Die Autoren danken René Scriwanek für die Unterstützung bei der Vorbereitung der Abbildung. FR wird von ECHO (700.59.003) unterstützt, ALW-Open-Programm (821.02.017 und 822.02.014), DFG-NWO Zusammenarbeit (DN82-303) und ZonMW VICI (016.130.606) Zuschüsse.

1. Spheroplastenpräparation <ol><li> Inkubieren der Hefe über Nacht bei 30 ° C in 10 ml des entsprechenden Mediums durch die Gestaltung des Experiments bestimmt. </li><li> Am Tag danach Messen der optischen Dichte der Kultur bei 600 nm (OD 600) unter Verwendung eines Photometers, verdünnt Zellen im gleichen Kulturmedium bis zu einer OD 600 von 0,2-0,4 wachsen sie zu einem exponentiellen Wachstumsphase, wenn die Konstruktion der Experiment erfordert einen anderen Zustand. Zellen in der exponentiellen Phase, wenn die Kultur eine OD 600 von 1-2. </li><li> Sammeln 10 OD 600 Äquivalente Zellen durch Zentrifugation bei 3.500 × g für 5 min in ein 50 ml Röhrchen. Nach der Zentrifugation den Überstand verwerfen. </li><li> Zellpellet in 5 ml 100 mM PIPES (pH 9,6), 10 mM Dithiothreitol bei 30 ° C für 10 min inkubiert. </li><li> Sammeln wieder die Zellen durch Zentrifugation bei 3.500 × g für 5 min. Überstand verwerfen. </li><li> Resuspendieren der Zellen in 5 ml Medium (von der Gestaltung des Experiments bestimmt), enthaltend 1 M Sorbit und 5 mg lytischen Enzym, und Inkubieren der Mischung bei 30 ° C unter leichtem Schütteln für 30 min. </li><li> Zentrifugieren der Zellsuspension bei 300 × g für 5 min, um die Pelletfraktion, die den Sphäroplasten entspricht sammeln. Überstand verwerfen. </li><li> Resuspendieren der Sphäroplasten in 960 ul eiskaltem Medium (Medium, durch das Design des Experiments bestimmt), enthaltend 1 M Sorbit und überführt die Mischung in eine eiskalte 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen. </li></ol> 2. Nanogold-Aufnahme <ol><li> Mit einer Pipette vorsichtig mischen die Sphäroplast mit 4 nmol von positiv geladenen Teilchen in Nanogold 40 ul Wasser resuspendiert. Das endgültige Volumen der Mischung zu 1 ml betragen. </li><li> Legen Sie die erhaltene Zellsuspension auf Eis für 15 min. </li><li> Übertragen Sie die Suspension bei Raumtemperatur inkubiert und es für die erforderliche Zeit, um Nanogold Internalisierung per E erlaubenndocytosis. HINWEIS: Ein 5 Minuten-Aufnahme wird in erster Linie für die Etikettierung von endozytischen Vesikel und frühen Endosomen führen, während eine 15 min-Aufnahme wird es ermöglichen, das gesamte System Endosomen (frühe und späte Endosomen) zu markieren. Längere Inkubationszeiten (über 30 min) wird auch erlauben, die Vakuole zu beschriften. HINWEIS: Pulse-Chase-Markierungsexperimente können mit dieser Methode nicht durchgeführt werden. Deshalb, wenn die Kennzeichnung für die Analyse von LE, Nanogold wird auch auf der Uhr und INEE gefunden werden. </li></ol> 3. Fixierung und Schnitt <ol><li> Stoppen des Nanogold-Aufnahme durch Zugabe von 1 ml doppelt konzentrierten Fixierlösung [4% Paraformaldehyd (PFA), 0,4% Glutaraldehyd (GA) in 0,1 M PHEM-Puffer (20 mM PIPES, 50 mM HEPES, pH 6,9, 20 mM EGTA, 4 mM MgCl 2)], enthaltend 1 M Sorbitol zu der Zellsuspension. Hielt das Rohr bei Raumtemperatur. </li><li> Während 30 min vorsichtig manuell invertieren die micocentrifuge Rohre mehrmals (dies wird erlauben, die in Spheroplasten haltenSuspension) und dann zweimal zentrifugieren bei 1.700 g für 25 Sekunden. </li><li> Ersetzen Sie das Fixiermittel durch Verwerfen des Überstandes und durch Zugabe von 1 ml frischem Normfestigkeit Fixiermittel (2% PFA, 0,2% GA in 0,1 M PHEM Puffer) mit 1 M Sorbitol und Inkubation für 2 Stunden bei Raumtemperatur auf einem langsam drehenden Rades. </li><li> Verarbeiten Sie die Zellen, die für Kryo-Schnitte wie zuvor 6 beschrieben. HINWEIS: Für die Aufnahme Nanogold und Silber Verbesserung Verfahren hat die in der angegebenen Protokoll beschrieben periodische Säurebehandlung nicht durchgeführt werden. Die Periodsäure-Behandlung ist besser zu permeabilisieren die Zellwand 26, aber diese Struktur bei der Erzeugung von Sphäroplasten eliminiert. </li><li> Cut 50 nm dünne Gefrierschnitte bei -120 ° C mit trockenen Diamantmesser mit Hilfe eines Ultramikrotoms UCT wie zuvor beschrieben, 8 und legen Sie sie auf Formvar Kohlenstoff beschichtet 50 Maschen Nickelgittern. </li></ol> 4. Silber Erweiterung für Nanogold Particle Visualisierung HINWEIS: Das Verfahren, um die Reaktionsgemischen herzustellen, ist im Grunde die ein vom Hersteller angegeben. Praktische Anpassungen dieses Protokoll verwenden, macht der Silberverstärkung Verfahren effektiv und zuverlässig auf Gefrierschnitten. <ol><li> Entfernen Sie die Silberverstärkung Kit aus dem Gefrierschrank und tauen sie in einem 37 ° C Inkubator oder Wasserbad. Wenn aufgetaut, legen Sie das Kit in einer 24 ° C-Inkubator in einen dunklen Raum bis zur Verwendung platziert (siehe 4.7). </li><li> Legen Sie die Heizplatte in den dunklen Raum und warm es auf die Endtemperatur von 24 ° C </li><li> Decken Sie die Oberseite der Heizplatte mit dem Oberflächenschutz, glänzenden Seite nach oben, und befestigen Sie sie mit einem Band. </li><li> Setzen Sie den Parafilm auf der Benchkote und markieren die Ränder mit einem schwarzen Marker, um die Parafilm Kanten in der Dunkelheit zu sehen. </li><li> Kleben Sie ein Thermometer auf der Oberseite des Benchkote, um die Temperatur der Heizplatte überwachen. Nach und nach die Temperatur einstellen, wenn nicht 24 ° C. </li><li> PlaCE Die 50-ml-Tube mit doppelt destilliertem Wasser und Silberverstärkung Satz im Inneren. </li><li> Füllen Sie die kleinen Petrischalen mit doppelt destilliertem Wasser, bei 37 ° C vorgewärmt Legen Sie die Netze im Wasser, Probenseite nach unten, für 30 min. </li><li> Wiederholen Sie diesen Schritt 4.7 noch einmal. </li><li> Übertragen Sie die Netze in der Aufbewahrungsbox und bringen sie in den dunklen Raum. </li><li> Spülen Sie die Gitter wieder, indem man sie (mit der Probenseite nach unten) auf einige Tropfen doppelt destilliertem Wasser bei 24 ° C auf dem Parafilm gelegt, die auf der Wärmeplatte fixiert wurde. </li><li> Stellen Sie sicher, dass 9 weitere doppelt destilliertem Wasser Tropfen bereit sind, auf die Parafilm, zum Spülen nach der Silberverstärkung Reaktion. </li><li> Schalten Sie das Licht aus, und stellen Sie sicher, dass alle Lichter ausgeschaltet sind. Schalten Sie das rote Licht auf. </li><li> Nehmen Sie die Lösungen der Silberverstärkung Kit von der 24 ° C-Inkubator A und B. </li><li> Setzen ersten 6 Tropfen der Lösung A und dann 6 Tropfen der B-Lösung in einem 1,5 ml-Mikrozentrifugenröhrchen, und gut mischen mit einem Glas Pasteur-Pipette, um Blasen zu vermeiden, zu machen. Die Lösung ist recht dick und manuell mit einer Pipette, bevor sie schließlich Vortexen es kurz gemischt werden, die es hat. </li><li> Setzen Sie die Lösungen A und B wieder in der 24 ° C-Inkubator und nehmen Sie die C-Lösung. </li><li> 6 Tropfen der Lösung C in die A / B-Gemisch. Dann mischen Sie wieder zuerst mit einer Pasteur-Pipette und dann durch Wirbeln, verhindern, dass Blasen. </li><li> Verwenden Sie sofort die endgültige Mischung, indem Tropfen (~ 20 ul / Drop) auf dem Parafilm. </li><li> Mit einem sauberen, anti-magnetischen Pinzette, legen Sie die Gitter auf die Mischung (zB., Silber Verbesserung Reaktion) für 6 bis 15 min je nach der Erweiterung (zB. Größe der Goldpartikel) wollte zu erhalten. </li><li> Entfernen Sie die Gitter aus der Mischung und leiten sie an die Spitze der doppelt destilliertem Wasser sinkt bei 24 ° C wäscht. Verwenden Sie zuerst in schnell nacheinander und dann 6 Tropfen 3 Tropfen mit 7 min Inkubationszeit pro Tropfen, Bevor die Lichter an. </li><li> Fahren Sie mit dem nächsten Schritt entweder Immuno-Gold-Kennzeichnung oder Membranfärbung 27, um das Ergebnis für einen EM-Untersuchung zu visualisieren. </li></ol>

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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+frontiers+in+gold+labeling.">New frontiers in gold labeling.</a> J Histochem Cytochem. 48, 471-480 (2000).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Immuno-Elektronenmikroskopie ist eine Technik, kombiniert Lokalisierung von Proteinen mit der ultra Auflösung der Träger und Organellen, in denen diese Proteine ​​befinden können. Dies ist besonders wichtig, wenn die Untersuchung der Hefe endosomalen System, weil seine Fächer erscheinen als punktförmigen Strukturen in der Fluoreszenzmikroskopie. Es ist daher schwierig, sie zu unterscheiden. Aus diesem Grund ist der Einsatz einer Sonde nachweisbar EM und Eingabe der endocytischen Weg in einer zeitabhängigen Wei...

Die endosomalen System ist ein Hauptmembransortiervorrichtung, die mehrere entscheidende Rollen einschließlich Mobilhandel lysosomalen Enzyms Sortier Rezeptoren und das Recycling von Plasmamembran (PM)-Rezeptoren spielt 1,2. Endosomen in drei Kammern, nämlich unterteilt. die frühen Endosomen (EE), die späten Endosomen (LE) und die Recycling-Endosomen. Diese Einstufung basiert auf der Zeit, die für die Endozytose Material, um sie zu erreichen, auf die bestimmte Markerproteine ​​und über deren Morphologie. Membranen, dh Protein-und Lipiddoppelschichten, von der PM verinnerlicht kann entweder über Endosomen zu den Lysosomen zum Abbau geliefert werden oder zurückgeführt werden. Membranen werden auch Endosomen vom Golgi transportiert und in ähnlicher Weise entweder weiterhin Lysosomen oder zurück zu den Golgi abgerufen werden. Weiterhin können Proteine ​​in luminalen Vesikel angeh nach innen von der endosomalen Grenzmembran, ein Verfahren, das zur Bildung von führt sortierteine Unterkategorie der LE, die multivesikulären Körpern. Die Hefe endosomalen System ist relativ weniger komplex als die der Hoch eukaryotischen Zellen. Hefe Endosomen in EE und LE unterteilt. Im Gegensatz zu Säugerzellen sie Recycling Endosomen als auch gewebespezifische Lysosom bedingten Organellen enthalten. Folglich haben sie ein weniger komplexes Netzwerk von Handelsrouten endosomalen 3,4. Daher Hefe vertreten und stellt noch immer eine vorteilhafte experimentelle System, einige der zugrunde liegenden Prinzipien Membran Verkehr in der endosomalen System zu studieren. Dieser Vorteil wird durch die Tatsache, dass zahlreiche Gene in den Endosomen Wegen beteiligt wurden zunächst mit genetischen Screens in Hefe isoliert 5 hervorgehoben. Während die Hefe endosomalen System in Wildtyp-und mutierten Zellen wurde ausgiebig mit biochemischen und Fluoreszenzmikroskopie Ansätze untersucht, hat ihre Untersuchung auf ultrastruktureller Ebene erst seitminimal. Morphologische Analysen sind in der Hefe besonders relevant, weil die meisten der endosomalen Organellen werden als punktförmigen Strukturen, die durch Fluoreszenz-Mikroskopie, die ihre zweifelsfreie Ermittlung schwierig machen 6 nachgewiesen. Leider nur eine begrenzte Anzahl von Antiseren erkennen Hefe endosomalen Protein-Marker in immunelektronenmikroskopische Arbeits (IEM) Zubereitungen 7-10. Bei einigen Proteinen wurde dieses Problem durch die Markierung des endogenen Gens von Interesse, und die Verwendung eines Antikörper, der das Etikett, um es zu erfassen, 7,11,12 umgangen. Oft jedoch sind Proteine ​​nachweisbar durch IEM wegen ihrer niedrigen Expressionsniveaus. Die Überexpression ist keine Lösung, weil dieser Ansatz falsch Lokalisierungen und / oder Änderungen in den Organellen-Morphologie / Funktionen zu induzieren. So ist die Beschriftung der endozytischen Fächer mit einer Sonde durch Elektronenmikroskopie EM nachweisbar ist eine wirksame Option. Dies ist eine optimale Lösung, insbesondere wenn die probe ist die Eingabe der endozytischen Route in einem zeitabhängig, was zu wissen, wenn es eine spezifische Organelle 6 kennzeichnen können. Die Aufnahme von positiv geladenen Nanogold durch Hefe Spheroplasten (Hefe, wo die Zellwand enzymatisch entfernt also.) Erfolgreich verwendet worden, um die Hefe zu identifizieren endosomalen Fächer 10. Diese Partikel stark an die negativ geladenen Lipide, aus denen die biologischen Membranen zu binden. Somit werden die positiv geladenen Nanogold assoziiert mit dem PM, dringt in die Zelle durch Endocytose und gelangt durch die EE und LE vor Erreichen der Vakuole. Diese kleinen Goldpartikel, jedoch nicht über eine geeignete Größe von EM gesehen werden. Um sie sichtbar zu machen, kann ihre Größe durch chemische Reaktionen, die zur Abscheidung von Silber oder Gold auf der Goldsonde 13-15 führen vergrößert werden. Wir haben uns entwickelt und erfolgreich angewandt eine IEM-Ansatz auf der Basis der Tokuyasu Methode, um subzelluläre durchführenLokalisierungsstudien 8,16. Diese Methode ermöglicht die Durchführung Immunogoldmarkierung auf Hefe Zubereitungen mit einem hervorragenden Auflösung der Morphologie 8,17-24. Wir haben auch eine Kombination dieser Verfahren IEM Protokoll mit der Nano-Gold-Markierung des Hefe endosomalen System Fächer 6. Mit diesem Ansatz haben wir morphologisch charakterisiert verschiedenen Unterklassen der Endosomen und ultrastrukturell untersucht Mutanten mit einem Defekt endosomalen Handel 6,25. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass diese Nanogold-Markierung kann mit Immun Markierungen bietet die Möglichkeit, die Verteilung eines Proteins von Interesse in den verschiedenen Subpopulationen Endosom erkunden kombiniert werden. Hier präsentieren wir, wie die Kennzeichnung der Hefe endosomalen System mit positiv geladenen Nanogold praktisch durchgeführt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="754">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">PIPES (piperazin-1,4-bis (2-ethansulfensaure)</td>
			<td style="width:188px;">Merck, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:119px;">1,102,200,250</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">HEPES</td>
			<td style="width:188px;">Merck, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:119px;">391,340</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">EGTA</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">E4378</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:280px;">MgCl2.6H2O</td>
			<td style="width:188px;">Merck, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:119px;">1,058,330,250</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">DL-Dithiothreitol</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">D0632</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Sorbitol</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">S1876</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Positively charged Nanogold</td>
			<td style="width:188px;">Nanoprobes, Yaphank, NY</td>
			<td style="width:119px;">2022</td>
			<td style="width:167px;">store at -20 &#778;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">HQ-silver&#8482; enhancement kit</td>
			<td style="width:188px;">Nanoprobes, Yaphank, NY</td>
			<td style="width:119px;">2012</td>
			<td style="width:167px;">store at -20 &#778;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:280px;">Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">441244</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:280px;">Glutaraldehyde 8% EM grade</td>
			<td style="width:188px;">Polyscience, Inc. , Warrington, PA</td>
			<td style="width:119px;">216</td>
			<td style="width:167px;">store at 4 &#778;C</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:280px;">Lytic enzyme</td>
			<td style="width:188px;">MP Biomedicals, Santa Ana, CA</td>
			<td style="width:119px;">153526</td>
			<td style="width:167px;">store at 4 &#778;C</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:280px;">Parafilm M</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">P7793</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">50 meshes nickel grids&#160;</td>
			<td style="width:188px;">Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td>
			<td style="width:119px;">G209N</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;">Cryo-immuno diamond knife 35 &#186;</td>
			<td style="width:188px;">Diatome AG, Biel, Switzerland</td>
			<td style="width:119px;">N.A.</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">UCT ultramicrotome&#160;</td>
			<td style="width:188px;">Leica, Solms, Germany</td>
			<td style="width:119px;">N.A.</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;">Formvar 15/95 resine</td>
			<td style="width:188px;">Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA</td>
			<td style="width:119px;">15800</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">50 meshes nickel grids&#160;</td>
			<td style="width:188px;">Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td>
			<td style="width:119px;">AGG2050N</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Parafilm</td>
			<td style="width:188px;">Sigma, St louis, MO</td>
			<td style="width:119px;">P7793</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Grids storage box</td>
			<td style="width:188px;">Leica, Solms, Germany</td>
			<td style="width:119px;">162-50</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Falcon 100mmx15mm petri dishe&#160;</td>
			<td style="width:188px;">Corning, Corning, NY</td>
			<td style="width:119px;">351029</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Pasteur capillary pipettes 150 mm</td>
			<td style="width:188px;">Van Bruggen Glas, Rotterdam, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">10216234</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">1.5 ml microcentrifuge&#160;</td>
			<td style="width:188px;">Sarstedt, N&#252;mbrecht, Germany</td>
			<td style="width:119px;">72690001</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">50 ml tube</td>
			<td style="width:188px;">Bio-one, Alphen aan den Rijn, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">210296</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">Benchkote surface protector</td>
			<td style="width:188px;">Whatman, Maidstone, United Kingdom&#160;</td>
			<td style="width:119px;">1159201</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

nanogold labeling of the yeast endosomal system for ultrastructural analyses

Endosomen sind einer der Hauptmembransortier Checkpoints in eukaryotischen Zellen, und sie Verwertung oder Vernichtung von Proteinen regulieren hauptsächlich von der Plasmamembran und Golgi. Als Ergebnis der endosomalen System spielt eine zentrale Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase Zelle, und Mutationen in Genen zu diesem Netzwerk von Organellen durch Vesikeltransport miteinander verbunden gehören, verursachen schwere Erkrankungen wie Krebs und neurobiologischen Erkrankungen. Es ist daher von größter Bedeutung, um die Mechanismen der Biogenese und der Organisation des endosomalen System zugrunde liegen. Die Hefe Saccharomyces cerevisiae ist in dieser Aufgabe entscheidend. Um spezifisch zu markieren und zu analysieren, auf ultrastruktureller Ebene die endosomalen System dieser Modellorganismus, hier präsentieren wir eine detaillierte Protokoll für die positiv geladenen Nanogold-Aufnahme durch Spheroplasten gefolgt von der Visualisierung dieser Teilchen durch eine Silberverstärkung Reaktion. Dieses Verfahren ist auch ein wertvoller zul für die morphologische Untersuchung von Mutanten mit Defekten in endosomalen Handel. Darüber hinaus ist es nicht nur anwendbar für ultrastrukturelle Untersuchung kann aber auch mit Immun Markierungen zur Proteinlokalisierung Untersuchungen kombiniert werden.

Gemäß der vorgestellten Protokoll kann die Morphologie der Hefe Endosom System zugänglich sein durch Übertragungs EM. Fig. 1 zeigt verschiedene Arten von Endosomen, die erreicht haben und deshalb mit Nanogold markierten. Das Silber-Nanogold verbessert deutlich als Elektronen-dichten Teilchen gesehen werden. Die für die Silberverstärkung Reaktion etabliert optimalen Einstellungen können mit Goldpartikeln in einer homogenen Größenbereich zwischen 5 und 15 nm, die nicht mit der Ultrastruktur der H...

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Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

Hefe, Saccharomyces cerevisiae, war ein wichtiger Modellorganismus zu identifizieren und zu untersuchen Gene Regelung der Biogenese und Funktion des endosomalen Systems. Hier präsentieren wir eine detaillierte Protokoll für die spezifische Markierung von den Endosomen für ultrastrukturelle Studien.

Nanogold Markierung der Hefe Endosomale System für Ultrastrukturanalysen

Endosomes are one of the major membrane sorting checkpoints in eukaryotic cells and they regulate recycling or destruction of proteins mostly from the ...

nanogold-labeling-yeast-endosomal-system-for-ultrastructural

Research

JoVE Journal

Biology

10.2K Aufrufe.  University Medical Center Utrecht.  Hefe, Saccharomyces cerevisiae, war ein wichtiger Modellorganismus zu identifizieren und zu untersuchen Gene Regelung der Biogenese und Funktion des endosomalen Systems. Hier präsentieren wir eine detaillierte Protokoll für die spezifische Markierung von den Endosomen für ultrastrukturelle Studien. 

Serie: Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

A Rapid Technique for the Visualization of Live Immobilized Yeast Cells

We present here a simple, rapid, and extremely flexible technique for the immobilization and visualization of growing yeast cells by epifluorescence microscopy. The technique is equally suited for visualization of static yeast populations, or time courses experiments up to ten hours in length. My microscopy investigates epigenetic inheritance at the silent mating loci in S. cerevisiae. There are two silent mating loci, HML and HMR, which are normally not expressed as they are packaged in heterochromatin. In the sir1 mutant background silencing is weakened such that each locus can either be in the expressed or silenced epigenetic state, so in the population as a whole there is a mix of cells of different epigenetic states for both HML and HMR. My microscopy demonstrated that there is no relationship between the epigenetic state of HML and HMR in an individual cell. sir1 cells stochastically switch epigenetic states, establishing silencing at a previously expressed locus or expressing a previously silenced locus. My time course microscopy tracked individual sir1 cells and their offspring to score the frequency of each of the four possible epigenetic switches, and thus the stability of each of the epigenetic states in sir1 cells. See also  Xu et al., Mol. Cell 2006.

A rapid technique for the visualization of growing immobilized yeast cells, here applied to fluorescent reporters at the silent mating loci HML and HMR

Ein schnelles Verfahren für die Visualisierung von Live-immobilisierten Hefezellen

We present here a simple, rapid, and extremely flexible technique for the immobilization and visualization of growing yeast cells by epifluorescence ...

Forschung

Biologie

Bioelectric Analyses of an Osseointegrated Intelligent Implant Design System for Amputees

The projected number of American amputees is expected to rise to 3.6 million by 2050.  Many of these individuals depend on artificial limbs to perform routine activities, but prosthetic suspensions using traditional socket technology can prove to be cumbersome and uncomfortable for a person with limb loss.  Moreover, for those with high proximal amputations, limited residual limb length may prevent exoprosthesis attachment all together. Osseointegrated implant technology is a novel operative procedure which allows firm skeletal attachment between the host bone and an implant. Preliminary results in European amputees with osseointegrated implants have shown improved clinical outcomes by allowing direct transfer of loads to the bone-implant interface.  Despite the apparent advantages of osseointegration over socket technology, the current rehabilitation procedures require long periods of restrictive load bearing prior which may be reduced with expedited skeletal attachment via electrical stimulation.  The goal of the osseointegrated intelligent implant design (OIID) system is to make the implant part of an electrical system to accelerate skeletal attachment and help prevent periprosthetic infection. To determine optimal electrode size and placement, we initiated proof of concept with computational modeling of the electric fields and current densities that arise during electrical stimulation of amputee residual limbs.  In order to provide insure patient safety, subjects with retrospective computed tomography scans were selected and three dimensional reconstructions were created using customized software programs to ensure anatomical accuracy (Seg3D and SCIRun) in an IRB and HIPAA approved study.  These software packages supported the development of patient specific models and allowed for interactive manipulation of electrode position and size. Preliminary results indicate that electric fields and current densities can be generated at the implant interface to achieve the homogenous electric field distributions   required to induce osteoblast migration, enhance skeletal fixation and may help prevent periprosthetic infections.  Based on the electrode configurations experimented with in the model, an external two band configuration will be advocated in the future.

There is a need to develop alternative prosthesis attachment due to limb loss attributed to vascular occlusive diseases and trauma. The goal of the work is to introduce an osseointegrated intelligent implant design system to increase skeletal fixation and reduce periprosthetic infection rates for patients needing osseointegrated technology.

Bioelectric Analysen eines osseointegrierte Intelligent Implant Design System für Amputierte

The projected number of American amputees is expected to rise to 3.6 million by 2050.  Many of these individuals depend on artificial limbs to perform ...

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

Fluoreszenzmarkierung Drosophila Herz Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Split-Ubiquitin Based Membrane Yeast Two-Hybrid (MYTH) System: A Powerful Tool For Identifying Protein-Protein Interactions

The fundamental biological and clinical importance of integral membrane proteins prompted the development of a yeast-based system for the high-throughput identification of protein-protein interactions (PPI) for full-length transmembrane proteins. To this end, our lab developed the split-ubiquitin based Membrane Yeast Two-Hybrid (MYTH) system. This technology allows for the sensitive detection of transient and stable protein interactions using Saccharomyces cerevisiae as a host organism. MYTH takes advantage of the observation that ubiquitin can be separated into two stable moieties: the C-terminal half of yeast ubiquitin (Cub) and the N-terminal half of the ubiquitin moiety (Nub). In MYTH, this principle is adapted for use as a 'sensor' of protein-protein interactions. Briefly, the integral membrane bait protein is fused to Cub which is linked to an artificial transcription factor. Prey proteins, either in individual or library format, are fused to the Nub moiety. Protein interaction between the bait and prey leads to reconstitution of the ubiquitin moieties, forming a full-length 'pseudo-ubiquitin' molecule. This molecule is in turn recognized by cytosolic deubiquitinating enzymes, resulting in cleavage of the transcription factor, and subsequent induction of reporter gene expression. The system is highly adaptable, and is particularly well-suited to high-throughput screening. It has been successfully employed to investigate interactions using integral membrane proteins from both yeast and other organisms.

Split-Ubiquitin Based Membrane Yeast Two-Hybrid MYTH System: A Powerful Tool For Identifying Protein-Protein Interactions

MYTH allows the sensitive detection of transient and stable interactions between proteins that are expressed in the model organism Saccharomyces cerevisiae. It has been successfully applied to study exogenous and yeast integral membrane proteins in order to identify their interacting partners in a high throughput manner.

Split-Ubiquitin Basierend Membrane Yeast Two-Hybrid (Mythos) System: Ein wirksames Instrument zur Ermittlung von Protein-Protein-Wechselwirkungen

The fundamental biological and clinical importance of integral membrane proteins prompted the development of a yeast-based system for the high-throughput ...

Modified Yeast-Two-Hybrid System to Identify Proteins Interacting with the Growth Factor Progranulin

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role in a variety of physiologic and disease processes, including early embryogenesis, wound healing 1, inflammation 2, 3, and host defense 4. PGRN also functions as a neurotrophic factor 5, and mutations in the PGRN gene resulting in partial loss of the PGRN protein cause frontotemporal dementia 6, 7. Our recent studies have led to the isolation of PGRN as an important regulator of cartilage development and degradation 8-11. Although PGRN, discovered nearly two decades ago, plays crucial roles in multiple physiological and pathological conditions, efforts to exploit the actions of PGRN and understand the mechanisms involved have been significantly hampered by our inability to identify its binding receptor(s). To address this issue, we developed a modified yeast two-hybrid (MY2H) approach based on the most commonly used GAL4 based 2-hybrid system. Compared with the conventional yeast two-hybrid screen, MY2H dramatically shortens the screen process and reduces the number of false positive clones. In addition, this approach is reproducible and reliable, and we have successfully employed this system in isolating the binding proteins of various baits, including ion channel 12, extracellular matrix protein 10, 13, and growth factor14. In this paper, we describe this MY2H experimental procedure in detail using PGRN as an example that led to the identification of TNFR2 as the first known PGRN-associated receptor 14, 15.

We have modified the conventional yeast two-hybrid screening, an effective genetic tool in identifying protein interaction. This modification markedly shortens the process, reduces the workload, and most importantly, reduces the number of false positives. In addition, this approach is reproducible and reliable.

Modifizierten Hefe-Zwei-Hybrid-System, um Proteine ​​interagieren mit dem Growth Factor Progranulin Identifizieren

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role ...

The Green Monster Process for the Generation of Yeast Strains Carrying Multiple Gene Deletions

Phenotypes for a gene deletion are often revealed only when the mutation is tested in a particular genetic background or environmental condition1,2. There are examples where many genes need to be deleted to unmask hidden gene functions3,4. Despite the potential for important discoveries, genetic interactions involving three or more genes are largely unexplored. Exhaustive searches of multi-mutant interactions would be impractical due to the sheer number of possible combinations of deletions. However, studies of selected sets of genes, such as sets of paralogs with a greater a priori chance of sharing a common function, would be informative.
In the yeast Saccharomyces cerevisiae, gene knockout is accomplished by replacing a gene with a selectable marker via homologous recombination. Because the number of markers is limited, methods have been developed for removing and reusing the same marker5,6,7,8,9,10. However, sequentially engineering multiple mutations using these methods is time-consuming because the time required scales linearly with the number of deletions to be generated.
Here we describe the Green Monster method for routinely engineering multiple deletions in yeast11. In this method, a green fluorescent protein (GFP) reporter integrated into deletions is used to quantitatively label strains according to the number of deletions contained in each strain (Figure 1). Repeated rounds of assortment of GFP-marked deletions via yeast mating and meiosis coupled with flow-cytometric enrichment of strains carrying more of these deletions lead to the accumulation of deletions in strains (Figure 2). Performing multiple processes in parallel, with each process incorporating one or more deletions per round, reduces the time required for strain construction.
The first step is to prepare haploid single-mutants termed 'ProMonsters,' each of which carries a GFP reporter in a deleted locus and one of the 'toolkit' loci&#x2014;either Green Monster GMToolkit-a or GMToolkit-&alpha; at the can1&Delta; locus (Figure 3). Using strains from the yeast deletion collection12, GFP-marked deletions can be conveniently generated by replacing the common KanMX4 cassette existing in these strains with a universal GFP-URA3 fragment. Each GMToolkit contains: either the a- or &alpha;-mating-type-specific haploid selection marker1 and exactly one of the two markers that, when both GMToolkits are present, collectively allow for selection of diploids.
The second step is to carry out the sexual cycling through which deletion loci can be combined within a single cell by the random assortment and/or meiotic recombination that accompanies each cycle of mating and sporulation.

The Green Monster method enables the rapid assembly of multiple deletions marked with a reporter gene encoding green fluorescent protein. This method is based on driving yeast strains through repeated cycles of sexual assortment of deletions and fluorescence-based enrichment of cells carrying more deletions.

The Green Monster Verfahren zur Erzeugung von Hefestämmen Buchwert Multiple Deletionen

Phenotypes  for a gene deletion are often revealed only when the mutation is tested in a  particular genetic background or environmental condition1,2. ...

Budding Yeast Protein Extraction and Purification for the Study of Function, Interactions, and Post-translational Modifications

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously hard to disrupt. Here we describe the use of a bead mill homogenizer for the extraction of proteins into buffers optimized to maintain the functions, interactions and post-translational modifications of proteins. Logarithmically growing cells expressing the protein of interest are grown in a liquid growth media of choice. The growth media may be supplemented with reagents to induce protein expression from inducible promoters (e.g. galactose), synchronize cell cycle stage (e.g. nocodazole), or inhibit proteasome function (e.g. MG132). Cells are then pelleted and resuspended in a suitable buffer containing protease and/or phosphatase inhibitors and are either processed immediately or frozen in liquid nitrogen for later use. Homogenization is accomplished by six cycles of 20 sec&#160;bead-beating (5.5 m/sec), each followed by one minute incubation on ice. The resulting homogenate is cleared by centrifugation and small particulates can be removed by filtration. The resulting cleared whole cell extract (WCE) is precipitated using 20% TCA for direct analysis of total proteins by SDS-PAGE followed by Western blotting. Extracts are also suitable for affinity purification of specific proteins, the detection of post-translational modifications, or the analysis of co-purifying proteins. As is the case for most protein purification protocols, some enzymes and proteins may require unique conditions or buffer compositions for their purification and others may be unstable or insoluble under the conditions stated. In the latter case, the protocol presented may provide a useful starting point to empirically determine the best bead-beating strategy for protein extraction and purification. We show the extraction and purification of an epitope-tagged SUMO E3 ligase, Siz1, a cell cycle regulated protein that becomes both sumoylated and phosphorylated, as well as a SUMO-targeted ubiquitin ligase subunit, Slx5.

The preparation of high quality yeast cell extracts is a necessary first step in the analysis of individual proteins or entire proteomes. Here we describe a fast, efficient, and reliable homogenization protocol for budding yeast cells that has been optimized to preserve protein functions, interactions, and post-translational modifications.

Bäckerhefe Protein Extraktion und Reinigung für das Studium der Funktion, Wechselwirkungen, und post-translationale Modifikationen

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously ...

Applications of pHluorin for Quantitative, Kinetic and High-throughput Analysis of Endocytosis in Budding Yeast

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal remodeling and vesicular trafficking in living cells. Quantitative methodologies using chimeric GFP fusions have been developed for many applications; however, GFP is somewhat resistant to proteolysis, thus its fluorescence persists in the lysosome/vacuole, which can impede quantification of cargo trafficking in the endocytic pathway. An alternative method for quantifying endocytosis and post-endocytic trafficking events makes use of superecliptic pHluorin, a pH-sensitive variant of GFP that is quenched in acidic environments. Chimeric fusion of pHluorin to the cytoplasmic tail of transmembrane cargo proteins results in a dampening of fluorescence upon incorporation of the cargo into multivesicular bodies (MVBs) and delivery to the lysosome/vacuole lumen. Thus, quenching of vacuolar fluorescence facilitates quantification of endocytosis and early events in the endocytic pathway. This paper describes methods using pHluorin-tagged cargos for quantification of endocytosis via fluorescence microscopy, as well as population-based assays using flow cytometry.

Accurate quantification of vesicular trafficking events often provides key insights into roles for specific proteins and the effects of mutations. This paper presents methods for using superecliptic pHluorin, a pH-sensitive GFP variant, as a tool for quantification of endocytic events in living cells using quantitative fluorescence microscopy and flow cytometry.

Anwendungen von pHluorin für Quantitative, Kinetic und Hochdurchsatz-Analyse von Endozytose in Bäckerhefe

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal ...

Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize macromolecular complexes at very high resolution. However, to get as close as possible to the native state, perfect sample preservation is required. Conventional electron microscopy (EM) fixation with aldehydes, for instance, does not provide good ultrastructural preservation. The slow penetration of fixatives induces cell reorganization and loss of various cell components. Therefore, conventional EM fixation does not allow for an instantaneous stabilization and preservation of structures and antigenicity. The best choice for examining intracellular events is to use cryofixation followed by the freeze-substitution fixation method that keeps cells in their native state. High-pressure freezing/freeze-substitution, which preserves the integrity of cellular ultrastructure, is the most commonly used method, but requires expensive equipment. Here, an easy-to-use and low-cost freeze fixation method followed by freeze-substitution for suspension cell cultures is presented.

This manuscript describes an easy-to-use and low-cost cryofixation method for visualizing suspension cells by transmission electron microscopy.

Freezing Plunge: Ein Werkzeug für den Elektronenmikroskopische und Immunolokalisation Studium der Suspensionszellen in Transmissions-Elektronen-Mikroskopie

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

Mikrofluidik-Geräte mit Measure Lebensdauer und Cellular Phänotypen in Einzel Budding Hefezellen

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...