1.. Elektrotlar ve Tuzlu Çözüm hazırlanması <ol><li> Hayvan kesilmiş önce fizyolojik tuzlu su ve elektrotlar hazırlayın. 115.3 mM NaCI, 1.8 mM CaCl2, 4.0 mM KCI, 10 mM Tris / maleik asit veya HEPES: Leech Ringer çözeltisi aşağıdaki gibidir. PH&#39;ı 7.4 &#39;e ayarlayın. </li><li> Telin pürüzsüz bir koyu gri renge sahip olana kadar 20 dakika boyunca çamaşır suyu küçük bir miktar temizlenmiş bir gümüş tel daldırma ya da bir Ag-Cl tel hazırlayın. Kullanmadan önce distile su ile tel yıkayın. Sonra amplifikatör takılan bir mikropipet tutucu içine tel yerleştirin. </li><li> Bir pipet çektirmenin kullanarak borosilikat cam keskin bir cam elektrot hazırlayın. Elektrot direnci 20 MQ sırasına olmalıdır. </li><li> 3 M potasyum asetat çözeltisi ile pipet dolgu ve mikropipet tutucu içine eklemek. </li><li> Dışı bir elektrot için geri ucunu kırmak, yukarıda açıklandığı gibi keskin bir cam pipet hazırlamakkeskin kenarında keskin bir pipet ovuşturarak. Sonra connectives gözyaşı kalmaması ucu lehçe yangın. Plastik hücre dışı elektrodlar da sürece, elektrot ve sinir arasında iyi bir temas yoktur olarak çalışacaktır. </li><li> Emiş için bir kauçuk tüp ve şırınga ile donatılmıştır (Ag-Cl tel ile) bir mikropipet tutucu içine ekstraselüler kayıt elektrodu takın. En az gümüş tel seviyesine elektrotun içine tuzlu su çekmek için şırınga kullanın. </li><li> Özel sinyal kayıt ünitesi için kılavuzunu takip ederek donanım (amplifikatör ve uyaran izolatör) ve yazılımı kayıt parametrelerini ayarlamak. Aşağıda tarif edilen deneylerde kullanılan ekipman ile ilgili bilgileri görüntülemek için Leksrisawat et al. 22, bkz. </li></ol> 2. Ventral Ganglion Diseksiyon <ol><li> Sülük Ringer solüsyonu ile büyük bir silikon elastomer kaplı tabak sülük ayır. Hayvan, uzunlamasına uzatılmış olur ise,ventral sinir kablosu (bkz. Şekil 1A) kaldırmak için daha kolay olacak. </li><li> # 10 veya # 11 boyutu neşter ile, ventral orta hat çok sığ kesintileri ile uzunlamasına bir kesi yapmak. Ventral orta kesim 2/3rd hakkında Şekil 1B &#39;de gösterilmiştir. Kırıksız hayvan tamamen açılır ve kan sinüs gerilir kadar siyah çorap (ventral kan sinüs) kesmemeye çalışın. Bu kan sinüs ventral orta hat boyunca hayvanın uzunluğu çalışır. VNC bu damar içinde ihtiva edilmektedir. </li><li> Cilt nick kan sinüs (Şekil 2) ince iris makas kullanımı hayvanın tam uzunlukta kesilmiştir sonra. Sinüsün altında ince iris makas biri bıçak Kayma ve biraz sinir dokusu ayırmak için bıçak yükseltmek. Sinir kökleri, segmental sinirler, ya ganglionlar arasında connectives kaçınarak sinüs VNC uzunlukta kesin. </li><li> Sonraki tarafından ventral sinir kablosu parçası kaldırmakkan damarı kökleri birleştiği yere uzak kesme kökleri. Ventral sinir kablosunun uzunluğu boyunca her bir gangliyon için bu işlemi tekrar edin. </li><li> Daha küçük bir Petri kabı, bir ya da iki gangliyon bir segment aktarın. Ganglion veya tek ganglion bazı bolluğu ile gergin tutturulmuş gerekmektedir. </li><li> Ganglion glial kılıf biraz glial kılıftan ve ilgi nöron içine impaling zaman etrafında hareket nöron hücre gövdeleri önlemek için gergin böylece connectives ve kökleri pin. Pimler kökleri için siyah sinüs içinden ve aksonların hasarı (Şekil 3) en aza indirmek için iki bağlaçlar ortasına yerleştirilmelidir. </li><li> Mikroskop altında hazırlanması ile Petri yerleştirin ve hareket etmesini önlemek için çanak alt balmumu ile sabitleyin. </li><li> Dikkatlice Şekil 4A&#39;da olarak nöronlar görmek için bir ayna ve ışık kondansatör kullanılarak ışık ışınının odak (şematik olarak Şekil 4B&#39;de gösterilen </stRong&gt;). Ganglion merkezinde iki büyük Retzius hücreleri edin. </li><li> Rz, T, P, N ve nöronların hücre içi kayıt yapmak için dikkatli bir şekilde ilgi konusu hücrenin üzerine elektrodun ucu ile hafifçe bir çukur glial kılıf görülür kadar alt ucu. </li><li> Elektrot tutucu veya manipülatör (çok dikkatli) ve böylece dokunun ilgi hücreye elektrot ucu &quot;çıkar&quot;. </li><li> Aksiyon potansiyelleri uyandırmak için hücreye pozitif akım (1-10 nA) kısa darbeleri (30-40 msn) enjekte edilir. </li></ol> 3. Ventral Ganglion Hazırlık Kültürleme Nöronlar <ol><li> Fetal sığır serumu (FCS) (Şekil 3) ile L-15 ihtiva eden temiz bir tabak içinde ganglia ventral tarafı yukarı Pin. Hücre içi kayıtları için yukarıda yapıldığı gibi ganglionlar biraz gerilir böylece kökleri pin. Ince makas ile, nick bir ucunda glial kapsül, sonra glial kapsül kesen, kapsül altında bir makas bıçak kaymaŞekil 5A&#39;da gösterildiği gibi. </li><li> 15 dakika süre ile bir çalkalama çanağı ve yere kollajenaz / dispaz 100 ul bir kısım ekleyin. Maruz kalan hücre gövdeleri etrafında kültür ortamı hareket hücreleri inceleyin. Hücreler az emilerek dışarı gelene kadar başka bir 15 dakika veya daha uzun süre çalkalayıcıya hücreleri dönün. </li><li> Yavaşça ganglion hücreleri çıkarmak için bir şınngaya bağlanmış bir pipet kullanın. Bu hücre gövdesi çapından biraz daha büyüktür, böylece yangın pipet cila. Yetişkin bir sülük R &#39;nin hücreleri için, çapı yaklaşık 50 um olmalıdır. </li><li> Bu pipet içindeki yapışma, hücrelerin şansını azaltır olarak bir iplik olmaksızın farklı çaplarda pipetler çeşitli hazırlayın. Yonga arasındaki ipuçları korumak için alt kısmında bir pamuk ile% 80 etanol (EtOH) ihtiva eden bir şişe içinde pipetler saklayın. Hücreleri aspire önce orta ile pipet dışarı EtOH&#39;nin yıkamayı unutmayın. </li><li> Enzim muamelesinden sonra, yıkayınenzim-ihtiva eden 2x (FCS), L-15, orta. Ilgi hücreleri belirlemek ve yavaşça şırınga (Şekil 6A) çekerek pipet içine çekmek. (FCS) ile L-15 içeren başka bir yemeğin içine aspire hücreleri boşaltın. </li><li> Şimdiye kadar, tüm işlemler steril olmayan edildi. Steril bir kaput aşağıdaki adımları uygulayın. Steril bir Petri kabı içinde, farklı yerlerde (FCS) ile steril L-15 3-4 büyük damla yerleştirin. </li><li> Yıkayın damla etrafında üfleme, daha önce adı geçen damla birine hücreleri Pipet. Orta 3 ya da 4 damla seri olarak bu işlemi tekrar edin. </li><li> (FCS), L-15 ile doldurulmuş bir temiz Petri kabındaki hücrelere yerleştirin. </li><li> Oda sıcaklığında 1-24 saat boyunca inkübe hücreleri. Daha sonra temiz hücreler kaplı olabilir. Birkaç saat veya hücreleri bırakarak bir gece boyunca hücre dışı matris kolayca kapalı gelir. Uzun süreçleri oluşturmak için hemen hücreleri Plate. </li><li> Bir mikro Di kaplamak için steril substrat kullanarak<html> sh ve deneyler kültürleme önce (gece) tamamen kurumasını bekleyin. </li><li> Çanak kaplanmış sonra, L-15 ortamı içinde bir miktar daha sonra steril su ile hafifçe çanak yıkayın. FCS olmadan L-15 çözümü kullanmak unutmayın hücreleri çanak uymak için izin eklendi. Hücreler, alt-tabakaya yapıştırılır sonra ortam yavaşça FCS, L-15 için değiştirilebilir. Hücreler, birkaç saat FCS, L-15 için orta geçiş sonra, kaplama sonrası kullanılacak ise gerekli değildir. </li><li> Hızlı sinaptogenez (Şekil 6B) ikna etmek için kaplama sırasında birbirine hücreleri yerleştirin. Nöronların eşleşmelerde 24 saat ölçü fizyolojik aktivite sonrası. </li><li> (2. hücre içi elektrot kullanarak eşleştirilmiş hücresinden hücre içi bir elektrot ve kayıt yanıtları ile 1 nöron teşvik) hücrelerinin kültüre çiftleri RP veya sinaptik yanıtları kaydetmek içi elektrofizyolojik tekniklerini kullanın. </li></ol>title &quot;&gt; 4. ganglion-vücut Duvar HAZIRLIĞI <ol><li> Yukarıda tarif edildiği gibi bir elastomer kaplı tabak içinde aşağı sülük dorsal tarafına Pin. </li><li> Kesik ganglion diğer tarafında kökleri ile bir tarafa deri (Şekil 7B&#39;de büyütülmüş Şekil 7A) pim veya vücuda tüm kökleri ile bir ganglion (Şekil 7C) üzerinden sülük ventral bir pencere yapmak sağlam duvar. </li><li> Duyusal hücrelerin (T, P, N) ateş hafifçe aynı segmentte cilde dokunmak cilalı olmuştur küçük bir cam çubuk kullanmak birinde istikrarlı bir hücre içi kayıt alındıktan sonra. Kaydedilmiş olan bir N nöron hücre ise, daha fazla baskı cilde tatbik edilmesi gerekir. Cilt cımbız ile bloke olursa Çoğu durumda, N hücre tek yanıt verir. Bir cilde zarar verebilir veya böyle bir şekilde hazırlanmasını bozarak hücre içi recoding deplase olabilir Bu nedenle bu hücreler, son olarak denenmelidir. </li><li> Bir olmalıdırhızlı yeterli ayrıntıları ile cilt ve ganglion kroki mümkün dokundu biri belirli bir nöron için alıcı alanını belirlemek için kullanılan nerede bir harita. Bir ganglionun her iki yüzüne mümkün olduğu kadar çok T ve P hücrelerinden kayıt sonra N hücreleri deneyin. </li><li> Duyusal nöronlar, rostral ve kaudal bir şekilde ve daha sonra deriye bitişik segmentinde köklerinden dışarı bağlaçlar ile seyahat süreçleri varsa incelemek amacıyla, getirmedi ganglia arasındaki bağlaçları kesilebilir ve açık alanların bir kez daha ele algılama yayıldı. Açık alanda herhangi bir kaybı olmamıştır Temelde tek inceliyor. </li></ol> 5. Floresan Boyalar enjekte <ol><li> Yukarıda tarif edildiği gibi bir sülük ganglion hazırlayın. </li><li> Lucifer sarı-CH (% 3.0) ve lityum klorür (300 mM) bir solüsyonu ile bir mikroelektrot doldurun. </li><li> Tarif edildiği gibi ganglion ventral tarafındaki duyusal hücreler ya da Rz hücrelerden birini Impaleyukarıda. </li><li> 15 dakika boyunca elektrot yoluyla negatif akım (3NA) geçirilerek hücre içine boya enjekte edilir. 100 msn darbe süresini ve 2 Hz frekansı ayarlayın. </li><li> Bir cıva lambası ve bir FITC / GFP filtre seti ile heyecan verici boya ile boya dolu nöronlar görselleştirmek. </li></ol>

<ol>
	<li>Fuchs, P. A., Nicholls, J. G., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+properties+and+selective+connexions+of+identified+leech+neurones+in+culture.">Membrane properties and selective connexions of identified leech neurones in culture.</a> J Physiol. 316, 203-223 (1981).</li><li>Ready, D. F., Nicholls, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identified+neurones+isolated+from+leech+CNS+make+selective+connections+in+culture.">Identified neurones isolated from leech CNS make selective connections in culture.</a> Nature. 281, 67-69 (1979).</li><li>Blackshaw, S. E., Muller, K. J., Nicholls, J. G., Stent, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neurobiology of the Leech. , 51-78 (1981).</li><li>Drapeau, P., Sanchez-Armass, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+processing+and+selection+of+the+responses+to+serotonin+during+reinnervation+of+an+identified+leech+neuron.">Parallel processing and selection of the responses to serotonin during reinnervation of an identified leech neuron.</a> J Neurobiol. 20, 312-325 (1989).</li><li>Garcia, U., Grumbacher-Reinert, S., Bookman, R., Reuter, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+Na++and+K++currents+in+soma,+axons,+and+growth+cones+of+leech+Retzius+neurones+in+culture.">Distribution of Na+ and K+ currents in soma, axons, and growth cones of leech Retzius neurones in culture.</a> J. Exp. Biol. , 1-17 (1990).</li><li>Cooper, R. L., Miguel Fernandez, d. e., Adams, F., B, W., Nicholls, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapse+formation+inhibits+expression+of+calcium+currents+in+purely+postsynaptic+cells.">Synapse formation inhibits expression of calcium currents in purely postsynaptic cells.</a> Proc. R. Soc. B-Biol. Sci. , 217-222 (1992).</li><li>Liu, Y., Nicholls, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Steps+in+the+development+of+chemical+and+electrical+synapses+by+pairs+of+identified+leech+neurons+in+culture.">Steps in the development of chemical and electrical synapses by pairs of identified leech neurons in culture.</a> Proc. R. Soc. B-Biol. Sci. , 236-253 (1989).</li><li>Fernandez de Miguel, F., Cooper, R. L., Adams, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+and+calcium+current+distribution+in+cultured+leech+neurons.">Synaptogenesis and calcium current distribution in cultured leech neurons.</a> Proc. R. Soc. B-Biol. Sci. 247, 215-221 (1992).</li><li>Briggman, K. L., Kristan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multifunctional+pattern-generating+circuits.">Multifunctional pattern-generating circuits.</a> Annu. Rev. Neurosci. 31, 271-294 (2008).</li><li>Macagno, E. R., Muller, K. J., Deriemer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+axons+and+synaptic+connections+by+touch+sensory+neurons+in+the+leech+central+nercoys+system.">Regeneration of axons and synaptic connections by touch sensory neurons in the leech central nercoys system.</a> J. Neurosci. 5, 2510-2521 (1985).</li><li>Becker, T., Macagno, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS+control+of+a+critical+period+for+peripheral+induction+of+central+neurons+in+the+leech.">CNS control of a critical period for peripheral induction of central neurons in the leech.</a> Development. 116, 427-434 (1992).</li><li>Marin-Burgin, A., Kristan, W. B., French, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Synapses+to+behavior:+Development+of+a+sensory-motor+circuit+in+the+leech.">From Synapses to behavior: Development of a sensory-motor circuit in the leech.</a> Dev. Neurobiol. 68, 779-787 (2008).</li><li>Kristan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Neurobiology+of+Swimming+in+the+leech.">The Neurobiology of Swimming in the leech.</a> Trends Neurosci. 6, 84-88 (1983).</li><li>Brodfuehrer, P. D., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+stimulation+to+undulation:+a+neuronal+pathway+for+the+control+of+swimming+in+the+leech.">From stimulation to undulation: a neuronal pathway for the control of swimming in the leech.</a> Science. 234, 1002-1004 (1986).</li><li>Arbas, E. A., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+oscillations+of+membrane+potential+in+interneurons+that+control+heartbeat+in+the+medicinal+leech.">Slow oscillations of membrane potential in interneurons that control heartbeat in the medicinal leech.</a> J. Neurosci. 7, 3953-3960 (1987).</li><li>Ching, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Synaptogenesis between identified neurons. , (1995).</li><li>Kristan, W. B., Eisenhart, F. J., Johnson, L. A., French, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+neuronal+circuits+and+behaviors+in+the+medicinal+leech.">Development of neuronal circuits and behaviors in the medicinal leech.</a> Brain Res. Bull. 53, 561-570 (2000).</li><li>French, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gap+junction+expression+is+required+for+normal+chemical+synapse+formation.">Gap junction expression is required for normal chemical synapse formation.</a> J. Neurosci. 30, 15277-15285 (2010).</li><li>Li, Q., Burrell, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+forms+of+long-term+depression+in+a+polysynaptic+pathway+in+the+leech+CNS:+one+NMDA+receptor-dependent+and+the+other+cannabinoid-dependent.">Two forms of long-term depression in a polysynaptic pathway in the leech CNS: one NMDA receptor-dependent and the other cannabinoid-dependent.</a> J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Behav. Physiol. 195, 831-841 (2009).</li><li>Nicholls, J. G., Baylor, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+modalities+and+receptive+fields+of+sensory+neurons+in+CNS+of+the+leech.">Specific modalities and receptive fields of sensory neurons in CNS of the leech.</a> J. Neurophysiol. 31, 740-756 (1968).</li><li>Yau, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptive+fields,+geometry+and+conduction+block+of+sensory+neurones+in+the+central+nervous+system+of+the+leech.">Receptive fields, geometry and conduction block of sensory neurones in the central nervous system of the leech.</a> J. Physiol. 263, 513-538 (1976).</li><li>Leksrisawat, B., Cooper, A. S., Gilberts, A. B., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+receptor+organs+in+the+crayfish+abdomen:+a+student+laboratory+exercise+in+proprioception.">Muscle receptor organs in the crayfish abdomen: a student laboratory exercise in proprioception.</a> J. Vis. Exp. (45), e2323 (2010).</li><li>Crisp, K. M., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+central+pattern+generator:+amine+modulation+of+decision-making+neural+pathways+descending+from+the+brain+of+the+medicinal+leech.">Beyond the central pattern generator: amine modulation of decision-making neural pathways descending from the brain of the medicinal leech.</a> J. Exp. Biol. 209, (2006).</li><li>Puhl, J. G., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopamine+activates+the+motor+pattern+for+crawling+in+the+medicinal+leech.">Dopamine activates the motor pattern for crawling in the medicinal leech.</a> J. Neurosci. 28, 4192-4200 (2008).</li><li>Crisp, K. M., Gallagher, B. R., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+contributing+to+the+dopamine+induction+of+crawl-like+bursting+in+leech+motoneurons.">Mechanisms contributing to the dopamine induction of crawl-like bursting in leech motoneurons.</a> J. Exp. Biol. 215, 3028-3036 (2012).</li><li>Macagno, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+a+medicinal+leech+transcriptome+database+and+its+application+to+the+identification+of+leech+homologs+of+neural+and+innate+immune+genes.">Construction of a medicinal leech transcriptome database and its application to the identification of leech homologs of neural and innate immune genes.</a> BMC Genomics. 11, 407 (2010).</li><li>Kandarian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medicinal+leech+genome+encodes+21+innexin+genes:+different+combinations+are+expressed+by+identified+central+neurons.">The medicinal leech genome encodes 21 innexin genes: different combinations are expressed by identified central neurons.</a> Dev. Genes Evol. 222, 29-44 (2012).</li><li>Shefi, O., Simonnet, C., Groisman, A., Macagno, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localized+RNAi+and+ectopic+gene+expression+in+the+medicinal+leech.">Localized RNAi and ectopic gene expression in the medicinal leech.</a> J. Vis. Exp. (14), e697 (2008).</li><li>Firme, C. P., Natan, R. G., Yazdani, N., Macagno, E. R., Baker, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ectopic+expression+of+select+innexins+in+individual+central+neurons+couples+them+to+pre-existing+neuronal+or+glial+networks+that+express+the+same+innexin.">Ectopic expression of select innexins in individual central neurons couples them to pre-existing neuronal or glial networks that express the same innexin.</a> J. Neurosci. 32, 14265-14270 (2012).</li><li>Siddall, M. E., Trontelj, P., Utevsky, S. Y., Nkamany, M., Macdonald, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+molecular+data+demonstrate+that+commercially+available+medicinal+leeches+are+not+Hirudo+medicinalis.">Diverse molecular data demonstrate that commercially available medicinal leeches are not Hirudo medicinalis.</a> Proc. Biol. Sci. 274, 1481-1487 (2007).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Bu deney setinin amacı 1) öğretmek ve sergi hücre içi kayıtları temel ilkelerini tanımlanabilir nöronlardan gelen ve 2) yetişkin sülükler kullanılarak bu özel nöronal türlerinden kaynaklanan elektrik sinyallerine karakteristik şekilleri tanımak oldu. Orada nörofizyolojik araştırmalar için sülük kullanan araştırmaların zengin bir tarih ve araştırma sinir devresi ve gelişimi sırasında hem de sinaptik onarım ve rejenerasyon 10 sırasında gen regülasyonu sorularını ele devam etmektedir. Nöromodülasyon, özellikle biyojenik amin yollar aracılığıyla, aynı zamanda sülük başarılı bir araştırma yönünde olmuştur. Tuzlu su çözeltisi ile sinir sistemine dopamin ve diğer farmakolojik ajanlar ekleyerek, dopamin karar verme davranışı 24,25 tarama için 23 ve motor modelleri dahil sinir ağları modüle gösterilmiştir. Bu deneysel yaklaşım, bir ahmak olduğunule (ve ucuz) öğretim laboratuvara modülasyonu dahil yolu, ve tuzlu su çözeltisinin iyonik makyaj ayarlayarak Nernst ve Goldman-Hodgkin-Katz denklemleri öğretmek için etkili bir yoldur. Ganglion hazırlıkları ile başarılı olmak için, önce ganglion hücre içi bir elektrot ile bir soma kurcalamak için çalışırken gergin olması önemlidir. Glial paket aşağı iterek aksi takdirde soma hareket edecektir. Kültür nöronlar kaldırmak için ganglion desheathing zaman kaldırılır gibi somas zarar değil bu yüzden ganglion kesen Buna ek olarak, ilgi bölge önlemek. Ayrıca, enzimlerin aşırı inkübasyon nöronlar kaldırılması için çok kırılgan olması ile sonuçlanabilir. Bu enzimlerin her parti kendi eylemlerinin biraz farklı olduğu için ideal bir inkübasyon süresi elde etmek için bazı deneme ve yanılma gerektirir. Kültür ortamını optimize etmek için daha fazla araştırma bu tekniği geliştirmek olabilir. Variinsülin, şeker, ve büyüme faktörlerinin varlığı gibi faktörleri lı, kültürlerin uzun bakım için incelenebilir. Hücreleri, Rz hücrelerinde serotonin sentezi gibi vericileri, sentezleme kapasitelerini muhafaza olmadığını belirlemek için, nötr kırmızı boyama işlemleri serotonerjik etiketlemek için uygulanabilir. Yaralı ve yenileyici dokuya da mikrogliyal işgali bir yaralanma sonrası nükleer lekeleri gün ile tayin edilebilir. Bu hazırlık rejenerasyon ve onarım hem de sinir devresi incelerken sunmak için çok faydası vardır, ancak, sinapslarda, çeşitli reseptör alt-tiplerinin farmakolojik ve molekül kimlik tam olarak karakterize edilmemiştir. Bir sentezlenmiş dizi etiket kitaplığı 26 mevcuttur, ve tıbbi sülük genomdur 27 monte edilmektedir, ancak örnek preparatları ile karşılaştırıldığında sülük ana sınırlama spesifik hücre tiplerinde seçici gen için genomunu değişime uğratmaya yarayan yeteneğidir. Embriyolar TOnun sınırlama gen ifadesini 28 düzenleyen DNA veya dsRNA&#39;yı enjekte tarafından ele alınmıştır. Gen tabancası tekniği son zamanlarda sülük nöronlarda omurgasız konneksin (innexin) proteinleri ifade etmek için kullanılmıştır. Hirudo verbana (Hve-inx6) bir innexin sentezlenmesi tıbbi sülük 29 ektopik boşluk bağlantıları oluşumu için yeterlidir. Tıbbi sülük veya H. 30 olduğu gibi verbena önümüzdeki birkaç yıl içinde fizyoloji ve elektriksel sinapsların evrim anlayışımızı ilerletmek için emin olabilirsiniz.

Sülük hazırlanması tanımlanabilir (duyusal, motor ve hayvanın merkezi sinir sistemi (CNS) içinde arası nöronların fonksiyonu araştırmak için yararlıdır. Sülük nöronların yararlı özelliği eylem potansiyelleri ve biyofiziksel özellikleri şekli için karakteristik olmasıdır belirli bir hücre tipi (örneğin, P, N, T, Rz). Ayrıca nöron hücreler, 45 gün kadar uzun 1,2 olarak onların elektriksel özelliklerini muhafaza ettiği bir uygun ortam içinde kültürlenen hayvan ve kaldırılabilir. Elektrofizyolojik kayıtları yapmak için öğrenmek için sülük ganglion belirgin bir avantajı hücreleri karakteristik ve güvenilir sağlayan bir desen ganglion düzenlenmiş olmasıdır ganglion ganglion ve hayvandan hayvana farklı hücre tiplerinin belirlenmesi. Eşsiz konumu ve sülük gangliada nöronların morfolojisi gibi erken 1891 3 olarak retzius tarafından kaydedildi. Th Bilgie kimlik bir nöronun fonksiyonu sinir devreleri araştırmak için ve belirli bir hücre tipi ile deneyler yapmak için avantajlıdır. Nedeniyle, bir mikroskopla görülebilir ve somata seçici elektriksel özelliklerini kayıt için mikro elektrod ile kazığa edilebilir bir ganglion içinde nöronların nispeten büyük somata için. Boyalar ve büyük moleküllerin tek tek hücreler ve yama kelepçe tarafından incelenmiştir kanal özellikleri içine enjekte edilebilir. Çeşitli nöronlarda karakteristik aksiyon potansiyellerinin çeşitli şekillerde doğuran İyonik akımları 4-7 tespit edilmiştir. Inervasyonunun desen ve CNS içindeki bireysel nöronların dallanma araştırmalardan, sinaptik bağlantıları tespit nöronlar 2,8 ile kültür çoğaltılamaz edilmiştir. Sülük gangliyonlarında Çalışmalar whol yanı sıra elektrofizyoloji ile ölçülebilir fonksiyonel devrelerinin gelişimi içgörü sağladıE hayvan davranış çalışmaları. Sülük MSS ayrıca tüm hayvan ve kültür 4-6,9-12 nöronal tamir ve rejenerasyon ile ilgili mekanizmaların araştırılması için değerli bir hazırlık olarak hizmet vermiştir. Memeli beyinlerinde bu özellikleri ve bireysel tespit nöronların bağlantıları açısından davranışlarını açıklamak için zor bir iştir. Prensip olarak böyle bir sülük gibi daha az karmaşık sistemlerin çalışma yüksek hayvanlarda kullanılan temel mekanizmaları tanımlamak için yardımcı olabilir umut olabilir. Yüzmek desen 13,14 ve kalp ritmini 15 altında yatan kullanılan bağlantıları de sülük karakterize edilmiştir. Hem elektriksel ve kimyasal iletişimi oluşturmak için bazı sülük nöronların yeteneği merak uyandırıcı. Diğer kimyasal olarak tek yönlü, çift yönlü, ancak elektriksel 7 ise bazı bağlantıları iki yönlüdür. Hayvan içinde sinaptik bağlantıları anlama yanı sıra aynı tipik değer yenidenbir kültür çanak bağlantıları e sinaptogenez 16-18 gibi sinaps 19 farmakolojik profil araştırmak için güçlü araçlardır. Burada anlatılan hücre içi kayıt ve stimülasyon teknikleri neuroethology ve geliştirme farmakolojik deneyler ve araştırmalar için bir temel sağlar. Buna ek olarak, segmental ventral sinir kablosu innerve deri bir yama ile disseke edilebilir. Canlı bir deri yaması ve nöronları korumak için yeteneği ile, duyu açık alanları CNS&#39;de ilgili karın ganglion içinde duyu nöronlarının hücre gövdesi (yani soma) elektrik sinyalleri kayıt ile problanabilir. Böylece tek bir ciltte yürürlüğe değişen derecelerde uygulayarak duyusal uçlarının duyarlılığını değerlendirmek ve açık alanları eşleyebilirler: hafif dokunma, basınç, ve zararlı (ağrılı) 20,21 uyaranlara. Bu sülük ganglion-cilt hazırlama bir avantajı, bir can anatomik açık alan harita çizmek ve elektriksel tepkiler kaydedilmiş ediliyor kez tanımlanan nöron nöronal süreçleri iz. Aşağıda açıklanan üç sülük deneyler, her akademik laboratuvarlar için bu maliyetli bir öğretim modülü kılan tek bir numune ile birden çok kez tamamlanabilir.

<table><tbody><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning</td><td>182 silicone kit</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5670</td><td></td></tr><tr><td>Tris/maleic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bleach&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>To chloride silver wire</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221465</td><td>To adjust pH</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td>To adjust pH</td></tr><tr><td>Collagenase/Dispase</td><td>Boehringer Mannheim</td><td>269-638</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz L-15 with L-Glutamine</td><td>Gibco</td><td>041-01415H</td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum</td><td>Ready Systems Ag</td><td></td><td></td></tr><tr><td>04-001</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose-Monohydrate</td><td>Merck</td><td>8342</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin sulfate&amp;nbsp;</td><td>any supplier</td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>Glutamine</td><td>Gibco</td><td>043-0503H</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>3375</td><td>Free acid, crystalline</td></tr><tr><td>Concanavalin A Type IV</td><td>Sigma</td><td>C 2010</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Lysine Hydrobromide</td><td>Sigma</td><td>P 7890</td><td>MW 15-30,000</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Microwell plate, 60 x 10 &amp;mu;l</td><td>Falcon</td><td>3034</td><td>Flat bottom, 10 in a bag</td></tr><tr><td>Dissecting tools</td><td>World Precision Instruments</td><td>assortment</td><td></td></tr><tr><td>Intracellular electrode probe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Faraday cage</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insect Pins</td><td>Fine Science Tools, Inc</td><td>26001-60</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope (100X)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic lamp</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small adjustable mirror</td><td></td><td></td><td>To direct light beam toward the preparation.</td></tr><tr><td>Glass electrodes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS7095B5X</td><td>Box of 200, Suction electrodes</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>World Precision Instruments</td><td>MD4-M3-R</td><td>&amp;nbsp;Can fix for base or on a metal rod</td></tr><tr><td>Raised preparation stand</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silver wire (10/1,000 inch)</td><td>A-M Systems</td><td>782500</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AC/DC differential amplifier</td><td>A-M Systems</td><td>Model 3000</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 26T</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> AD Instruments</a></td><td>27T</td><td></td></tr><tr><td>Head stage</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> AD Instruments</a></td><td></td><td>Comes with AC/DC amplifier</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> AD Instruments</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical leads</td><td>any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glass tools&amp;nbsp;</td><td>make yourself</td><td></td><td>For manipulating nerves</td></tr><tr><td>Cable and connectors</td><td>any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettes with bulbs&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-7</td><td>Box of 500</td></tr><tr><td>Beakers</td><td>any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wax or modeling clay</td><td>any company or local stores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Grass Instruments</td><td>SD9 or S88</td><td></td></tr><tr><td>Plastic tip for suction electrode</td><td>local hardware store (Watt&amp;rsquo;s brand)</td><td>&amp;frac14; inch OD x 0.170 inch ID</td><td>Cut in small pieces. Pull out over a flame and cut back the tip to the correct size.</td></tr></tbody></table>

intracellular recording, sensory field mapping, and culturing identified neurons in the leech, hirudo medicinalis

Tatlı su sülük, Hirudo medicinalis, nörofizyoloji, neuroethology ve gelişimsel biyoloji alanlarında bilimsel soruları için kullanılan çok yönlü bir model organizmadır. Bu raporun amacı, diğer sinir sistemi hazırlıkları uzmanlığı ile fizyolog için kullanım olacak, ya da çok az veya hiç elektrofizyoloji deneyimi ile biyoloji öğrencilerine bir tek madde haline sülük sistemden deneysel teknikleri konsolide etmektir. Biz ganglion tanımlanan sinirsel devreler gelen hücre kayıt için sülük incelemek nasıl gösterilmektedir. Daha sonra fonksiyonu bilinen tek tek hücreler bir Petri kabındaki kültür edilmesi ganglion ve nasıl kültürde bu nöronlardan kaydetmek için kaldırılabilir şeklini göstermektedir. Sonra duyusal veya motor alanlarını haritalama için kullanılacak innerve deri bir yama nasıl hazırlanacağını gösteriyor. Bu sülük hazırlıklar hala yaygın nöral networ temel elektriksel özelliklerini adreslemek için kullanılırks, davranış, sinaptogenez ve geliştirme. Onlar da nörobilim veya fizyoloji öğretim laboratuvarları için uygun bir eğitim modülü vardır.

Sülük ganglionunda sensor nöronlarının hücre içi ikinci kayıtları Şekil 4C&#39;de gösterilen kendi ayrı gerilim-zaman-izleri ile karakterize edilir. Sağlıklı sülük ganglion hücrelerinde dinlenme hücre membran potansiyelinin -45 -60 mV olur. Potansiyelleri daha küçük (daha az negatif) ise bir cam elektrot değiştirmek gerekir, ya da potansiyel hala düşük ise, sinir kablosu başka bir segmente geçmek. Küçük genlikli spontan aksiyon potansiyelleri elektrot bir motor nöron olduğunu gösteriyor olabilir. Bu, ganglion-gövde duvarında olduğu takdirde bir akım enjeksiyon nöron hala deri bağlı kasların her innerve olmadığını belirlemek için kullanılabilir. Anulusu kurucu motor nöron (AE) ganglion (Şekil 4B) ventral tarafında ve halka kurucu kas aktive ederek yükselmeye halkalarının (sırtlar veya segment) neden olacaktır. Duyusal hücrelerin içine akım enjekte aksiyon potansiyeli uyandırmak gerekirŞekil 4C&#39;de gösterilen karakteristik dalga şekilleri ile s. Dalga farklı bakarsanız bir dengesiz köprü veya ofset kapasitans tazminat nedeniyle olabilir. Bir hücrenin içindeki köprü dengelemek için nasıl ilgili ayrıntılar için sinyal toplama ünitesi eşlik kılavuzuna danışmalısınız. Şekil 4C&#39;de akım darbelerinin başında ve sonunda uyarıcı eserler dikkat edin. Bu köprü dengeli olduğunda eserler bakmak nasıl. Sülük ganglion nöronlarının birincil kültürleri çanak elektriksel ve kimyasal sinaps oluşturur. Başlangıçta kültürlenmiş hücrelerinin elektriksel özellikleri de in vivo olarak aynı değildir. Bununla birlikte, birkaç gün sonra darbeleri ganglion kaydedilen olanlardan hemen hemen ayırt edilemez. Bu Rz hücre bir çift Şekil 6C&#39;de gösterilmiştir. Kültür içinde 7 saat sonra sinaptik potansiyellerin genliği 1-2 mV olmuştur. Kültür sy 56 saat sonranaptic potansiyelleri 10 mV (Şekil 6C üst izleri) daha büyük. Aksiyon potansiyelinin şekli de kültürde 56hr sonra değişir. Tarif edilen koşullar altında, bu hücreler, birkaç gün boyunca geçerli değildir. Hücreler arası iletişim, sinir kökleri veya bağlayıcıları uyarıcı ve ganglion neurons kayıt ile gösterilebilir. Bu sinirleri uyarıcı farklı ganglion hücrelerinin sağlam sinaptik potansiyelleri ve aksiyon potansiyelleri oluşturur. Şekil 8B&#39;de izleri hayvan çıkarılır ve bir çanak içinde tutturulmuş olan bir ganglion bir Retzius hücreden kaydedildi. Siyah iz bağ için hücre dışı bir elektrot ile uygulanan bir eşik altı uyaran tarafından uyarılmış oldu. Uyaran gerilimi artan bir aksiyon potansiyeli (kırmızı iz) yangın hücreyi neden oldu. Boyalar ya da yaban turpu peroksidazı Floresan kendi morfolojisi incelemek için, bu hücre içine enjekte edilebilir. Lucifer sarı bir Rz enjekte edildielektrot boyunca negatif akımı geçirilerek nöron. Alternatif bir. Şekil 9A, enjeksiyon başladıktan kısa bir süre sonra boyayı göstermektedir hava basıncı Puffs kullanılarak boya enjekte etmektir. Otuz dakika sonra, boya zaten sinir kökleri (Şekil 9B) içerisine nüfuz eden. Boya türü uygulamaya bağlıdır boşluk bağlantıları üzerinden geçebilir, örneğin küçük molekül ağırlıklı boyalar elektrik sinaps tanımlamak için kullanılır. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig1.jpg" width="600px" /> Şekil 1. . Ventral sülük diseksiyonu (A) Hayvan iyice sülük tuzlu su ile dolu bir elastomer astarlı çanak ventral yüzü yukarı tutturulmuş (B) anterior kapsayan sığ bir kesi:. Posterior eksen orta hatta sadece yanal yapılır sinir zarar görmemesi için kord. Siyah kan sinüs (konteynerins ventral sinir kablosu) kolaylıkla görülebilir. Kılıfa göre beyaz bir açıktaki ganglion unutmayın. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig1highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig2.jpg" width="600px" /> Şekil 2. Siyah sinüs diseksiyonu. Kan damarı (ok) dikkatle ventral sinir kablosu (çift ok) maruz bir tarafta kesilmelidir. Diseksiyon ve kayıt yemekler arasında aktarma sırasında ventral sinir kablosu işlemek için bir kolu olarak kullanılmak üzere segmental kökleri etrafında sağlam kan damarının kesimleri bırakın. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig2highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 3,"fo: İçerik-width = src = &quot;/ files/ftp_upload/50631/50631fig3.jpg&quot; genişliği &quot;3in&quot; = &quot;400px&quot; /&gt; Ventral sinir kablosu Şekil 3.. İzole bölüm. Segmental kökleri üzerinde kalan kan kap parçaları ile ve segmental eklemlerin uçlarında ventral sinir kablosu bağlantılarını elektrofizyolojik kayıtlar için ganglionlar ortaya koyar. Gangliyon germe bir gergin bir tanımlanabilir hücre organları görmek için izin verir ve keskin bir cam elektrot ile glial kılıf daha kolay nüfuz sağlayacaktır. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig3highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 4," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig4.jpg" width="600px" /> Şekil 4. Sülük ganglion hücre anatomisi. (A) İdeal Retzius hücreleri (R) ve diğer büyük hücre gövdeleri (P-presmikroskop ve ışık kondansatör düzgün ayarlanmış ise ure, T-touch, N-nosiseptif, AE-halka erector) açıkça görülebilir olacaktır. (B) ganglion hücrelerinin şematik görünümü. Mis yere hafif farklılıkları nedeniyle ganglion gergin ve gergin sabitleninceye kadar her ganglion ortaya çıkar. Bu nöronların soma kaydedilen (C) Aksiyon potansiyeli karakteristik dalga şekilleri vardır. Bu ani hücre (gerilim-zaman izlerini bindirilirken kare darbe) içine pozitif akım enjekte tarafından uyarılmış. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig4highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 5," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig5.jpg" width="600px" /> Şekil 5. Bireysel hücre organları kaldırmak için ganglion Desheathing. (A) glial kılıfdikkatli bir şekilde ilgi zarar hücreleri önlemek için ganglion arasında kesilmelidir. Kırmızı çizgi Rz nöronların soma çarpmamak için bir kesimini göstermektedir. Kılıf Açılış sindirim enzimleri bağ doku matriksinin erişmenizi sağlar. (B) glial kılıf açıldıktan sonra ganglion dışarı şişkin Sağlıklı hücre gövdeleri. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig5highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 6," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig6.jpg" width="600px" /> Şekil 6,. Sülük gangliyon nöronları kültürlenmesi. (A) Hücreleri bir mikropipet kullanılarak gangliyondan aspire edildi ve kültür ortamı ihtiva eden bir çanak aktarılır. (B) birbirine yakın çok sayıda hücre yerleştirilmesi tanımlanabilir nöronlar arasındaki sinaptogenez oranını artıracaktır. İşte stuİki nöron mps bir sinaps oluşmuştur. (C) Nöronlar kültür sergi biraz farklı elektriksel özellikler de. Üst izleri Hücreler kaplandıktan sonraki bitişik hücre 7 saat ve 56 saat uyararak uyarılmış sinaptik potansiyelleri göstermektedir. Alt izleri doğrudan Rz hücrelerden birine akımını enjekte tarafından uyarılmış. Sinaptik potansiyel genliği artış dikkat ve kültür 56 saat sonra aksiyon potansiyeli dalga değiştirmek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig6highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig7.jpg" width="600px" /> Şekil 7. Eşleme açık alanlar için sülük ganglion-vücut duvarı hazırlanması. (A) bir yaklaşım, 1-3 gangliyon ile birlikte gövde duvarının bütün bir bölümü ortadan kaldırmaktır. Burada, bir tarafta kökleri b vareen kesim ve ganglion tarafına dışarı tutturulmuş edilmiştir. (B) daha yüksek büyütmede ganglion dışarı tutturulmuş. (C) bir başka yaklaşım, açık alan eşleme ise sağlam gangliyonlarından vücut duvarı ve kayıt küçük bir pencere oluşturmak için . (DG), duyusal nöronların her bir mekanik uyarıcıya tepki karakteristik sergiler. (D) bir hafif dokunma, ancak P veya N hücrelerde T hücrelerinde faaliyet uyandırır. (E) T hücresi tepkisi daha güçlü bir tepki olarak kapanır uyaranlar, P hücresinin aktivasyonu yol veriyor. Uyaran güçlü N hücreleri alır gibi (FG) aktive olur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig7highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 8," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig8.jpg" width="600px" /> Figüre 8. sülük ganglion aktivitesi Uyarılmış. bağlaçlar hücre dışı uyarım sinir kablosu sinaptik iletim sürmek için kullanılabilir. (A) Bu bağlaçlar birine bir emme elektrodu bağlamak ve küçük bir gerilim uygulanarak yapılır. Keskin cam elektrot (ok) ganglion bir Retzius hücreyi impaling görülebilir. (B) bir sinaptik potansiyel (siyah), ardından uyaran objeyi ve aksiyon potansiyeli (kırmızı) gösteren Gerilim-time izleri. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig8highres.jpg" target="_blank">büyük görmek için buraya tıklayın görüntü</a> . <img alt="Şekil 9," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50631/50631fig9.jpg" width="600px" /> Şekil 9,. Sülük nöronların içine enjekte boya. (A) Lucifer sarı bir uçtan bir uca geçen akım ile soma enjekte edilebilirkayıt mikroelektrot öf. Bir cıvalı lamba ve FITC filtre set daha sonra floresan görselleştirmek için kullanılabilir. (B) Boya Rz&#39;ye içine dağılmış olan enjeksiyondan sonra yaklaşık 30 dk aksonlar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50631/50631fig9highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın</a> .

Watch this Scientific Journal Video about Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis at JoVE.com

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

Bu makale sülükler kullanılarak üç sinir sistemi hazırlıkları anlatmaktadır: Hücre içi kayıt ventral gangliada nöronların, ventral ganglionlar nöronları kültüre ve duyusal alanları haritaya innerve deri bir yama kayıt.

Hücre içi Kaydı, Duyu Alan Haritalama ve Sülük de Kültüre Belirlenen Nöronlar Hirudo medicinalis</i

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of ...

intracellular-recording-sensory-field-mapping-culturing-identified

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

19.5K Görüntüleme.  University of Kentucky.  Bu makale sülükler kullanılarak üç sinir sistemi hazırlıkları anlatmaktadır: Hücre içi kayıt ventral gangliada nöronların, ventral ganglionlar nöronları kültüre ve duyusal alanları haritaya innerve deri bir yama kayıt. 

Video: Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Elektrot İmalat ve İmplantasyon Aplysia californica Bozulmamış, Serbestçe Behaving Hayvanlar Çok kanallı Sinir ve Kas Kayıtlar

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Nörobilim

Physiological, Morphological and Neurochemical Characterization of Neurons Modulated by Movement

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor functions. Most investigations of sensorimotor mechanisms rely on either examination of neurons while an animal is static1,2 or record extracellular neuronal activity during a movement.3,4 While these studies have provided the fundamental background for sensorimotor function, they either do not evaluate functional information which occurs during a movement or are limited in their ability to fully characterize the anatomy, physiology and neurochemical phenotype of the neuron. A technique is shown here which allows extensive characterization of individual neurons during an in vivo movement. This technique can be used not only to study primary afferent neurons but also to characterize motoneurons and sensorimotor interneurons. Initially the response of a single neuron is recorded using electrophysiological methods during various movements of the mandible followed by determination of the receptive field for the neuron. A neuronal tracer is then intracellularly injected into the neuron and the brain is processed so that the neuron can be visualized with light, electron or confocal microscopy (Fig. 1). The detailed morphology of the characterized neuron is then reconstructed so that neuronal morphology can be correlated with the physiological response of the neuron (Figs. 2,3). In this communication important key details and tips for successful implementation of this technique are provided. Valuable additional information can be determined for the neuron under study by combining this method with other techniques. Retrograde neuronal labeling can be used to determine neurons with which the labeled neuron synapses; thus allowing detailed determination of neuronal circuitry. Immunocytochemistry can be combined with this method to examine neurotransmitters within the labeled neuron and to determine the chemical phenotypes of neurons with which the labeled neuron synapses. The labeled neuron can also be processed for electron microscopy to determine the ultrastructural features and microcircuitry of the labeled neuron. Overall this technique is a powerful method to thoroughly characterize neurons during in vivo movement thus allowing substantial insight into the role of the neuron in sensorimotor function.

A technique is described to quantify the in vivo physiological response of mammalian neurons during movement and correlate the physiology of the neuron with neuronal morphology, neurochemical phenotype and synaptic microcircuitry.

Hareketi tarafından Modülasyonlu Nöronlar Fizyolojik, Morfolojik ve nörokimyasal Karakterizasyonu

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

Hücreler NRCC Patch-klemp Chips kültür ve Elektrofizyoloji

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Ekstraselüler bir kas Motor Pool için motor nöronlar belirlenmesi<em&gt; Aplysia&#39;nın californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Duyusal nöronlar izolasyonu<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Glutamaterjik Akımlar Patch Kelepçe Kayıtlar için

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

Sinir Devre Kaydı bir Bozulmamış Hamamböceği Sinir Sistemi

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Davranan Bal arısı iki nöronal İşleme Dönemlerinde Eşzamanlı Uzun vadeli Kayıtlar

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

Zebra balığı<em&gt; Situ</em&gt; Omurilik Omurilik duyusal ve motor nöronlar gelen Elektrofizyolojik Recordings Hazırlık

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Ürünleri ve tüm hücre yama kelepçe kayıt Xenopus laevis Tectal nöronlar için iletişim kuralları

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Hücre içi Kaydı, Duyu Alan Haritalama ve Sülük de Kültüre Belirlenen Nöronlar Hirudo medicinalis

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Elektrot İmalat ve İmplantasyon Aplysia californica Bozulmamış, Serbestçe Behaving Hayvanlar Çok kanallı Sinir ve Kas Kayıtlar

Hareketi tarafından Modülasyonlu Nöronlar Fizyolojik, Morfolojik ve nörokimyasal Karakterizasyonu

Hücreler NRCC Patch-klemp Chips kültür ve Elektrofizyoloji

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir

Ekstraselüler bir kas Motor Pool için motor nöronlar belirlenmesi

Duyusal nöronlar izolasyonu

Sinir Devre Kaydı bir Bozulmamış Hamamböceği Sinir Sistemi

Davranan Bal arısı iki nöronal İşleme Dönemlerinde Eşzamanlı Uzun vadeli Kayıtlar

Zebra balığı

Ürünleri ve tüm hücre yama kelepçe kayıt Xenopus laevis Tectal nöronlar için iletişim kuralları