Biz minnetle NIH (NS047073 YYK) desteğiyle kabul etmiş sayılırsınız. Biz de, bize uygulama için kullanmaya teşvik Kwik-Sil, onu erken deneyler için Catherine Kehl minnettarız.

1. Elektrot Fabrikasyon <ol><li> Elektrot oluşturmak için, yaklaşık 2 metre uzunluğunda, emaye kaplı, 0.001 inç çapında paslanmaz çelik tel bir parça kesmek için makas kullanın. Macun, telin her iki ucuna da küçük bir topu takın yarısında tel kat ve bükümlü çift oluşturmak için biter Spin diferansiyel elektrot denir. </li><li> Teyp çözülüyor önlemek için tel uçlarının her ikisini de. Tanıtım amaçlı her diferansiyel elektrot (Şekil 1A) için dört bant farklı bir renk kullanılarak diferansiyel elektrotlar, olun. </li><li> Iki santim bırakarak birlikte diferansiyel elektrotlar, Büküm iki diğer ucunu bir ucunu ve 1 inç bükümsüz. Diferansiyel elektrotlar kalan çifti (Şekil 1B) ile tekrarlayın. </li><li> Biter bükümsüz kalacağından emin birlikte iki diferansiyel elektrotların her iki çevirin. Elektrot montaj kadar tutun ve biter serbest bırakarak, dört diferansiyel elektrotlar kavşakta ev silikon yapıştırıcı uygulayın. Kapatın ve en az 4 saat (Şekil 1C) tutkalın kurumasını bekleyin. </li><li> Dalları izole etmek için, böyle bir ahşap parça, düz, hareketli, yüzey elektrot montaj uzandı. Biter Fan ve bant ile sabitleyin. Dallarına hemen önce elektrot montaj yükseltmek ve bu bandı ile güvence altına almak için küçük bir plastik parçası kullanın. </li><li> Diseksiyon mikroskobu, silikon yapıştırıcı ile kat dalları için forseps kullanabilir. 1-inç uzunluğunda uçları hayvan içinde olacaktır, bu yüzden çok ince bir kat tutkal olmalıdır. Tutkal en az 3 saat boyunca kurumasını bekleyin. </li><li> Bir diferansiyel elektrot 1-inç uzunluğunda son iki santimetre kısaltın. Her tel, silikon ve emaye 1cm çıkarın. Kayıt için bir kanca içine bir çıplak tel Curl. Kanca diğer tel bükün ve uzak; bu zemin tel olarak hizmet verecek. Kalan üç elektrotlar için tekrarlayın. </li><li> 2 inç ucundaki dört elektrot birini seçin. Silikon kazımak ve çıplak paslanmaz çelik tel 2 tel her 1cm açığa kapalı minesi forseps kullanın. Altın konnektör her iki tel lehim. Sonunda, güvenli ve toprak ve kayıt pinleri arasındaki mesafeyi korumak için bir parça laboratuvar bant kullanın. Kalan üç elektrotlar için tekrarlayın. </li><li> Kanca sonundan itibaren yaklaşık 1,5 inç hayvan içindeki elektrotlar demirlemek için, kablo, silikon tutkal 1-2cm topu takın. En az bir saat (Şekil 1D) kurumasını bekleyin. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 Elektrot Meclisi Fabrikasyon. (A) Tek diferansiyel elektrot bant ile sabitlenir biter katlanmış ve bükümlü tel oluşan. (B) İki diferansiyel elektrot ucunda bükümsüz boşluk bırakarak, birlikte bükülmüş. Farklı renkli bant veya başka bir işaretleme uçları tanımlamak için kullanılmalıdır. (C) Tüm dört diferansiyel elektrotlar her iki ucundaki özel elektrotlar bant farklı renk ile işaretlenmiş ayrı dalları ile tek bir kablo oluşturan tek bir elektrot montaj birleştirilir. (D) Final elektrot montaj şeklinde. Sol tarafta, her diferansiyel elektrot için kayıtları ve zemin teller için kancalar var kıvrılmış. Sağ tarafta, altın konektör pimleri amplifikatör bağlantısı için kablolara lehimlenmiştir edilmiştir. Silikon tutkal demir bir topu da montaj sol tarafına doğru yerleştirildi. </li></ol> 2. İmplantasyon için Animal hazırlanması <ol><li> Yaklaşık 350-450g ağırlığında sağlıklı bir hayvan seçin. Yosun küçük parçalar yanıt olarak 3 ila 5 saniye aralıklarla hayvan ısırıkları oluşturmanız gerekir. Elektrot implantasyonu ile ameliyat yaklaşık bir saat sürer. </li><li> Hayvan uyutmak için,% 30 w / v izotonik MgCl 2 ile enjekte edilir. Hemolimf ve MgCl 2 kaybını önlemek için, enjeksiyon yerinde iğne çıkarmadan önce superglue kaplanabilir. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2&#39;de şematik hayvan elektrot implantasyonu için nasıl tutturulmuş gösteren diyagramı ve kesi yeri (bir çubuk ile gösterilir). </li><li> Aşağı, ayak ile bir diseksiyon tepsi anestezi hayvan yatırın. Hayvan baş bakan, hayvan uzakta eğilerek, kısmen kendi tarafında olduğunu, sol gibi solungaç alana kaydırmak. Anterior Tentacles (Şekil 2) aşağı pin. </li><li> Diseksiyon mikroskobu sahnede tepsiye yerleştirin. Başını yükseltmek ve kesi uzak, kuyruk hemolimf toplamak için yaklaşık 20 derecelik bir açıyla tepsi Prop. </li><li> Diseksiyon makas kullanarak, Kuşgözü sağa doğru hafifçe bir kesi başlatmak ve anteriora 1.5cm 1 uzatmak. Tepsinin kenarlarına bağlı kesi açık tutun retraktörler (Kuşgözü belirten kesi yakın not çubuğu Şekil 2) kullanın. </li><li> Bukkal kitle ortaya çıkarmak için, forseps kullanımı altında net bir zar kaldırmak içincilt ve kullanımı makas ana kesi ile eşleşen bir açılış kesmek için. Retraktörlere membran kenarları Tuck. </li></ol> 3. Elektrot İmplantasyon <ol><li> Bir mikromanipülatör elektrot montaj yerleştirin ve hayvan kesi üzerine taşımak. </li><li> Radular sinir erişmek için en zor ve öncelikle ele alınmalıdır. Radular sinir erişmek için iki seçenek vardır. </li><li> İlk seçenek, tercih edilir BN1 ve BN2 arasında yanak ganglion altına bakın. Radular sinirin bir dalı görünmüyorsa, (Şekil 3 1 etiketli ganglion altında RN döngü) şube kaldırmak için ince uçlu bir kanca içine eğildi forseps kullanabilir. </li><li> Radular sinirin bir dalı kas üzerinde erişilebilir değilse, ikinci bir seçenek I2 yanak ganglion tabanı (Şekil 3, 2 etiketli kasi RN) bağ dokusu yanında küçük bir kesi yoluyla erişmek için. I2 içinde kesi I2 kas iki kat üzerinden gitmek gerekir. , Düz forseps ile kas kesi kenarına tutun ve bir RN şube çekin bağladım forseps kullanabilir. </li><li> Bağladım forseps ile sinir tutarken, sinir üzerine elektrot kanca işlemek için farklı bir forseps kullanın. </li><li> Sinir yanak kitle uzak kaldırdı, böylece kanca yükseltmek için mikromanipülatör kullanın ve herhangi bir diğer sinirlere veya doku açık. Sinir aşırı zorlanma etmeyin. </li><li> Elektrot bir şırınga ile aşırı sıvı kapalı bir Kim-Wipe ya da emme kullanarak kurutun. Su gerginlik, sinir, kendi üzerine çökmesi veya sinir altında oluşturmak için bir su mühür neden olabilir. Her iki durumda yapıştırıcı uygulanmadan önce, bölge tamamen kurutulmuş olmalıdır. </li><li> Kanca baz sinirin alt temas superglue küçük bir dab uygulayın. Superglue ayarlamak için tuzlu su ya da hemolimf Aplysia bir damla uygulayın. Tel ve sinir arasındaki tutkal, yapıştırıcı, ıslak bir şey olarak hareket ettirilmelidir olduğunda elektrik bağlantısını bloke edecek. </li><li> Kanca tekrar kurutun. Bir buz paketi üzerinde Mix Kwik-Sil tutkal. </li><li> Kanca tamamen açıkta tel kaplama Kwik-Sil tutkal küçük bir miktar uygulamak için bir toplu iğne ucu, ama topraklama kablosu kullanın. </li><li> Yapıştırıcı, tutkal tekrar ayarlanmasına kanca bölümleri uzak çeker, yaklaşık 5 dakika için ayarlamak için izin verin. Tutkal uzun sopalarla pin (Şekil 4 nihai yapılandırmasını göstermektedir) dokunduğu zaman ayarlanır. </li><li> Radular sinir elektrot ayarlandıktan sonra, I2 kas ulaşılabilir. BN1 ve BN2 arasındaki alanda, kanca, çengel forseps kullanımı ve 2 bantlı bantların hafifçe yukarı çekerek I2 kas kas geri kalanından ayırmak için. Elektrot aynı prosedürü kullanarak takın. </li><li> Bukkal sinirler 2 ve 3 kolayca erişilebilir ve elektrotlar aynı prosedüre bağlı. </li><li> Bir kez tüm elektrotlar silikon çapa kadar hayvan içine elektrod montaj slayt eklenir. </li><li> Kesi, hayvan içinde çapa tutarak, çıkıntılı elektrot kablosu etrafında kapalı dikin. Iyi bir sızdırmazlık sağlamak için dikiş superglue. </li><li> Elektrodun diğer ucundaki altın konektör uçları strafor küçük bir blok içine yerleştirin. Hayvan kurtarma gecede bir gazlı izolasyon konteyner ana tank için geri dönün. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3 yanak kitle olarak bilinen Aplysia besleme cihazların şeması. (BN1, BN2, BN3) bukkal sinirler çıkar alt yanak ganglion sonra kasi daldırır radular sinir (RN) ve elektrot bağlı olduğu I2 kas üzerindeki konumu gösterilebilir. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4 şematik bir sinire bağlı (veya kas) ve yerine yapıştırılmış tek bir elektrot . Kıvrılmış kanca de yalıtımlı bölge superglue ile yerde demirlemiş sinir (veya kas), doğrudan temas ve elektrikle Kwik-Sil kullanarak sıvı ortamdan izole edin. Toprak elektrot deinsulated ucu sıvı ortama maruz unutmayın. 4. Kayıt <ol><li> Gazlı bir kap içinde en az 1.5 saat kayıt cihazları takılı iken hayvan gelmesini. Hayvan tüm elektrotlar çalışma ve gürültü seviyeleri düşük olduğunu doğrulamak için acclimating iken sinyal izleyin. </li><li> Sinir ve kas elektrotlar gelen sinyalleri kaydetmek için bilgisayar kullanırken beslenme davranışını kaydetmek için bir video kamera kullanın. Aynı anda Axoscope bilgisayarda ek bir kanal olarak kaydedilir iken bir dijital kamera görünümüne sayacı kontrol eden bir kare dalga sinyal kullanarak video ve elektrot kayıtları senkronize etme. </li><li> Davranışları Besleme de teknikleri ile teminMorton ve Chiel 1993 kayıtsız kalamayız. </li></ol> Omurgasız hayvanlar kurumsal bir hayvan kullanımı ve bakımı komitesi tarafından resmi onayı gerekmez rağmen, biz Aplysia tüm tedavilerin zararı en aza indirmek ve hayvan için acı ve hayvan tamamen anestezi ise tüm cerrahi teknikler yapılır sağlamıştır. Temsilcisi Sonuçlar <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="Şekil 5" /> Şekil 5 (A) kas (iletki kas I2) aynı anda dört kanal kayıtları ve yutma yanıt sırasında üç yanak sinirler (radular sinir, RN, yanak sinir 2, BN2 ve bukkal sinir 3, BN3) . Yutar hareketleri gibi kolayca görüntülenebilmekte böylece beyaz şeritler ile 0.5 cm aralıklarla işaretlenmiş olan bir hazır kesilmiş yosun şerit (0.5 cm genişlik) olarak özgürce davranmak hayvanın aynı anda video kayıt (B) bir fotoğraf karesi hayvan yemleri.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

Bu kayıtların başarılı kılan önemli yenilik, tek bir kablo içine elektrotlar birleştiriyor. İki elektrot kayıtları önce kullanılan, ancak dört ayrı elektrotlar genişleyen genellikle normal beslenme hareketleri yapmaktan hayvan engelledi cerrahi yapışıklıkların oluşumuna neden olmuştur. Tek bir kablo içine elektrotlar birleştiren da bağışıklık yanıtı azaltır hayvan, içine elektrotlar toplu azaltır ve hayvan daha serbestçe hareket etmesine olanak sağlar. B...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

Anahtar sinirler ve kaslar kayıt<em&gt; Aplysia</em&gt; Beslenme davranışı sırasında, bize sağlam bir hayvan desenleri sinir kontrol çalışma sağlar. Aynı zamanda birden fazla sinir ve kas kayıt sinirsel aktivite zamanlaması hakkında bize kesin bilgi verir. Önceki kayıt yöntemleri, iki elektrot için çalıştılar, ama yanıt yanıt birleştirerek ve değişkenliği nedeniyle zor zamanlama ve aşamalı ince ayrıntılarını belirlemek için yapılan birden fazla hayvan kayıtları, ortalama ek sinirlerin ve kasların çalışma gerekli, ve hayvan hayvan. Dört ayrı elektrot implante normal beslenme hareketleri yapan hayvanlar önlemek yapışıklıkların oluşumuna bağlı olarak çok düşük bir başarı oranı vardır. Biz normal beslenme hareketleri için izin hayvan içindeki elektrotlar toplu azaltır elektrot fabrikasyonu yeni bir yöntem geliştirdi. Tutkal, daha uzun sürer elektrot, daha güvenilir bir yalıtım elektrotlar sonuçlarını eklemek mümkün, bir hafta gibi uzun süreler rekor bir arada kullanarak. Birkaç ek elektrotlar dahil anlatan üretim tekniği uzatılabilir ve omurgalı hayvanlar için geçerli olacaktır.

Watch this Scientific Journal Video about Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals at JoVE.com

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Tekniği dört implante<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrotlar beslenme davranışı nöromüsküler kontrolü izlemek için<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

Elektrot İmalat ve İmplantasyon Aplysia californica Bozulmamış, Serbestçe Behaving Hayvanlar Çok kanallı Sinir ve Kas Kayıtlar

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K Görüntüleme.  Case Western Reserve University. Tekniği dört implante In vivo Elektrotlar beslenme davranışı nöromüsküler kontrolü izlemek için Aplysia californica.

Video: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Poliimid-temelli Mikroelektrod kullanarak Serbestçe Hareketli Fare Yüksek yoğunluklu EEG Kayıtlar

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Nörobilim

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Küçük Hayvanlar Kronik Sinir Kayıtlar için Ultra-hafif Motorlu Microdrive Tasarımı ve Montajı

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

An<em&gt; In Vitro</emFizyolojik Hareketleri Besleme Motor Programlar ortaya çıkartılması ve kayıt için&gt; Hazırlık<em&gt; Aplysia&#39;nın californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Ekstraselüler bir kas Motor Pool için motor nöronlar belirlenmesi<em&gt; Aplysia&#39;nın californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Duyusal nöronlar izolasyonu<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Glutamaterjik Akımlar Patch Kelepçe Kayıtlar için

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Hayvanlar davranmak, Awake Tek-birim Recordings Microwires Organize Dizileri implantasyon için Usulü

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Farelerde Elektrofizyolojik Recordings Tasarım ve Ultralight Ağırlık Fabrikasyon, Ayarlanabilir Çoklu elektrot Probları

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Görsel uyarılmış potansiyel kayıtları bir kuru Non-invaziv çok kanallı kullanarak farelerde EEG sensör kafa derisi

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Kortikal yerel alan potansiyelleri, Elektrokardiyogram, Electromyogram ve ritim serbestçe hareket bir sıçan gelen nefes eşzamanlı kayıt

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

Fareler serbestçe davranıyor uzun vadeli duyusal çatışma

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...