Yazarlar, Şekil hazırlanması ile yardım için Rene Scriwanek ederiz. FR ALW Açık Programı (821.02.017 ve 822.02.014), DFG-NWO işbirliği (DN82-303) ve ZonMW VICI (016.130.606) hibeler, ECHO (700.59.003) tarafından desteklenmektedir.

1.. Sferoplast Hazırlık <ol><li> Deneyin tasarımı ile belirlenen uygun bir ortam, 10 ml, 30 ° C&#39;de gece boyunca maya inkübe edin. </li><li> Bir gün sonra, bir fotometre kullanılarak 600 nm (OD 600) de, kültürün optik yoğunluğu ölçmek bir OD 0,2-0,4 600 aynı kültür ortamı içinde seyreltilir ve hücrelere tasarımında sürece üstel büyüme fazına büyüyebilir deneyi farklı bir durum gerektirir. Kültür OD 1-2 600 olduğunda Hücreler üslü faza içindedir. </li><li> 50 ml&#39;lik bir tüp içinde 5 dakika boyunca 3500 x g&#39;de santrifüj ile hücreler 10 OD 600 eşdeğer toplayın. Santrifüj işleminden sonra, süpernatant atın. </li><li> 100 mM PIPES (pH 9.6), 5 ml, 10 mM ditiyotreitol ve 10 dakika boyunca 30 ° C&#39;de inkübe hücre pelletini. </li><li> 5 dakika boyunca 3500 x g&#39;de santrifüj ile tekrar hücreleri toplamak. Süpernatant atın. </li><li> Hücrelerin tekrar in, 1 M sorbitol ve litik enzimin, 5 mg ihtiva eden (Deneyin tasarımı ile belirlenir) ve yumuşak 30 dakika boyunca çalkalama ile 30 ° C&#39;de inkübe karışımı ortam 5 ml. </li><li> Spheroplastlar karşılık gelen pelet fraksiyonu toplamak için 5 dakika boyunca 300 x g&#39;de hücre süspansiyonu santrifüj. Süpernatant atın. </li><li> Buz gibi soğuk 960 ul ortam içerisinde yeniden süspanse spheroplastlar, 1 M sorbitol ihtiva eden (ortam Deneyin tasarımı ile belirlenir) ve bir buz soğuk 2 ml mikrosantrifüj tüpü içine karışımı aktarın. </li></ol> 2.. Nanogold Alımı <ol><li> Bir pipet kullanarak, yumuşak su 40 ul içinde yeniden süspansiyon haline getirildi pozitif yüklü parçacıkların nanogold 4 nmol ile sferoplast karıştırın. Karışımın nihai hacmi 1 ml olmak zorundadır. </li><li> 15 dakika boyunca buz üzerinde, elde edilen hücre süspansiyonu yerleştirin. </li><li> Oda sıcaklığında süspansiyonu aktarın ve e nanogold içselleştirilmesi izin gerekli süre boyunca inkübendocytosis. NOT: 15 dakika alımı (erken ve geç endozomları) tüm endozomal sistemi işaretlemek için izin verir ise bir 5 dk alımı başta, endositik kesecikler ve erken endozomal bölmeleri etiketlenmesine yol açacaktır. Daha uzun inkübasyon zamanları (en fazla 30 dakika) de vakuol etiket için izin verir. NOT: Darbe kovalayıcı etiketleme deneyleri, bu yöntem ile gerçekleştirilemez. LE analizinde etiketleme, bu nedenle, aynı zamanda nanogold AM ve INEE de tespit edilecektir. </li></ol> 3.. Fiksasyon ve Bölünmesi <ol><li> Çift gücü fiksatif 1 ml ilave etmek suretiyle nanogold alımını durdurma [% 4 paraformaldehit (PFA), 0.1 M PHEM tampon maddesi içinde% 0.4 glutaraldehid (GA) (20 mM PIPES, 50 mM HEPES, pH 6.9, 20 mM EGTA, 4 mM MgC! 2)] hücre süspansiyonuna 1 M sorbitol ihtiva etmektedir. Oda sıcaklığında tüpü devam etti. </li><li> Yavaşça (bu spheroplastlar tutmaya izin verir 30 dakika boyunca micocentrifuge Tüpleri el ile birkaç kez ters çevirinsüspansiyon) ve daha sonra 25 saniye boyunca 1700 xg iki kez santrifüj. </li><li> Süpernatantı atarak ve taze standart gücü fiksatif 1 ml (% 2 PFA, 0.1 M PHEM tampon maddesi içinde% 0.2 GA) 1 M sorbitol ihtiva eden, yavaşça dönen bir tekerlek üzerinde, oda sıcaklığında 2 saat boyunca inkübe ekleyerek fiksatif değiştirin. </li><li> Daha önce tarif edildiği gibi, 6 cryo-kesit için hücreleri işleyin. Not: nanogold alımı ve gümüş geliştirme prosedürleri için, belirtilen protokol açıklanan periyodik asit muamele yapılması için değil. Periyodik asit muamelesi daha hücre duvarı permeabilize 26, ancak bu yapı spheroplastlar üretimi sırasında elimine edilmiştir. </li><li> Önce 8 açıklandığı gibi bir UCT&#39;de ultramikrotom kullanılarak kuru elmas bıçak ile -120 ° C de 50 nm ince cryosections kesilmiş ve 50 nikel ızgaralarını hasır kaplı Formvar karbon üzerine koyun. </li></ol> Nanogold Partikül Visua boyunca 4. Silver Cinsellization Not: Reaksiyon karışımları hazırlamak için prosedür temelde, üretici tarafından belirtilen biridir. Bu protokolü kullanarak pratik uyarlamaları, cryosections üzerinde gümüş geliştirme prosedürü etkin ve güvenilir kılar. <ol><li> Dondurucu gümüş güçlendirme seti çıkarın ve bir 37 ° C kuluçka makinesi ya da su banyosu içinde eritin. Çözülmüş zaman, (4.7 bakınız) kullanıma kadar karanlık bir odaya yerleştirilen bir 24 ° C inkübatör kiti yerleştirin. </li><li> Karanlık bir odada, ısıtma plakasını ve 24 ° C nihai sıcaklığa ısınmasına </li><li> Yüzey koruyucu, parlak tarafı üste, ve bir bantla sabitleyin ısıtma plakasının üst kapağı. </li><li> Benchkote üzerinde Parafilm koyun ve karanlıkta Parafilm kenarları görmek mümkün siyah işaretleyici ile kenarları işaretleyin. </li><li> Isıtma plakasının sıcaklığını izlemek için Benchkote üstündeki bir termometre bantlayın. Yavaş yavaş sıcaklığını ayarlamak değilse 24 ° C. </li><li> Plaiki kez damıtılmış su ve içinde gümüş güçlendirme seti ile 50 ml tüp ce. </li><li> Iki kez damıtılmış su ile küçük bir Petri kapları doldurmak, 37 ° C&#39;de önceden ısıtılmış Suda ızgaraları yerleştirin, 30 dakika boyunca, aşağı tarafı numune. </li><li> Bu 4.7 adımı bir kez daha tekrarlayın. </li><li> Saklama kutusunda ızgaraları aktarın ve karanlık odaya getirmek. </li><li> Isıtma plakası üzerinde sabitlenmiş olan Parafilm yerleştirilen 24 ° C &#39;de iki kere damıtılmış su içinde birkaç damla on (aşağı numune yüzü) geçirilerek yeniden ızgaraları durulayın. </li><li> 9 ek olarak çift distile su damlaları gümüş güçlendirme reaksiyondan sonra durulama için, Parafilm hazır olduğundan emin olun. </li><li> Işığı kapatın ve tüm ışıklar kapalı olduğundan emin olun. Kırmızı ışık açın. </li><li> 24 ° C inkübatör gümüş geliştirme kiti A ve B çözümler dışarı atın. </li><li> Ilk olarak bir çözelti, 6 damla ve 1,5 m olarak B çözeltisi daha sonra 6 damla koymakl mikrosantrifüj tüp ve baloncuklar yapmak için kaçınarak bir cam Pasteur pipeti ile iyice karıştırın. Çözelti, oldukça kalın olup, son olarak el ile kısaca girdaplama önce bir pipet ile karıştırılmalıdır. </li><li> Geri 24 ° C inkübatör A ve B çözümler koyun ve C çözüm çıkar. </li><li> A / B karışımına C çözeltisi 6 damla ekleyin. Sonra bir Pasteur pipeti ile birinci tekrar karıştırın ve sonra vorteks tarafından, kabarcıkları yapmamak. </li><li> Parafilm (~ 20 ul / damla) damla koyarak hemen nihai karışımı kullanın. </li><li> Temiz, anti-manyetik cımbız ile, elde edilecek olan arzu donanıma (altın parçacıkları, yani. Boyutu) bağlı olarak 6 to15 dakika için karışımın (örneğin,., Gümüş artırılması reaksiyonu) ile ilgili en ızgaraları yerleştirin. </li><li> Karışımdan ızgaraları çıkarın ve yıkama için 24 ° C &#39;de damla iki kez damıtılmış suyun üstüne onları geçmektedir. Birincisi, hızla arkaya 6 damla kullanmak ve daha sonra damla başına 7 dakikalık inkübasyon süresi ile 3 damla, Işıkları açmadan önce. </li><li> Bir sonraki adım, bir EM soruşturma sonucu görselleştirmek için bağışıklık altın etiketleme veya zar boyama 27 ya geçin. </li></ol>

<ol>
	<li>Gruenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+endocytic+pathway:+a+mosaic+of+domains.">The endocytic pathway: a mosaic of domains.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 2, 721-730 (2001).</li><li>Sachse, M., Ramm, G., Strous, G., Klumperman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosomes:+multipurpose+designs+for+integrating+housekeeping+and+specialized+tasks.">Endosomes: multipurpose designs for integrating housekeeping and specialized tasks.</a> Histochem Cell Biol. 117, 91-104 (2002).</li><li>Luzio, J. P., Pryor, P. R., Bright, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lysosomes:+fusion+and+function.">Lysosomes: fusion and function.</a> Nature Rev Mol Cell Biol. 8, 622-632 (2007).</li><li>Meel, E., Klumperman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+and+imagination:+understanding+the+endo-lysosomal+system.">Imaging and imagination: understanding the endo-lysosomal system.</a> Histochem Cell Biol. 129, 253-266 (2008).</li><li>Bonangelino, C. J., Chavez, E. M., Bonifacino, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+screen+for+vacuolar+protein+sorting+genes+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Genomic screen for vacuolar protein sorting genes in Saccharomyces cerevisiae.</a> Mol Biol Cell. 13, 2486-2501 (2002).</li><li>Griffith, J., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+analysis+of+nanogold-labeled+endocytic+compartments+of+yeast+Saccharomyces+cerevisiae+using+a+cryosectioning+procedure.">Ultrastructural analysis of nanogold-labeled endocytic compartments of yeast Saccharomyces cerevisiae using a cryosectioning procedure.</a> J Histochem Cytochem. 57, 801-809 (2009).</li><li>Babst, M., Katzmann, D. J., Estepa-Sabal, E. J., Meerloo, T., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ESCRT-III:+an+endosome-associated+heterooligomeric+protein+complex+required+for+MVB+sorting.">ESCRT-III: an endosome-associated heterooligomeric protein complex required for MVB sorting.</a> Dev Cell. 3, 271-282 (2002).</li><li>Griffith, J., Mari, M., De Maziere, A., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cryosectioning+procedure+for+the+ultrastructural+analysis+and+the+immunogold+labelling+of+yeast+Saccharomyces+cerevisiae.">A cryosectioning procedure for the ultrastructural analysis and the immunogold labelling of yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Traffic. 9, 1060-1072 (2008).</li><li>Lewis, M. J., Nichols, B. J., Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H., Pelham, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+retrieval+of+the+exocytic+SNARE+Snc1p+from+early+yeast+endosomes.">Specific retrieval of the exocytic SNARE Snc1p from early yeast endosomes.</a> Mol Biol Cell. 11, 23-38 (2000).</li><li>Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ordering+of+compartments+in+the+yeast+endocytic+pathway.">Ordering of compartments in the yeast endocytic pathway.</a> Traffic. 3, 37-49 (2002).</li><li>Odorizzi, G., Babst, M., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fab1p+PtdIns(3)P+5-kinase+function+essential+for+protein+sorting+in+the+multivesicular+body.">Fab1p PtdIns(3)P 5-kinase function essential for protein sorting in the multivesicular body.</a> Cell. 95 (3), 847-858 (1998).</li><li>Donselaar, E., Posthuma, G., Zeuschner, D., Humbel, B. M., Slot, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunogold+labeling+of+cryosections+from+high-pressure+frozen+cells.">Immunogold labeling of cryosections from high-pressure frozen cells.</a> Traffic. 8, 471-485 (2007).</li><li>Lah, J. J., Hayes, D. M., Burry, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+neutral+pH+silver+development+method+for+the+visualization+of+1-nanometer+gold+particles+in+pre-embedding+electron+microscopic+immunocytochemistry.">A neutral pH silver development method for the visualization of 1-nanometer gold particles in pre-embedding electron microscopic immunocytochemistry.</a> J Histochem Cytochem. 38, 503-508 (1990).</li><li>Shah, N., Zhang, S., Harada, S., Smith, R. M., Jarett, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscopic+visualization+of+insulin+translocation+into+the+cytoplasm+and+nuclei+of+intact+H35+hepatoma+cells+using+covalently+linked+Nanogold-insulin.">Electron microscopic visualization of insulin translocation into the cytoplasm and nuclei of intact H35 hepatoma cells using covalently linked Nanogold-insulin.</a> Endocrinol. 136, 2825-2835 (1995).</li><li>Weipoltshammer, K., Schofer, C., Almeder, M., Wachtler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+enhancement+at+the+electron+microscopic+level+using+Nanogold+and+gold-based+autometallography.">Signal enhancement at the electron microscopic level using Nanogold and gold-based autometallography.</a> Histochem Cell Biol. 114, 489-495 (2000).</li><li>Tokuyasu, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+ultracryotomy+of+cell+suspensions+and+tissues.">A technique for ultracryotomy of cell suspensions and tissues.</a> J Cell Biol. 57, 551-565 (1973).</li><li>Cabrera, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphorylation+of+a+membrane+curvature-sensing+motif+switches+function+of+the+HOPS+subunit+Vps41+in+membrane+tethering.">Phosphorylation of a membrane curvature-sensing motif switches function of the HOPS subunit Vps41 in membrane tethering.</a> J Cell Biol. 191, 845-859 (2010).</li><li>Harner, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mitochondrial+contact+site+complex,+a+determinant+of+mitochondrial+architecture.">The mitochondrial contact site complex, a determinant of mitochondrial architecture.</a> EMBO J. 30, 4356-4370 (2011).</li><li>Nair, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SNARE+proteins+are+required+for+macroautophagy.">SNARE proteins are required for macroautophagy.</a> Cell. 146, 290-302 (2011).</li><li>Jacquier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+droplets+are+functionally+connected+to+the+endoplasmic+reticulum+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Lipid droplets are functionally connected to the endoplasmic reticulum in Saccharomyces cerevisiae.</a> J Cell Sci. 124, 2424-2437 (2011).</li><li>Karanasios, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+lipid+droplet+and+membrane+biogenesis+by+the+acidic+tail+of+the+phosphatidate+phosphatase+Pah1p.">Regulation of lipid droplet and membrane biogenesis by the acidic tail of the phosphatidate phosphatase Pah1p.</a> Mol Biol Cell. 24, 2124-2133 (2013).</li><li>Mari, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Atg9-containing+compartment+that+functions+in+the+early+steps+of+autophagosome+biogenesis.">An Atg9-containing compartment that functions in the early steps of autophagosome biogenesis.</a> J Cell Biol. 190, 1005-1022 (2010).</li><li>Nair, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+Atg8-PE+deconjugation+in+autophagosome+biogenesis.">A role for Atg8-PE deconjugation in autophagosome biogenesis.</a> Autophagy. 8, 780-793 (2012).</li><li>Vaart, A., Griffith, J., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exit+from+the+Golgi+is+required+for+the+expansion+of+the+autophagosomal+phagophore+in+yeast+Saccharomyces+cerevisiae.">Exit from the Golgi is required for the expansion of the autophagosomal phagophore in yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Mol Biol Cell. 21, 2270-2284 (2010).</li><li>Erpapazoglou, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dual+role+for+K63-linked+ubiquitin+chains+in+multivesicular+body+biogenesis+and+cargo+sorting.">A dual role for K63-linked ubiquitin chains in multivesicular body biogenesis and cargo sorting.</a> Mol Biol Cell. 23, 2170-2183 (2012).</li><li>Tuinen, E., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunolocalization+of+glyceraldehyde-3-phosphate+dehydrogenase,+hexokinase,+and+carboxypeptidase+Y+in+yeast+cells+at+the+ultrastructural+level.">Immunolocalization of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, hexokinase, and carboxypeptidase Y in yeast cells at the ultrastructural level.</a> J Histochem Cytochem. 35, 327-333 (1987).</li><li>Slot, J. W., Geuze, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryosectioning+and+immunolabeling.">Cryosectioning and immunolabeling.</a> Nat Protoc. 2, 2480-2491 (2007).</li><li>Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+of+the+yeast+endocytic+pathway.">Morphology of the yeast endocytic pathway.</a> Mol Biol Cell. 9, 173-189 (1998).</li><li>Vida, T. A., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+vital+stain+for+visualizing+vacuolar+membrane+dynamics+and+endocytosis+in+yeast.">A new vital stain for visualizing vacuolar membrane dynamics and endocytosis in yeast.</a> J Cell Biol. 128, 779-792 (1995).</li><li>Hainfeld, J. F., Powell, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+frontiers+in+gold+labeling.">New frontiers in gold labeling.</a> J Histochem Cytochem. 48, 471-480 (2000).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Immuno-elektron-mikroskopisi, bu proteinlerin bulunan taşıyıcıları ve organellerin ultrastrüktürel çözünürlüğe sahip proteinlerin birleştirilmesi lokalizasyonu sağlayan bir tekniktir. Onun bölmeleri floresan mikroskobu olarak noktasal yapıları görünür, çünkü maya endozomal sistemini inceleyerek bu özellikle önemlidir. Bu, onları ayırmak için zordur. Bu nedenle EM tarafından algılanabilir ve bir zaman bağlı bir şekilde endositik yol giren için çok önemlidir bir probun kullanılması, ...

Endozomal Sistem 1,2 reseptörleri lizozomal enzim ayırma reseptörlerinin ticareti ve plazma membranı (PM) geri dönüşüm de dahil olmak üzere çok sayıda çok önemli hücresel rol oynayan önemli bir zar sıralama aletidir. Endosomlar üç farklı bölümlerinde, yani ayrılır. Erken endozomlar (EE), geç endozomlar (LE) ve geri dönüşüm endozomlar. Bu sınıflandırma da spesifik bir işaretleyici proteinler ve onların morfolojisi üzerine, onlara ulaşmak için endositeze malzeme için gereken zaman dayanmaktadır. PM den içselleştirilmiş membranlar, yani protein ve lipid çift, iki bozulması için Endozomlar yoluyla lızozomlara teslim edilebilir ya da geri dönüştürülebilir. Membranlar da lızozomlara devam veya geri Golgi&#39;ye alınmak ya, benzer Golgi&#39;ye gelen Endozomlar taşınan ve edilmektedir. Ayrıca, protein endozomal sınırlayıcı zarın oluşumuna yol açan bir işlem içeri doğru tomurcuklanma lümen vezikülleri içine sıralanabilirLE bir alt kategori, multiveziküler organları. Maya endozomal sistemi göreceli olarak daha az karmaşık, yüksek ökaryotik hücrelerin olandan. Maya endozomlar EE ve LE ayrılır. Bu geri dönüşüm endozomları değil, aynı zamanda dokuya özel lizozom ilgili organellere içermeyen memeli hücrelerinin tersine. Dolayısıyla onlar endozomal kaçakçılık yollarının 3,4 daha az karmaşık bir ağ var. Bu nedenle, maya temsil hala endozomal sistemindeki temel ilkeler zar trafiğin bir çalışma için avantajlı bir deneysel sistem temsil vardır. Bu avantaj, endozomal yollarıyla ilgili çok sayıda gen başlangıçta 5 maya genetik ekranlar ile izole edilmiş gerçeği ile vurgulanmıştır. Vahşi tip ve mutant maya hücrelerinde endozomal sisteminin kapsamlı biyokimyasal ve floresan mikroskobu yaklaşımlar kullanılarak incelenmiştir da, ultra-yapı seviyesinde bu araştırma tek olmuşturminimal. Endozomal organellerin çoğunun kesin tanımlama 6 zorlaştırır floresan mikroskobu ile noktasal yapılar olarak tespit edilir, çünkü Şekil incelemesi maya içinde özellikle önemlidir. Ne yazık ki maya endozomal protein belirteçlerinin tanıma antiserumların sadece sınırlı sayıda (IEM) preparatları 7-10 immün elektron-mikroskopi çalışıyor. Bazı proteinleri için, bu sorun, ilgi konusu genin endojen etiketleme ve 7,11,12 tespit etmek için etiketi tanıyan bir antikorun kullanılması engellenebilecektir edilmiştir. Ancak genellikle, proteinler, bunların düşük sentezleme seviyeleri IEM ile tespit edilemez. Bu yaklaşım, morfoloji / fonksiyonları yanlış lokalizasyonu ve / veya değişiklik oluşturabileceği nedeniyle aşırı ifadesi bir çözüm değildir. Böylece elektron mikroskobu EM tarafından saptanabilen bir prob ile endositik bölmelerin etiketleme etkili bir seçenektir. Bu, özellikle eğer iyi bir çözüm değildir prObe belirli bir organelini 6 işaretlemek ne zaman bilmek sağlayan bir zamana bağlı bir şekilde endositik güzergahı giriyor. Maya spheroplastlar (hücre duvarı enzimatik kaldırılmıştır, yani. Maya) ile pozitif yüklü nanogold alımı, başarılı bir şekilde, maya endozomal 10 bölmeleri tanımlamak için kullanılmıştır. Bu partiküller biyolojik zarların oluşturan negatif yüklü lipidler bağlanır. Böylece AM ile pozitif yüklü nanogold ortakları, endositoz ile hücre nüfuz eder ve vakuol ulaşmadan önce EE ve LE geçer. Bu küçük altın partikülleri, ancak, EM tarafından görülecek uygun bir büyüklüğe sahip değildir. Onları görünür kılmak için, boyutları altın prob yaklaşık 13-15 gümüş ya da altın çökelmesi yol açan kimyasal reaksiyonlar ile büyütülebilir. Biz geliştirdik ve başarıyla subsellüler gerçekleştirmek için Tokuyasu yöntemine dayalı bir IEM yaklaşım uyguladıkyerelleştirme 8,16 çalışmalar. Bu yöntem, morfolojisi 8,17-24 mükemmel bir çözünürlüğe sahip maya hazırlıkları immunogold etiketleme performans sağlar. Biz de 6 bölmeleri maya endozomal sisteminin nanogold etiketleme ile bu IEM protokolü birleştirerek bir prosedür kurduk. Biz morfolojik kusur 6,25 bir endozomal kaçakçılığı ile mutantlar endozomların farklı alt sınıflarını karakterize ve ultrastruktural inceleyen bu yaklaşımı kullanarak. Ayrıca, bu nanogold etiketleme immünolojik etiketleri en farklı endozom alt grupları üzerinde ilgi konusu bir proteinin dağılımını keşfetmek için imkanı sağlayan kombine edilebilir olduğunu göstermiştir. Burada, pozitif yüklü nanogold ile maya endozomal sisteminin etiketleme pratikte nasıl gerçekleştirildiğini mevcut.

<table><tbody><tr><td>PIPES (piperazin-1,4-bis (2-ethansulfensaure)</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>1,102,200,250</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>391,340</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&amp;middot;6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>1,058,330,250</td><td></td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>S1876</td><td></td></tr><tr><td>Positively charged Nanogold</td><td>Nanoprobes, Yaphank, NY</td><td>2022</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>HQ-silver&amp;trade; enhancement kit</td><td>Nanoprobes, Yaphank, NY</td><td>2012</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (PFA)</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>441244</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde 8% EM grade</td><td>Polyscience, Inc., Warrington, PA</td><td>216</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Lytic enzyme</td><td>MP Biomedicals, Santa Ana, CA</td><td>153526</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>50 meshes nickel grids&amp;nbsp;</td><td>Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td><td>G209N</td><td></td></tr><tr><td>Cryo-immuno diamond knife 35&amp;deg;</td><td>Diatome AG, Biel, Switzerland</td><td>N.A.</td><td></td></tr><tr><td>UCT ultramicrotome&amp;nbsp;</td><td>Leica, Solms, Germany</td><td>N.A.</td><td></td></tr><tr><td>Formvar 15/95 resine</td><td>Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA</td><td>15800</td><td></td></tr><tr><td>50 meshes nickel grids&amp;nbsp;</td><td>Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td><td>AGG2050N</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>Grids storage box</td><td>Leica, Solms, Germany</td><td>162-50</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 100 mm x 15 mm Petri dish</td><td>Corning, Corning, NY</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur capillary pipettes 150 mm</td><td>Van Bruggen Glas, Rotterdam, The Netherlands</td><td>10216234</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge&amp;nbsp;</td><td>Sarstedt, N&amp;uuml;mbrecht, Germany</td><td>72690001</td><td></td></tr><tr><td>50 ml tube</td><td>Bio-one, Alphen aan den Rijn, The Netherlands</td><td>210296</td><td></td></tr><tr><td>Benchkote surface protector</td><td>Whatman, Maidstone, United Kingdom&amp;nbsp;</td><td>1159201</td><td></td></tr></tbody></table>

nanogold labeling of the yeast endosomal system for ultrastructural analyses

Endosomlar ökaryotik hücrelerde kontrol noktaları sıralama önemli membran biri olan ve daha çok plazma zarı ve Golgi proteinlerin geri dönüştürülmesi ya da imha düzenler. Bunun bir sonucu olarak endozomal sistemi, hücre homeostazın sürdürülmesinde bir rol oynar ve veziküler taşıma araçları ile birbirine organel bu ağa ait olan genlerdeki mutasyonlar, kanser ve nörobiyolojik bozukluklar da dahil olmak üzere ciddi bir probleme yol açar. Bu endozomal sisteminin biogenezi ve organizasyon altında yatan mekanizmaları anlamak için bu nedenle asal öneme sahiptir. Maya Saccharomyces cerevisiae bu görevde önemli olmuştur. Özellikle etiket ve ultrastrüktürel düzeyde bu model organizmanın endozomal sistemi analiz etmek için, biz burada bir gümüş güçlendirme reaksiyonu ile bu parçacıkların görselleştirme ardından spheroplastlar tarafından pozitif yüklü nanogold alımı için ayrıntılı bir protokol mevcut. Bu yöntem, aynı zamanda, bir çok değerli olduğuendozomal kaçakçılığı kusurları ile mutantların morfolojik inceleme için l. Ayrıca, sadece elektron mikroskobik inceleme için geçerlidir, ama aynı zamanda protein lokalizasyonu araştırmalar için immünolojik labelings ile kombine edilebilir.

Sunulan protokole göre, maya endozom sisteminin morfolojisi iletim EM erişim olabilir. Şekil 1 ulaştı ve bu nedenle nanogold ile etiketlenmiş endozomal bölmelere farklı gösterir. Gümüş geliştirilmiş nanogold net elektron yoğun parçacıklar olarak görülebilir. Gümüş geliştirme reaksiyonu için kurulmuş uygun ayarlar maya hücresinin ultrastrüktürdeki müdahale etmez 5 ve 15 nm arasında, homojen bir boyut aralığı içinde parçacıklara sahip olan altın sağlar. Plazma membran...

Watch this Scientific Journal Video about Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses at JoVE.com

Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

Maya, Saccharomyces cerevisiae, endozomal sistemin biogenezi ve fonksiyonlarını düzenleyen genleri tanımlamak ve incelemek için bir anahtar bir model organizma olmuştur. Burada ince yapı çalışmaları için endozomal bölmelere spesifik etiketlenmesi için detaylı bir protokol mevcut.

Ultrastrüktürel Analizler için Maya endozomal Sisteminin Nanogold Etiketleme

Endosomes are one of the major membrane sorting checkpoints in eukaryotic cells and they regulate recycling or destruction of proteins mostly from the ...

nanogold-labeling-yeast-endosomal-system-for-ultrastructural

Research

JoVE Journal

Biology

10.2K Görüntüleme.  University Medical Center Utrecht.  Maya, Saccharomyces cerevisiae, endozomal sistemin biogenezi ve fonksiyonlarını düzenleyen genleri tanımlamak ve incelemek için bir anahtar bir model organizma olmuştur. Burada ince yapı çalışmaları için endozomal bölmelere spesifik etiketlenmesi için detaylı bir protokol mevcut. 

Video: Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

A high-throughput method to globally study the organelle morphology in S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help achieve an comprehensive understanding of molecular pathways. In Saccharomyces cerevisiae, with the development of the non-essential gene deletion array, we can globally study the morphology of different organelles like the endoplasmic reticulum (ER) and the mitochondria using GFP (or variant)-markers in different gene backgrounds. However, incorporating GFP markers in each single mutant individually is a labor-intensive process. Here, we describe a procedure that is routinely used in our laboratory. By using a robotic system to handle high-density yeast arrays and drug selection techniques, we can significantly shorten the time required and improve reproducibility. In brief, we cross a GFP-tagged mitochondrial marker (Apc1-GFP) to a high-density array of 4,672 nonessential gene deletion mutants by robotic replica pinning.  Through diploid selection, sporulation, germination and dual marker selection, we recover both alleles. As a result, each haploid single mutant contains Apc1-GFP incorporated at its genomic locus. Now, we can study the morphology of mitochondria in all non-essential mutant background. Using this high-throughput approach, we can conveniently study and delineate the pathways and genes involved in the inheritance and the formation of organelles in a genome-wide setting.

GFP-fusion proteins are widely used to visualize organelles by confocal microscopy. However, screening for mutations that affect the morphology of organelles generally requires individual mutagenesis and is time consuming. Here, we demonstrate a method to simultaneously incorporate organelle-GFP markers in almost 5,000 non-essential genes in yeast.

S. cerevisiae &quot;adlı organel morfolojisi küresel çalışma yüksek verimli bir yöntem

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help ...

Biyoloji

Post-embedding Immunogold Labeling of Synaptic Proteins in Hippocampal Slice Cultures

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as colloidal gold can reveal the localization and distribution of specific antigens in various tissues1. The two most widely used techniques are pre-embedding and post-embedding techniques. In pre-embedding immunogold-electron microscopy (EM) techniques, the tissue must be permeabilized to allow antibody penetration before it is embedded. These techniques are ideal for preserving structures but poor penetration of the antibody (often only the first few micrometers) is a considerable drawback2. The post-embedding labeling methods can avoid this problem because labeling takes place on sections of fixed tissues where antigens are more easily accessible. Over the years, a number of modifications have improved the post-embedding methods to enhance immunoreactivity and to preserve ultrastructure3-5.
Tissue fixation is a crucial part of EM studies. Fixatives chemically crosslink the macromolecules to lock the tissue structures in place. The choice of fixative affects not only structural preservation but also antigenicity and contrast. Osmium tetroxide (OsO4), formaldehyde, and glutaraldehyde have been the standard fixatives for decades, including for central nervous system (CNS) tissues that are especially prone to structural damage during chemical and physical processing. Unfortunately, OsO4 is highly reactive and has been shown to mask antigens6, resulting in poor and insufficient labeling. Alternative approaches to avoid chemical fixation include freezing the tissues. But these techniques are difficult to perform and require expensive instrumentation. To address some of these problems and to improve CNS tissue labeling, Phend et al. replaced OsO4 with uranyl acetate (UA) and tannic acid (TA), and successfully introduced additional modifications to improve the sensitivity of antigen detection and structural preservation in brain and spinal cord tissues7. We have adopted this osmium-free post-embedding method to rat brain tissue and optimized the immunogold labeling technique to detect and study synaptic proteins.
We present here a method to determine the ultrastructural localization of synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons. We use organotypic hippocampal cultured slices. These slices maintain the trisynaptic circuitry of the hippocampus, and thus are especially useful for studying synaptic plasticity, a mechanism widely thought to underlie learning and memory. Organotypic hippocampal slices from postnatal day 5 and 6 mouse/rat pups can be prepared as described previously8, and are especially useful to acutely knockdown or overexpress exogenous proteins. We have previously used this protocol to characterize neurogranin (Ng), a neuron-specific protein with a critical role in regulating synaptic function8,9 . We have also used it to characterize the ultrastructural localization of calmodulin (CaM) and Ca2+/CaM-dependent protein kinase II (CaMKII)10. As illustrated in the results, this protocol allows good ultrastructural preservation of dendritic spines and efficient labeling of Ng to help characterize its distribution in the spine8. Furthermore, the procedure described here can have wide applicability in studying many other proteins involved in neuronal functions.

The localization and distribution of proteins provide important information for understanding their cellular functions. The superior spatial resolution of electron microscopy (EM) can be used to determine the subcellular localization of a given antigen following immunohistochemistry. For tissues of the central nervous system (CNS), preserving structural integrity while maintaining antigenicity has been especially difficult in EM studies. Here, we adopt a procedure that has been used to preserve structures and antigens in the CNS to study and characterize synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons.

Hipokampal Dilim Kültürleri Synaptic Proteinler Post-gömme immunogold Etiketleme

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as ...

Nörobilim

Application of Fluorescent Nanoparticles to Study Remodeling of the Endo-lysosomal System by Intracellular Bacteria

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we introduce a method using gold-BSA-rhodamine NPs to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells and monitor manipulations of host cellular pathways by the intracellular pathogen Salmonella enterica. The NPs were readily internalized by HeLa cells and localized in late endosomes/lysosomes. Salmonella infection induced rearrangement of the vesicles and accumulation of NPs in Salmonella-induced membrane structures. We deployed the Imaris software package for quantitative analyses of confocal microscopy images. The number of objects and their size distribution in non-infected cells were distinct from the ones in Salmonella-infected cells, indicating extremely remodeling of the endo-lysosomal system by WT Salmonella.

This article describes methods for the synthesis and fluorescent labeling of nanoparticles (NPs). The NPs were applied in pulse-chase experiments to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells. Manipulation of the endo-lysosomal system by activities of the intracellular pathogen Salmonella enterica were followed by live cell imaging and quantified.

Floresan Nanopartiküller Uygulama Hücre içi Bakteri tarafından Endo-lizozomal Sistemi Modelleme Eğitim için

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A mitochondrial genome of baker&#8217;s yeast encodes eight proteins: three subunits of the cytochrome c oxidase (Cox1p, Cox2p, and Cox3p), three subunits of the ATP synthase (Atp6p, Atp8p, and Atp9p), a subunit of the ubiquinol-cytochrome c oxidoreductase enzyme, cytochrome b (Cytb), and mitochondrial ribosomal protein Var1p. The purpose of the method described here is to specifically label these proteins with 35S methionine, separate them by electrophoresis and visualize the signals as discrete bands on the screen. The procedure involves several steps. First, yeast cells are cultured in a galactose-containing medium until they reach the late logarithmic growth stage. Next, cycloheximide treatment blocks cytoplasmic translation and allows 35S methionine incorporation only in mitochondrial translation products. Then, all proteins are extracted from yeast cells and separated by polyacrylamide gel electrophoresis. Finally, the gel is dried and incubated with the storage phosphor screen. The screen is scanned on a phosphorimager revealing the bands. The method can be applied to compare the biosynthesis rate of a single polypeptide in the mitochondria of a mutant yeast strain versus the wild type, which is useful for studying mitochondrial gene expression defects. This protocol gives valuable information about the translation rate of all yeast mitochondrial mRNAs. However, it requires several controls and additional experiments to make proper conclusions.

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Baker&#8217;s yeast mitochondrial genome encodes eight polypeptides. The goal of the current protocol is to label all of them and subsequently visualize them as separate bands.

Fırıncı Maya saccharomyces cerevisiae Mitokondriyal Genom İfade Ürünlerinin Etiketlenmesi ve Görselleştirilmesi

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A ...

Biyokimya

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a classic model system in studying organelle function and dynamics. In our previous works, we have constructed fluorescent protein-based markers for major organelles and endomembrane structures, including the nucleus, endoplasmic reticulum (ER), Golgi apparatus, endosomes, vacuoles, mitochondria, peroxisomes, lipid droplets, and autophagosomes. The protocol presented here describes the procedures for using these markers in yeast, including DNA preparation for yeast transformation, selection and evaluation of transformants, fluorescent microscopic observation, and the expected outcomes. The text is geared toward researchers who are entering the field of yeast organelle study from other backgrounds. Essential steps are covered, as well as technical notes about microscope hardware considerations and several common pitfalls. It provides a starting point for people to observe yeast subcellular entities by live-cell fluorescent microscopy. These tools and methods can be used to identify protein subcellular localization and track organelles of interest in time-lapse imaging.

Here we describe the use of a set of fluorescent protein-based organelle markers in live-cell imaging of the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae.

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a classic model system in studying organelle function and dynamics. In our previous works, we have ...

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a quality control mechanism that can target and selectively degrade cellular material including organelles1-4. For example, damaged or redundant mitochondria (Fig. 1), not disposed of by autophagy, can represent a threat to cellular homeostasis and cell survival. In the yeast, Saccharomyces cerevisiae, nutrient deprivation (e.g., nitrogen starvation) or damage can promote selective turnover of mitochondria by autophagy in a process termed mitophagy 5-9.
We describe a simple fluorescence microscopy approach to assess autophagy. For clarity we restrict our description here to show how the approach can be used to monitor mitophagy in yeast cells. The assay makes use of a fluorescent reporter, Rosella, which is a dual-emission biosensor comprising a relatively pH-stable red fluorescent protein linked to a pH-sensitive green fluorescent protein. The operation of this reporter relies on differences in pH between the vacuole (pH ~ 5.0-5.5) and mitochondria (pH ~ 8.2) in living cells. Under growing conditions, wild type cells exhibit both red and green fluorescence distributed in a manner characteristic of the mitochondria. Fluorescence emission is not associated with the vacuole. When subjected to nitrogen starvation, a condition which induces mitophagy, in addition to red and green fluorescence labeling the mitochondria, cells exhibit the accumulation of red, but not green fluorescence, in the acidic vacuolar lumen representing the delivery of mitochondria to the vacuole. Scoring cells with red, but not green fluorescent vacuoles can be used as a measure of mitophagic activity in cells5,10-12.

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

A robust approach to monitor the delivery of organelles to the acidic lumen of the yeast vacuole for degradation and recycling is described. The method relies on the specific labeling of target organelles with a genetically encoded dual-emission fluorescence pH-biosensor, and visualization of individual cells using fluorescence microscopy.

Maya İzleme Mitophagy Floresan Mikroskopi Testi Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a ...

Applications of pHluorin for Quantitative, Kinetic and High-throughput Analysis of Endocytosis in Budding Yeast

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal remodeling and vesicular trafficking in living cells. Quantitative methodologies using chimeric GFP fusions have been developed for many applications; however, GFP is somewhat resistant to proteolysis, thus its fluorescence persists in the lysosome/vacuole, which can impede quantification of cargo trafficking in the endocytic pathway. An alternative method for quantifying endocytosis and post-endocytic trafficking events makes use of superecliptic pHluorin, a pH-sensitive variant of GFP that is quenched in acidic environments. Chimeric fusion of pHluorin to the cytoplasmic tail of transmembrane cargo proteins results in a dampening of fluorescence upon incorporation of the cargo into multivesicular bodies (MVBs) and delivery to the lysosome/vacuole lumen. Thus, quenching of vacuolar fluorescence facilitates quantification of endocytosis and early events in the endocytic pathway. This paper describes methods using pHluorin-tagged cargos for quantification of endocytosis via fluorescence microscopy, as well as population-based assays using flow cytometry.

Accurate quantification of vesicular trafficking events often provides key insights into roles for specific proteins and the effects of mutations. This paper presents methods for using superecliptic pHluorin, a pH-sensitive GFP variant, as a tool for quantification of endocytic events in living cells using quantitative fluorescence microscopy and flow cytometry.

Budding Maya endositozun kantitatif, kinetik ve Yüksek verim Analizi pHluorin Uygulamaları

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal ...

Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize macromolecular complexes at very high resolution. However, to get as close as possible to the native state, perfect sample preservation is required. Conventional electron microscopy (EM) fixation with aldehydes, for instance, does not provide good ultrastructural preservation. The slow penetration of fixatives induces cell reorganization and loss of various cell components. Therefore, conventional EM fixation does not allow for an instantaneous stabilization and preservation of structures and antigenicity. The best choice for examining intracellular events is to use cryofixation followed by the freeze-substitution fixation method that keeps cells in their native state. High-pressure freezing/freeze-substitution, which preserves the integrity of cellular ultrastructure, is the most commonly used method, but requires expensive equipment. Here, an easy-to-use and low-cost freeze fixation method followed by freeze-substitution for suspension cell cultures is presented.

This manuscript describes an easy-to-use and low-cost cryofixation method for visualizing suspension cells by transmission electron microscopy.

Dalma Donma: Transmisyon Elektron Mikroskobu içinde Süspansiyon Hücrelerinin ultrastrüktürel ve immünolokalizasyonu Çalışmaları için Aracı

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

4D Microscopy of Yeast

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments in yeast are dynamic, and a full understanding of their properties requires time-lapse imaging. Multi-color 4D confocal fluorescence microscopy is a powerful method for tracking the behavior and composition of an intracellular compartment on a time scale of 5-15 min. Rigorous analysis of compartment dynamics requires the capture of thousands of optical sections. To achieve this aim, photobleaching and phototoxicity are minimized by scanning rapidly at very low laser power, and the pixel dimensions and Z-step intervals are set to the largest values that are compatible with sampling the image at full resolution. The resulting 4D data sets are noisy but can be smoothed by deconvolution. Even with high quality data, the analysis phase is challenging because intracellular structures are often numerous, heterogeneous, and mobile. To meet this need, custom ImageJ plugins were written to array 4D data on a computer screen, identify structures of interest, edit the data to isolate individual structures, quantify the fluorescence time courses, and make movies of the projected Z-stacks. 4D movies are particularly useful for distinguishing stable compartments from transient compartments that turn over by maturation. Such movies can also be used to characterize events such as compartment fusion, and to test the effects of specific mutations or other perturbations.

This protocol describes the analysis of fluorescently labeled intracellular compartments in budding yeast using multi-color 4D (time-lapse 3D) confocal microscopy. The imaging parameters are chosen to capture adequate signals while limiting photodamage. Custom ImageJ plugins allow labeled structures to be tracked and quantitatively analyzed.

Maya 4D mikroskopisi

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

Floresans canlı hücre mikroskobu ile mitotik ve meiotic Fission Maya nükleer dinamiklerinin incelenmesi

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...