmak için bir fiber optik kablo birleştiğinde katı-hal (DPSS) lazer pompalanır kullanılır. Bu bize tek bir nöron kanalı ifade nadir transgenik hayvanlar bulmak için ihtiyacı ortadan kaldırarak, bireysel nöronların üzerine lazer ışığı odaklamak için izin verdi. Bu yaklaşımı kullanarak, biz, tek RB nöronlar aktive davranışsal tepkisi kaydetmek başardıkyüksek hızlı video kamera ve resim konfokal mikroskopi ile yüksek çözünürlükte aktive nöron s.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif / Malzeme Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog Numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Malzemeler </td></tr><tr><td> Cam Pasteur pipeti </td><td> Balıkçı </td><td> 1367820B </td><td> veya eşdeğeri (10-15 mm çap) </td></tr><tr><td> 200 mikron fiber optik </td><td> ThorLabs </td><td> AFS200/220Y-CUSTOM </td><td> Patch Cord, Uzunluk: 3 m, End A: FC / PC, End B: FC / PC, Ceket: FT030 </td></tr><tr><td> 50 mikron fiber optik </td><td> ThorLabs </td><td> AFS50/125Y-CUSTOM </td><td> Patch Cord, Uzunluk: 3 m, End A: FC / PC, End B: FC / PC, Ceket: FT030 </td></tr><tr><td> Ayarlanabilir sıyırma aleti </td><td> ThorLabs </td><td> AFS900 </td><td> veya Üç Delik sıyırma aleti (FTS4) </td></tr><tr><td> Diamond Wedge kâtip </td><td> ThorLabs </td><td> S90W </td><td></td></tr><tr><td> / Brown Mikropipet Çektirme Flaming </td><td> Sutter Aletleri </td><td> P-97 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Filament ile borosilikat cam tüp </td><td> Sutter Aletleri </td><td> BF-100-78-10 </td><td></td></tr><tr><td> Enjeksiyon kalıp </td><td> n / a </td><td> n / a </td><td> Şekil 5, </td></tr><tr><td> 1.5 ml santrifüj tüplerine </td><td> Herhangi </td><td> Herhangi </td><td></td></tr><tr><td> Petri kabı (100x15 mm) </td><td> Herhangi </td><td> Herhangi </td><td></td></tr><tr><td> Petri kabı (60X15 mm) </td><td> Herhangi </td><td> Herhangi </td><td></td></tr><tr><td> Basınç enjektör </td><td> ASI </td><td> MPPI-3 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Mikromanipülatör ve metal stand </td><td> Narashige </td><td> M152 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Tek kullanımlık plastik pipetler </td><td> Fisherbrand </td><td> 13-711-7 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Poker (Pin tutucu ve Böcek pin) </td><td> Güzel Bilim Araçları, Inc </td><td> 26018-17 ve 26000-70 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Forseps </td><td> Güzel Bilim Araçları, Inc </td><td> 11255-20 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Microloader pipet uçları </td><td> Eppendorf </td><td> 9300001007 </td><td></td></tr><tr><td> 28.5 ° C inkübatör </td><td> herhangi </td><td> herhangi </td><td></td></tr><tr><td> 42 ° C ısı bloğu </td><td> Herhangi </td><td> Herhangi </td><td></td></tr><tr><td> Non-Steril neşter bıçakları # 11 </td><td> Güzel Bilimsel Araçları, Inc </td><td> 10011-00 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> S Diseksiyonbaşa çıkmak </td><td> Zeiss </td><td> Stemi </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Standart filtre ile Floresan diseksiyon kapsamı </td><td> Herhangi </td><td> herhangi </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Konfokal mikroskop </td><td> Zeiss </td><td> LSM 510 veya 710 </td><td> veya GFP ve RFP için lazerler ile eşdeğer ve 10x, 20x ve 40x hedefleri </td></tr><tr><td> Yüksek hızlı kamera </td><td> AOS Technologies, Inc </td><td> X-PRI (130025-10) </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> 473 nm taşınabilir lazer </td><td> Kristal lazerler </td><td> CL-473-050 </td><td> TTL seçeneği ile ya da yüksek güç, </td></tr><tr><td> S48 Stimülatör </td><td> Astro-Med, Inc Çim Enstrüman bölümü </td><td> S48K </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> FC / PC çiftleşme kol FC / PC </td><td> ThorLabs </td><td> ADAFC1 </td><td> Mayıs neoptik kablo bağlantısı için ed </td></tr><tr><td> Lazer Güvenlik Gözlükleri </td><td> ThorLabs </td><td> LG10 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> 24 kültür plakaları </td><td> Genesee </td><td> 25-102 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Tek depresyon slaytlar </td><td> Balıkçı </td><td> S175201 </td><td> Veya eşdeğeri </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reaktif </td></tr><tr><td> Anında okyanus </td><td> Sucul Ekosistemler </td><td> IS50 </td><td></td></tr><tr><td> Metilen mavisi </td><td> Balıkçı </td><td> S71325 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol kırmızı </td><td> Sigma </td><td> P4758 </td><td></td></tr><tr><td> Agaroz </td><td> EMD </td><td> 2125 </td><td> ya da denk </td></tr><tr><td> Düşük Erime agaroz </td><td> Sigma </td><td> A9045 </td> &lt;td&gt; veya eşdeğeri </td></tr><tr><td> PTU </td><td> Sigma </td><td> P7629 </td><td></td></tr><tr><td> Tricaine </td><td> Sigma </td><td> A5040 </td><td></td></tr><tr><td> mavi / embriyo su </td><td></td><td></td><td> 10 L GKD 2 O 0.6 gr Instant Ocean 6 damla metilen mavisi </td></tr><tr><td> fenol kırmızısı </td><td></td><td></td><td> (0.2 M KCl içinde 5 mg / ml) </td></tr><tr><td> 100x PTU </td><td></td><td></td><td> 0.150 g PTU 50 ml GKD 2 O 70 ° C&#39;de erime, sık sık sallamak -20 ° C de tablet ve mağaza </td></tr><tr><td> 1x PTU </td><td></td><td></td><td> 1 ml 100x PTU 99 ml mavi / balık suyu </td></tr><tr><td> Tricaine stok solüsyonu </td><td></td><td></td><td> 400 mg tricaine 97.9 GKD 2 O </td></tr><tr><td> ~ 2.1 ml 1M Tris pH9.0 </td><td></td><td></td> &lt;td&gt; ~ 7.0 pH ayarı Uzun süreli depolama için 4 ° C veya -20 ° C&#39;de saklayın </td></tr></tbody></table>

optogenetic activation of zebrafish somatosensory neurons using chef-tdtomato

Larva zebrafish basit nöral devrelerin gelişimi ve işlevi açıklayan bir model olarak ortaya çıkmaktadır. Dış döllenme, hızlı bir gelişme ve translucency nedeniyle, zebrafish özellikle nöral devre fonksiyonu araştırmak optogenetic yaklaşımlar için uygundur. Bu yaklaşımda, ışığa duyarlı iyon kanallarının açılıp inhibe bunları iradesi ve böylece belirli davranışları katkılarını değerlendirmek için deneyci sağlayan, belirli nöronlar olarak ifade edilmiştir. Larva zebrafish bu yöntemlerin uygulanması kavramsal olarak basit ama teknik detay optimizasyon gerektirir. Burada larva zebrafish somatosensoryel nöronlar, foto-aktive tek hücreler, bir channelrhodopsin varyantı ifade ve ortaya çıkan davranışları kaydetmek için bir yordam göstermek. Önceden kurulmuş yöntemleri için birkaç değişiklik tanıştırarak, bu yaklaşım kadar aktif tek nöronların davranışsal tepkiler için kullanılan olabiliren az 4 gün sonrası dölleme (dpf). Özellikle, biz tagged channelrhodopsin varyant, Chef-tdTomato ifade sürmek için bir somatosensoryel nöron artırıcı, CREST3, kullanarak bir transgen yarattı. Konfokal mikroskopi ile görüntülenebilir somatosensoriyel nöronlarda mozaik ifade, 1-hücreli dönem embriyoların sonuçları içine bu transgen enjekte. Aydınlatıcı, bir 473 nm DPSS lazer ışığı ile bu hayvanların hücreleri tanımlanan bir fiber optik kablo aracılığıyla rehberlik, yüksek hızlı bir video kamera ile kaydedilmiş ve kantitatif analiz edilebilir davranışları ortaya çıkarır. Bu teknik, herhangi zebrafish nöron aktive tarafından ortaya çıkarılan çalışma davranışlarına adapte olabilir. Genetik ya da farmakolojik tedirginlikler bu yaklaşımı birleştiren devre oluşumu ve işlevi araştırmak için güçlü bir yol olacaktır.

<img src="/files/ftp_upload/50184/50184fig1.jpg" alt="Şekil 1"/> Şekil 1. Optik kablo kurmak. Fiber optik kablo (A) Katmanlar. Pasteur pipeti (B) Stripped fiber optik kablo. (C) Pasteur pipeti Fiber optik kablo mikromanipülatör kullanılarak yerleştirilir. <img src="/files/ftp_upload/50184/50184fig2.jpg" alt="Şekil 2,"/> Şekil 2. Enjeksiyon kalıp şablonu. <p cl...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato at JoVE.com

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenetic teknikleri mümkün davranışına özgü nöronların katkısı çalışma yaptık. Biz bir diyot pompalı katı hal (DPSS) lazer ile channelrhodopsin varyant (şef) ifade ve yüksek hızlı video kamera ile ortaya çıkardı davranışların kaydedilmesi tek somatosensoriyel nöronlar aktive larva zebrafish bir yöntem açıklanmaktadır.

Chef-tdTomato kullanarak Zebrafish Somatosensoriyel Nöron Optogenetic Etkinleştirme

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

optogenetic-activation-zebrafish-somatosensory-neurons-using-chef

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.7K Görüntüleme.  University of California, Los Angeles. Optogenetic teknikleri mümkün davranışına özgü nöronların katkısı çalışma yaptık. Biz bir diyot pompalı katı hal (DPSS) lazer ile channelrhodopsin varyant (şef) ifade ve yüksek hızlı video kamera ile ortaya çıkardı davranışların kaydedilmesi tek somatosensoriyel nöronlar aktive larva zebrafish bir yöntem açıklanmaktadır.

Video: Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Targeting Olfactory Bulb Neurons Using Combined In Vivo Electroporation and Gal4-Based Enhancer Trap Zebrafish Lines

In vivo electroporation is a powerful method for delivering DNA expression plasmids, RNAi reagents, and morpholino anti-sense oligonucleotides to specific regions of developing embryos, including those of C. elegans, chick, Xenopus, zebrafish, and mouse 1. In zebrafish, in vivo electroporation has been shown to have excellent spatial and temporal resolution for the delivery of these reagents 2-7. The temporal resolution of this method is important because it allows for incorporation of these reagents at specific stages in development. Furthermore, because expression from electroporated vectors occurs within 6 hours 7, this method is more timely than transgenic approaches. While the spatial resolution can be extremely precise when targeting a single cell 2, 6, it is often preferable to incorporate reagents into a specific cell population within a tissue or structure. When targeting multiple cells, in vivo electroporation is efficient for delivery to a specific region of the embryo; however, particularly within the developing nervous system, it is difficult to target specific cell types solely through spatially discrete electroporation. Alternatively, enhancer trap transgenic lines offer excellent cell type-specific expression of transgenes 8. Here we describe an approach that combines transgenic Gal4-based enhancer trap lines 8 with spatially discrete in vivo electroporation 7, 9 to specifically target developing neurons of the zebrafish olfactory bulb. The Et(zic4:Gal4TA4,UAS:mCherry)hzm5 (formerly GA80_9) enhancer trap line previously described 8, displays targeted transgenic expression of mCherry mediated by a zebrafish optimized Gal4 (KalTA4) transcriptional activator in multiple regions of the developing brain including hindbrain, cerebellum, forebrain, and the olfactory bulb. To target GFP expression specifically to the olfactory bulb, a plasmid with the coding sequence of GFP under control of multiple Gal4 binding sites (UAS) was electroporated into the anterior end of the forebrain at 24-28 hours post-fertilization (hpf). Although this method incorporates plasmid DNA into multiple regions of the forebrain, GFP expression is only induced in cells transgenically expressing the KalTA4 transcription factor. Thus, by using the GA080_9 transgenic line, this approach led to GFP expression exclusively in the developing olfactory bulb. GFP expressing cells targeted through this approach showed typical axonal projections, as previously described for mitral cells of the olfactory bulb 10. This method could also be used for targeted delivery of other reagents including short-hairpin RNA interference expression plasmids, which would provide a method for spatially and temporally discrete loss-of-function analysis.

Targeting Olfactory Bulb Neurons Using Combined In Vivo Electroporation and Gal4-Based Enhancer Trap Zebrafish Lines

The temporal and spatial resolution of genetic manipulations determines the spectrum of biological phenomena that they can perturb. Here we use temporally and spatially discrete in vivo electroporation, combined with transgenic lines of zebrafish, to induce expression of a GFP transgene specifically in neurons of the developing olfactory bulb.

Kombine Kullanımı Hedefleme Koku Ampul Nöronlar In Vivo Elektroporasyon ve Gal4 Tabanlı Enhancer Trap Zebra balığı Hatları

In vivo electroporation is a powerful method for delivering DNA expression plasmids, RNAi reagents, and morpholino anti-sense oligonucleotides to specific ...

Nörobilim

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

Kronik Yetişkin doğmuş Koku Nöronlar Seçici Viral İletimi In vivo Optogenetic Uyarım

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

Optogenetic methods have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity underlying a diverse set of behaviors across a broad range of species. Optogenetic tools of microbial origin consist of light-sensitive membrane proteins that are able to activate (e.g., channelrhodopsin-2, ChR2) or silence (e.g., halorhodopsin, NpHR) neural activity ingenetically-defined cell types over behaviorally-relevant timescales. We first demonstrate a simple approach for adeno-associated virus-mediated delivery of ChR2 and NpHR transgenes to the dorsal subiculum and prelimbic region of the prefrontal cortex in rat. Because ChR2 and NpHR are genetically targetable, we describe the use of this technology to control the electrical activity of specific populations of neurons (i.e., pyramidal neurons) embedded in heterogeneous tissue with high temporal precision. We describe herein the hardware, custom software user interface, and procedures that allow for simultaneous light delivery and electrical recording from transduced pyramidal neurons in an anesthetized in vivo preparation. These light-responsive tools provide the opportunity for identifying the causal contributions of different cell types to information processing and behavior.

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

The recent development of neuroscience tools that combine genetics and optics, termed "optogenetics", enables control over neural circuit activity with an unprecedented level of spatial and temporal resolution. Here we provide a protocol for integrating in vivo recording with optogenetic manipulation of genetically-defined subsets of prefrontal cortical and subicular pyramidal neurons.

Bireysel piramidal nöronlar High Fidelity optogenetic Kontrolü için Bir Yöntem<em&gt; In vivo</em

Optogenetic methods  have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity  underlying a diverse set of behaviors across a broad range ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

İşitsel Sinir optogenetic uyarılması

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Somatosensory Event-related Potentials from Orofacial Skin Stretch Stimulation

Cortical processing associated with orofacial somatosensory function in speech has received limited experimental attention due to the difficulty of providing precise and controlled stimulation. This article introduces a technique for recording somatosensory event-related potentials (ERP) that uses a novel mechanical stimulation method involving skin deformation using a robotic device. Controlled deformation of the facial skin is used to modulate kinesthetic inputs through excitation of cutaneous mechanoreceptors. By combining somatosensory stimulation with electroencephalographic recording, somatosensory evoked responses can be successfully measured at the level of the cortex. Somatosensory stimulation can be combined with the stimulation of other sensory modalities to assess multisensory interactions. For speech, orofacial stimulation is combined with speech sound stimulation to assess the contribution of multi-sensory processing including the effects of timing differences. The ability to precisely control orofacial somatosensory stimulation during speech perception and speech production with ERP recording is an important tool that provides new insight into the neural organization and neural representations for speech.

This paper introduces a method for obtaining somatosensory event-related potentials following orofacial skin stretch stimulation. The current method can be used to evaluate the contribution of somatosensory afferents to both speech production and speech perception.

Orofasial Cilt Streç Uyarım gelen somatosensorial Olay ile ilgili Potansiyeller

Cortical processing associated with orofacial somatosensory function in speech has received limited experimental attention due to the difficulty of ...

M&#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after severe damage. Investigating the regeneration pathways in zebrafish might bring new insights to develop innovative strategies for the treatment of retinal degenerative diseases in mammals. Herein, we focused on the induction of a focal lesion to the outer retina in adult zebrafish by means of a 532 nm diode laser. A localized injury allows investigating biological processes that take place during retinal degeneration and regeneration directly at the area of damage. Using non-invasive optical coherence tomography (OCT), we were able to define the location of the damaged area and monitor subsequent regeneration in vivo. Indeed, OCT imaging produces high-resolution, cross-sectional images of the zebrafish retina, providing information which was previously only available with histological analyses. In order to confirm the data from real-time OCT, histological sections were performed and regenerative response after the induction of the retinal injury was investigated by immunohistochemistry.

M&amp;#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

The zebrafish is a popular animal model to study mechanisms of retinal degeneration/regeneration in vertebrates. This protocol describes a method to induce localized injury disrupting the outer retina with minimal damage to the inner retina. Subsequently, we monitor in vivo the retinal morphology and the M&#252;ller glia response throughout retinal regeneration.

Bir lazer kaynaklı retina dejenerasyonu, Zebra balığı rejenerasyon modelini Müller Glia hücre aktivasyonu

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Sinirsel aktivite Thy1kullanarak birincil somatosensor kortekste Imaging-GCaMP6s transgenik fareler

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Yanıt koku nöronlar Optogenetic uyarılması olarak Drosophila larva davranışını izlemek

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Isolation and RNA Extraction of Neurons, Macrophages and Microglia from Larval Zebrafish Brains

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is important to isolate these cells without changing their gene expression profile. The zebrafish model provides a large number of transgenic fish lines in which specific cell types are labelled; for example neurons in the NBT:DsRed line or macrophages/microglia in the mpeg1:eGFP line. Furthermore, antibodies have been developed to stain specific cells, such as microglia with the 4C4 antibody.
Here, we describe the isolation of neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains. Central to this protocol is the avoidance of an enzymatic tissue digestion at 37 &#176;C, which could modify cellular profiles. Instead a mechanical system of tissue homogenization at 4 &#176;C is used. This protocol entails homogenization of brains into cell suspension, their immuno-staining and the isolation of neurons, macrophages and microglia by FACS. Afterwards, we extracted RNA from those cells and evaluated their quality/quantity. We managed to obtain RNA of high quality (RNA Integrity Number (RIN) &#62; 7) to perform qPCR on macrophages/microglia and neurons, and transcriptomic analysis on microglia. This approach enables a better characterization of these cells, as well as a clearer understanding about their role in development and pathologies.

We present a protocol to isolate neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains under physiological and pathological conditions. Upon isolation, RNA is extracted from these cells to analyze their gene expression profile. This protocol allows for the collection of high-quality RNA for performing downstream analysis like qPCR and transcriptomics.

Yalıtım ve RNA çıkarma larva Zebra balığı beyin sinir hücreleri, makrofajlar ve Microglia

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is ...

In Vivo Targeted Expression of Optogenetic Proteins Using Silk/AAV Films

The quest to understand how neural circuits process information in order to drive behavioral output has been greatly aided by recently-developed optical methods for manipulating and monitoring the activity of neurons in vivo. These types of experiments rely on two main components: 1) implantable devices that provide optical access to the brain, and 2) light-sensitive proteins that change neuronal excitability or provide a readout of neuronal activity. There are a number of ways to express light-sensitive proteins, but stereotaxic injection of viral vectors is currently the most flexible approach because expression can be controlled with genetic, anatomical, and temporal precision. Despite the great utility of viral vectors, delivering the virus to the site of optical implants poses numerous challenges. Stereotaxic virus injections are demanding surgeries that increase surgical time, increase the cost of studies, and pose a risk to the animal's health. The surrounding tissue can be physically damaged by the injection syringe, and by immunogenic inflammation caused by the abrupt delivery of a bolus of high-titer virus. Aligning injections with optical implants is especially difficult when targeting small regions deep in the brain. To overcome these challenges, we describe a method for coating multiple types of optical implants with films composed of silk fibroin and Adeno-associated viral (AAV) vectors. Fibroin, a polymer derived from the cocoon of Bombyx mori, can encapsulate and protect biomolecules and can be processed into forms ranging from soluble films to ceramics. When implanted into the brain, silk/AAV coatings release virus at the interface between optical elements and the surrounding brain, driving expression precisely where it is needed. This method is easily implemented and promises to greatly facilitate in vivo studies of neural circuit function.

In Vivo Targeted Expression of Optogenetic Proteins Using Silk/AAV Films

Here, we present a method for delivering viral expression vectors into the brain using silk fibroin films. This method allows targeted delivery of expression vectors using silk/AAV coated optical fibers, tapered optical fibers, and cranial windows.

Vivo Optogenetic proteinlerin ipek/AAV filmleri kullanarak hedeflenen ifade

The quest to understand how neural circuits process information in order to drive behavioral output has been greatly aided by recently-developed optical ...