Name: nanogold labeling of the yeast endosomal system for ultrastructural analyses
Uploaded: 2014-07-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses at JoVE.com

저자는 그림의 준비와 지원 르네 Scriwanek 감사합니다. FR은 ALW 오픈 프로그램 (821.02.017 및 822.02.014), DFG-NWO 협력 (DN82-303) 및 ZonMW VICI (016.130.606) 보조금, ECHO (700.59.003)에 의해 지원된다.

1. 스페 준비 <ol><li> 실험의 디자인에 의해 결정되는 해당 매체의 10ml에 30 ° C에서 하룻밤 효모를 배양한다. </li><li> 하루 후, 광도계를 사용하여 600 nm의 (OD 600)에서 문화의 광학 밀도를 측정 OD 0.2 ~ 0.4의 600에 동일한 배지에서 세포를 희석의 디자인하지 않는 기하 급수적 인 성장 단계로 성장 실험은 다른 조건이 필요합니다. 문화 OD 1 ~ 600이 때 세포는 지수 상에 있습니다. </li><li> 50 ML 튜브에서 5 분 3,500 XG에서 원심 분리하여 세포의 10 OD 600 등가물을 수집합니다. 원심 분리 후, 상층 액을 버린다. </li><li> 100 ㎜ 파이프 (산도 9.6) 5 ㎖, 10 mM의 디티 오 트레이 톨, 1​​0 분 동안 30 ° C에서 배양에서 세포 펠렛을 Resuspend. </li><li> 5 분 3,500 XG에서 원심 분리하여 다시 세포를 수집합니다. 상층 액을 버린다. </li><li> 세포를 재현 탁 전n은 1 M 소르비톨 및 세포 용해 효소의 5 ㎎을 함유 (실험의 디자인에 의해 결정), 부드러운 30 분 동안 진탕 30 ° C의 혼합물을 배양 배지 5 ㎖. </li><li> spheroplasts에 해당 펠릿 분획을 수집하기 위하여 5 분 동안 300 XG에서 세포 현탁액을 원심 분리기. 상층 액을 버린다. </li><li> 얼음 냉 매체의 960 μL에 spheroplasts을 재현 탁 1 M 소르비톨을 포함 (매체 실험의 디자인에 의해 결정) 및 얼음 냉 2 ㎖ microcentrifuge 관에 혼합물을 전송합니다. </li></ol> 2. Nanogold 통풍 관 <ol><li> 피펫을 사용하여 부드럽게 물 40 μL에 재현 탁 적극적으로 청구 nanogold 입자의 4 nmol의와 스페 혼합. 혼합물의 최종 부피는 1 ㎖의 수 있습니다. </li><li> 15 분 동안 얼음에 얻은 세포 현탁액을 놓습니다. </li><li> 실온에서 현탁액을 전송하고 E로 nanogold 내재화를 허용하는 데 필요한 시간을 부화ndocytosis. 참고 : 15 분 흡수가 (초기와 후기 엔도 좀) 전체 엔도 좀 시스템을 표시 할 수 있도록 할 것이다 동안 5 분의 흡수는 주로, 세포 내 이입 소포 초기 엔도 솜 구획의 표시로 이어질 것입니다. 긴 배양 시간 (30 분)도 공포에 라벨을 허용합니다. 참고 : 펄스 추적 라벨 실험이 방법을 수행 할 수 없습니다. LE의 분석을 위해 라벨을 때 따라서, nanogold는 PM 및 inEE에서 찾을 수 있습니다. </li></ol> 3. 고정 및 단면 <ol><li> 강도 2 배 정착액 1 ㎖를 추가하여 nanogold 흡수를 정지 [4 % 파라 포름 알데히드 (PFA), 0.1 M PHEM 버퍼에 0.4 % 글루 타르 알데히드 (GA) (20 mM의 파이프, 50 mM의 HEPES, 산도 6.9, 20 MM의 EGTA, 4 mM의 MgCl2를 2)] 세포 현탁액에 1 M 소르비톨을 함유. 실온에서 튜브를 유지했다. </li><li> 부드럽게 (이것은에 spheroplasts을 유지하기 위해 허용합니다 30 분 동안 micocentrifuge 튜브 수동으로 여러 번 반전정지) 한 후 25 초 동안 1,700 XG에서 두 번 원심 분리. </li><li> 상층 액을 버리고 신선한 표준 강도의 정착액 1 ㎖ (2 % PFA, 0.1 M PHEM 버퍼에 0.2 % GA) 1 M 소르비톨을 포함하고 천천히 회전하는 바퀴에 실온에서 2 시간 동안 배양을 추가하여 정착을 교체합니다. </li><li> 이전 6 설명한 바와 같이 극저온 절편의 세포를 처리합니다. 참고 : nanogold 흡수 및 실버 향상 절차는 지정된 프로토콜에 설명 된 요오드 산 처리를 수행 할 수 없습니다. 요오드 산 처리는 더 나은 셀 벽 (26)을 투과하도록하지만,이 구조는 spheroplasts의 생성 중에 제거되었다. </li><li> 이전 8 설명한 바와 같이 UCT 인해 Ultramicrotome를 사용하여 건조 다이아몬드 나이프와 -120 ° C에서 50 nm의 얇은 저온부 컷 (50) 니켈 그리드 메쉬 코팅 Formvar 탄소에 배치. </li></ol> Nanogold 입자 기기, 비즈니스를위한 4.은 향상lization 주 : 반응 혼합물을 준비하는 절차는 기본적으로 제조업체가 표시 한 것입니다. 이 프로토콜을 이용하여 실용적인 적응는, 저온부에 실버 개선 절차는 효율적이고 신뢰할 수있다. <ol><li> 냉동실에서 실버 향상 키트를 제거하고 37 ° C의 배양기 또는 물을 욕조에 녹여. 해동 할 때 (4.7 참조​​) 사용할 때까지 어두운 방에 배치 된 24 ° C 배양기에서 장비를 배치합니다. </li><li> 어두운 방에 난방 격판 덮개를 놓고 24 ° C의 최종 온도로 따뜻하게 </li><li> 표면 보호, 광택면을 위로하고, 테이프로 고정으로 가열 플레이트의 상단을 커버. </li><li> Benchkote에 파라 필름을 놓고 어둠 속에서 파라 필름의 에지를 볼 수있는 검은 색 마커 가장자리를 표시합니다. </li><li> 가열 플레이트의 온도를 모니터링하기 위해 Benchkote의 상단에 온도계하는 테이프. 점차적으로 온도를 조정하지 않을 경우 24 ° C. </li><li> 괞 찮아증류수 안쪽은 강화 키트 50 ㎖ 튜브 CE. </li><li> 증류수와 작은 페트리 접시를 기입, 37 ℃에서 미리 예열 물에 그리드를 놓고 30 분 동안, 아래면을 표본. </li><li> 이 4.7 단계를 한 번 더 반복합니다. </li><li> 저장 상자에 격자를 전송하고 어두운 방에 가져. </li><li> 가열 플레이트에 고정 된 파라 필름에 배치 24 ° C에서 증류수 몇 방울에 (아래 시편면)을 전달하여 다시 그리드를 씻어. </li><li> 9 추가 증류수 방울은 강화 반응 후 헹굼, 파라 필름에 대한 준비가되어 있는지 확인합니다. </li><li> 빛을 끄고 모든 표시등이 꺼져 있는지 확인하십시오. 붉은 빛을 켭니다. </li><li> 24 ° C 배양기에서 실버 향상 키트의 A와 B 해결책을보십시오. </li><li> 먼저 솔루션의 6 방울 및 1.5 m의 B 솔루션의 다음 6 방울을 넣어L의 microcentrifuge 관, 거품을 만들 피하는 유리 파스퇴르 피펫으로 잘 섞는다. 용액은 매우 두껍고 수동 최종적 짧게 텍싱 전에 피펫과 혼합되어야한다. </li><li> 다시 24 ° C 배양기에서 A와 B 솔루션을 넣고 C 솔루션을 가지고. </li><li> A / B 믹스 C 용액 6 방울을 추가합니다. 그런 다음 파스퇴르 피펫 우선 다시 혼합 한 후 소용돌이로 교반하여 거품을 만드는 것을 피하십시오. </li><li> 파라 필름에 (~ 20 μL / 드롭) 방울을 배치하여 즉시 최종 혼합물을 사용합니다. </li><li> 깨끗하고, 항 자성 족집게로 얻을 수 싶다고 향상 (금 입자의 예. 크기)의 따라 6 - 15 분 동안 혼합물 (예.,은 강화 반응)에 그리드를 배치합니다. </li><li> 혼합물에서 그리드를 제거하고 세척을 위해 24 ° C에서 삭제 증류수의 상단에이를 전달합니다. 첫째, 빠른 속도로 연속 6 방울의 사용 후 드롭 당 7 분의 배양 시간과 3 방울, 조명을 켜기 전에. </li><li> 다음 단계, EM 조사에 대한 결과를 시각화하기 위해 면역 골드 라벨 또는 막 염색 27도 진행합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Gruenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+endocytic+pathway:+a+mosaic+of+domains.">The endocytic pathway: a mosaic of domains.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 2, 721-730 (2001).</li><li>Sachse, M., Ramm, G., Strous, G., Klumperman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosomes:+multipurpose+designs+for+integrating+housekeeping+and+specialized+tasks.">Endosomes: multipurpose designs for integrating housekeeping and specialized tasks.</a> Histochem Cell Biol. 117, 91-104 (2002).</li><li>Luzio, J. P., Pryor, P. R., Bright, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lysosomes:+fusion+and+function.">Lysosomes: fusion and function.</a> Nature Rev Mol Cell Biol. 8, 622-632 (2007).</li><li>Meel, E., Klumperman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+and+imagination:+understanding+the+endo-lysosomal+system.">Imaging and imagination: understanding the endo-lysosomal system.</a> Histochem Cell Biol. 129, 253-266 (2008).</li><li>Bonangelino, C. J., Chavez, E. M., Bonifacino, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+screen+for+vacuolar+protein+sorting+genes+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Genomic screen for vacuolar protein sorting genes in Saccharomyces cerevisiae.</a> Mol Biol Cell. 13, 2486-2501 (2002).</li><li>Griffith, J., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+analysis+of+nanogold-labeled+endocytic+compartments+of+yeast+Saccharomyces+cerevisiae+using+a+cryosectioning+procedure.">Ultrastructural analysis of nanogold-labeled endocytic compartments of yeast Saccharomyces cerevisiae using a cryosectioning procedure.</a> J Histochem Cytochem. 57, 801-809 (2009).</li><li>Babst, M., Katzmann, D. J., Estepa-Sabal, E. J., Meerloo, T., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ESCRT-III:+an+endosome-associated+heterooligomeric+protein+complex+required+for+MVB+sorting.">ESCRT-III: an endosome-associated heterooligomeric protein complex required for MVB sorting.</a> Dev Cell. 3, 271-282 (2002).</li><li>Griffith, J., Mari, M., De Maziere, A., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cryosectioning+procedure+for+the+ultrastructural+analysis+and+the+immunogold+labelling+of+yeast+Saccharomyces+cerevisiae.">A cryosectioning procedure for the ultrastructural analysis and the immunogold labelling of yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Traffic. 9, 1060-1072 (2008).</li><li>Lewis, M. J., Nichols, B. J., Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H., Pelham, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+retrieval+of+the+exocytic+SNARE+Snc1p+from+early+yeast+endosomes.">Specific retrieval of the exocytic SNARE Snc1p from early yeast endosomes.</a> Mol Biol Cell. 11, 23-38 (2000).</li><li>Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ordering+of+compartments+in+the+yeast+endocytic+pathway.">Ordering of compartments in the yeast endocytic pathway.</a> Traffic. 3, 37-49 (2002).</li><li>Odorizzi, G., Babst, M., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fab1p+PtdIns(3)P+5-kinase+function+essential+for+protein+sorting+in+the+multivesicular+body.">Fab1p PtdIns(3)P 5-kinase function essential for protein sorting in the multivesicular body.</a> Cell. 95 (3), 847-858 (1998).</li><li>Donselaar, E., Posthuma, G., Zeuschner, D., Humbel, B. M., Slot, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunogold+labeling+of+cryosections+from+high-pressure+frozen+cells.">Immunogold labeling of cryosections from high-pressure frozen cells.</a> Traffic. 8, 471-485 (2007).</li><li>Lah, J. J., Hayes, D. M., Burry, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+neutral+pH+silver+development+method+for+the+visualization+of+1-nanometer+gold+particles+in+pre-embedding+electron+microscopic+immunocytochemistry.">A neutral pH silver development method for the visualization of 1-nanometer gold particles in pre-embedding electron microscopic immunocytochemistry.</a> J Histochem Cytochem. 38, 503-508 (1990).</li><li>Shah, N., Zhang, S., Harada, S., Smith, R. M., Jarett, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscopic+visualization+of+insulin+translocation+into+the+cytoplasm+and+nuclei+of+intact+H35+hepatoma+cells+using+covalently+linked+Nanogold-insulin.">Electron microscopic visualization of insulin translocation into the cytoplasm and nuclei of intact H35 hepatoma cells using covalently linked Nanogold-insulin.</a> Endocrinol. 136, 2825-2835 (1995).</li><li>Weipoltshammer, K., Schofer, C., Almeder, M., Wachtler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+enhancement+at+the+electron+microscopic+level+using+Nanogold+and+gold-based+autometallography.">Signal enhancement at the electron microscopic level using Nanogold and gold-based autometallography.</a> Histochem Cell Biol. 114, 489-495 (2000).</li><li>Tokuyasu, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+ultracryotomy+of+cell+suspensions+and+tissues.">A technique for ultracryotomy of cell suspensions and tissues.</a> J Cell Biol. 57, 551-565 (1973).</li><li>Cabrera, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphorylation+of+a+membrane+curvature-sensing+motif+switches+function+of+the+HOPS+subunit+Vps41+in+membrane+tethering.">Phosphorylation of a membrane curvature-sensing motif switches function of the HOPS subunit Vps41 in membrane tethering.</a> J Cell Biol. 191, 845-859 (2010).</li><li>Harner, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mitochondrial+contact+site+complex,+a+determinant+of+mitochondrial+architecture.">The mitochondrial contact site complex, a determinant of mitochondrial architecture.</a> EMBO J. 30, 4356-4370 (2011).</li><li>Nair, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SNARE+proteins+are+required+for+macroautophagy.">SNARE proteins are required for macroautophagy.</a> Cell. 146, 290-302 (2011).</li><li>Jacquier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+droplets+are+functionally+connected+to+the+endoplasmic+reticulum+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Lipid droplets are functionally connected to the endoplasmic reticulum in Saccharomyces cerevisiae.</a> J Cell Sci. 124, 2424-2437 (2011).</li><li>Karanasios, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+lipid+droplet+and+membrane+biogenesis+by+the+acidic+tail+of+the+phosphatidate+phosphatase+Pah1p.">Regulation of lipid droplet and membrane biogenesis by the acidic tail of the phosphatidate phosphatase Pah1p.</a> Mol Biol Cell. 24, 2124-2133 (2013).</li><li>Mari, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Atg9-containing+compartment+that+functions+in+the+early+steps+of+autophagosome+biogenesis.">An Atg9-containing compartment that functions in the early steps of autophagosome biogenesis.</a> J Cell Biol. 190, 1005-1022 (2010).</li><li>Nair, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+Atg8-PE+deconjugation+in+autophagosome+biogenesis.">A role for Atg8-PE deconjugation in autophagosome biogenesis.</a> Autophagy. 8, 780-793 (2012).</li><li>Vaart, A., Griffith, J., Reggiori, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exit+from+the+Golgi+is+required+for+the+expansion+of+the+autophagosomal+phagophore+in+yeast+Saccharomyces+cerevisiae.">Exit from the Golgi is required for the expansion of the autophagosomal phagophore in yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Mol Biol Cell. 21, 2270-2284 (2010).</li><li>Erpapazoglou, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dual+role+for+K63-linked+ubiquitin+chains+in+multivesicular+body+biogenesis+and+cargo+sorting.">A dual role for K63-linked ubiquitin chains in multivesicular body biogenesis and cargo sorting.</a> Mol Biol Cell. 23, 2170-2183 (2012).</li><li>Tuinen, E., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunolocalization+of+glyceraldehyde-3-phosphate+dehydrogenase,+hexokinase,+and+carboxypeptidase+Y+in+yeast+cells+at+the+ultrastructural+level.">Immunolocalization of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, hexokinase, and carboxypeptidase Y in yeast cells at the ultrastructural level.</a> J Histochem Cytochem. 35, 327-333 (1987).</li><li>Slot, J. W., Geuze, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryosectioning+and+immunolabeling.">Cryosectioning and immunolabeling.</a> Nat Protoc. 2, 2480-2491 (2007).</li><li>Prescianotto-Baschong, C., Riezman, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+of+the+yeast+endocytic+pathway.">Morphology of the yeast endocytic pathway.</a> Mol Biol Cell. 9, 173-189 (1998).</li><li>Vida, T. A., Emr, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+vital+stain+for+visualizing+vacuolar+membrane+dynamics+and+endocytosis+in+yeast.">A new vital stain for visualizing vacuolar membrane dynamics and endocytosis in yeast.</a> J Cell Biol. 128, 779-792 (1995).</li><li>Hainfeld, J. F., Powell, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+frontiers+in+gold+labeling.">New frontiers in gold labeling.</a> J Histochem Cytochem. 48, 471-480 (2000).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

면역 전자 현미경은이 단백질이있는 사업자와 세포 소기관의 미세 해상도와 단백질의 현지화를 결합 할 수있는 기술이다. 그 구획은 형광 현미경에서와 구두점 구조를 표시하므로 효모 엔도 솜 시스템을 연구 할 때 특히 중요하다. 그것은 그것들을 구별하는 것이 곤란하다. 이러한 이유로 EM에 의해 검출 및 시간 의존적으로 세포 내 이입 경로를 입력하는 것은 매우 중요하다 프로브의 사용은 특?...

엔도 솜 시스템 1,2 수용체 리소좀 효소 선별 수용체의 매매와 원형질막 (PM)의 리사이클을 포함한 여러 중요한 역할을 담당하고 세포의 주요 막 선별 장치이다. 엔도 좀은 세 가지 구획, 즉 나누어집니다. 초기 엔도 좀 (EE), 후반 엔도 좀 (LE)와 재활용 엔도 좀. 이 분류는 그것이 특정 마커 단백질에 자신의 형태에, 그들에 도달하는 endocytosed 소재에 소요되는 시간을 기준으로합니다. PM에서 내면화 막, 즉 단백질과 지질 이중층은, 어느 저하에 엔도 좀을 통해 리소좀에 전달 될 ​​수 또는 재순환 될 수있다. 멤브레인은 리소좀에 계속하거나 다시 골지로 검색 할 수도 마찬가지로 골지체에서 엔도 좀으로 이송하고있다. 또한, 단백질은 경계 막 엔도 솜의 형성에 이르게하는 과정에서 내측 신진 내강 소체로 분류 될 수있다LE의 하위 범주, multivesicular 기관. 효모 엔도 솜 시스템은 비교적 덜 복잡한 높은 진핵 세포 중 하나 이상이다. 효모 엔도 좀은 EE와 LE로 구분됩니다. 그들이 리사이클 엔도 솜 또한 조직 특이 리소좀 - 관련 세포 기관을 포함하지 않는 포유 동물 세포 대조적. 결과적으로 그들은 엔도 좀 인신 매매 경로 3,4의 덜 복잡한 네트워크를 가지고. 따라서 효모 표현 여전히 엔도 좀 시스템에서의 기본 원칙 막 트래픽의 일부를 연구하는 유리한 실험 시스템을 나타내고있다. 이러한 장점은 엔도 좀의 경로에 관련된 다수의 유전자가 처음 효모 5 유전자 화면으로 고립되어 있다는 사실을 강조했다. 야생형 및 돌연변이 세포에서 효모 엔도 솜 시스템이 광범위 생화학 및 형광 현미경을 이용하여 접근 연구되어 있지만, 미세 구조 레벨에서 그 조사는왔다최소. 엔도 좀의 세포 기관의 대부분이 자신의 명백한 식별 6 어렵게 형광 현미경에 의해 구두점 구조로 감지하기 때문에 형태 학적 분석은 효모에 특히 적합하다. 불행하게도 효모 엔도 좀의 단백질 마커를 인식 항혈청의 단지 제한된 수의 (IEM) 준비 7-10 면역 전자 현미경에서 일하고있다. 일부 단백질의 경우,이 문제는 또한 유전자의 내생 태깅하고 7,11,12를 검출하는 태그를 인식하는 항체의 사용에 의해 회피되었다. 그러나, 종종 단백질 때문에 자신의 낮은 발현 수준의 IEM으로는 발견 할 수없는 경우가 있습니다. 이 방법은 세포 내 소기관의 형태 / 기능에 잘못를 지역화 및 / 또는 변경을 유도 할 수 있기 때문에 자신의 과발현은 해결책이 아니다. 따라서 전자 현미경 EM에 의해 검출 프로브 세포 내 이입 구획의 라벨은 효과적인 옵션입니다. 특히 경우에 최적의 솔루션을 홍보탑재 장치는 특정 소기관 6을 표시 할 때 알 수 시간 의존적으로 세포 내 이입 경로를 입력한다. 효모 spheroplasts (세포벽이 효소 제거 된 예. 효모)에 의해 적극적으로 청구 nanogold의 이해 성공적으로 효모 엔도 솜 (10)을 구획 식별하는 데 사용되었습니다. 이 입자들은 강하게 생체막을 구성하는 음으로 하전 된 지질에 결합. 따라서 PM과 함께 적극적으로 청구 nanogold 관계자는 엔도 시토 시스에 의해 세포를 관통하고 공포에 도달하기 전에 EE와 LE를 통해 전달합니다. 이러한 작은 금 입자는, 그러나, EM으로 보이는 적절한 크기를 갖고 있지. 그들이 볼 수 렌더링하려면, 그 크기는 금 프로브 13-15 주위에은이나 금의 퇴적으로 이어질 화학 반응에 의해 확대 될 수있다. 우리가 개발하고 성공적 아세포 수행 Tokuyasu 방법에 근거 IEM 방식을 적용한현지화는 8,16 연구. 이 방법은 형태 8,17-24의 우수한 해상도와 효모 준비에 immunogold 라벨을 수행 할 수 있습니다. 우리는 또한 6 구획은 효모 엔도 좀 시스템의 nanogold 라벨에이 IEM 프로토콜을 결합하는 과정을 설립했다. 우리는 형태 학적 결함 6,25 엔도 좀의 인신 매매와 돌연변이를 엔도 좀의 다른 서브 클래스를 특징으로하고 ultrastructurally 검사 한이 방법을 사용. 또한, 우리는이 nanogold 라벨이 immunogold labelings가 다른 엔도 좀의 모집단에 대한 관심의 단백질의 분포를 탐구 할 수있는 가능성을 제공하는 결합 될 수 있다는 것을 증명하고있다. 여기에 우리가 적극적으로 청구 nanogold와 효모 엔도 좀 시스템의 라벨을 실질적으로 수행하는 방법을 제시한다.

<table><tbody><tr><td>PIPES (piperazin-1,4-bis (2-ethansulfensaure)</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>1,102,200,250</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>391,340</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&amp;middot;6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>1,058,330,250</td><td></td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>S1876</td><td></td></tr><tr><td>Positively charged Nanogold</td><td>Nanoprobes, Yaphank, NY</td><td>2022</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>HQ-silver&amp;trade; enhancement kit</td><td>Nanoprobes, Yaphank, NY</td><td>2012</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (PFA)</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>441244</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde 8% EM grade</td><td>Polyscience, Inc., Warrington, PA</td><td>216</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Lytic enzyme</td><td>MP Biomedicals, Santa Ana, CA</td><td>153526</td><td>store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>50 meshes nickel grids&amp;nbsp;</td><td>Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td><td>G209N</td><td></td></tr><tr><td>Cryo-immuno diamond knife 35&amp;deg;</td><td>Diatome AG, Biel, Switzerland</td><td>N.A.</td><td></td></tr><tr><td>UCT ultramicrotome&amp;nbsp;</td><td>Leica, Solms, Germany</td><td>N.A.</td><td></td></tr><tr><td>Formvar 15/95 resine</td><td>Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA</td><td>15800</td><td></td></tr><tr><td>50 meshes nickel grids&amp;nbsp;</td><td>Agar Scientific, Stansted, United Kingdom</td><td>AGG2050N</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma, St louis, MO</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>Grids storage box</td><td>Leica, Solms, Germany</td><td>162-50</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 100 mm x 15 mm Petri dish</td><td>Corning, Corning, NY</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur capillary pipettes 150 mm</td><td>Van Bruggen Glas, Rotterdam, The Netherlands</td><td>10216234</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge&amp;nbsp;</td><td>Sarstedt, N&amp;uuml;mbrecht, Germany</td><td>72690001</td><td></td></tr><tr><td>50 ml tube</td><td>Bio-one, Alphen aan den Rijn, The Netherlands</td><td>210296</td><td></td></tr><tr><td>Benchkote surface protector</td><td>Whatman, Maidstone, United Kingdom&amp;nbsp;</td><td>1159201</td><td></td></tr></tbody></table>

nanogold labeling of the yeast endosomal system for ultrastructural analyses

엔도 좀은 진핵 세포의 체크 포인트를 정렬 주요 막 중 하나이며 그들은 대부분 플라즈마 막과 골지체에서 단백질의 재활용 또는 파괴를 조절한다. 결과 엔도 솜 시스템은 세포의 항상성 유지에 중요한 역할을 담당하고, 소낭 수송에 의해 상호의 소기관이 네트워크에 속하는 유전자의 돌연변이, 암 및 신경 생물학적 장애 등 심각한 병변을 일으킨다. 이는 엔도 솜 시스템의 생합성 및 조직을 기본 메커니즘을 이해하는 것이 프라임 관련성이다. 효모 사카로 마이 세스 세레 비시 애의이 작업에 중요한되었습니다. 특히 라벨과 미세 수준에서이 모델 생물의 엔도 좀의 시스템을 분석하기 위해, 우리는 여기에 실버 향상 반응을 통해 이러한 입자의 시각화 다음 spheroplasts에 의해 적극적으로 청구 nanogold 흡수에 대한 자세한 프로토콜을 제시한다. 이 방법은 가치가 너무엔도 좀의 인신 매매에 결함이있는 돌연변이의 형태 학적 검사를위한 L. 또한, 그것은뿐만 아니라 미세 시험에 적용 할뿐만 아니라 단백질 현지화 수사 immunogold labelings와 결합 될 수있다.

제시된 프로토콜에 따라, 효모 엔도 좀 시스템의 형태가 전송 EM에 의해 액세스 할 수 있습니다. 그림 1에 도달하기 때문에 nanogold로 표지 된 엔도 좀 구획의 다른 유형을 보여줍니다. 은 강화 nanogold 명확 전자 고밀도 입자로 볼 수 있습니다. 실버 인핸스 반응 설정된 최적의 설정은 효모 세포의 미세 구조에 지장이없는 5 ~ 15 nm의 사이의 균일 크기 범위의 금 입자를 구비한다. 세포막뿐?...

Watch this Scientific Journal Video about Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses at JoVE.com

Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

효모, 사카로 미세스 세 레비 시아는, 엔도 좀 시스템의 생합성과 기능을 조절하는 유전자를 확인하고 연구하는 중요한 모델 생물이다. 여기에서 우리는 초 미세 구조 연구를위한 엔도 좀 구획의 특정 표시에 대한 자세한 프로토콜을 제시한다.

미세 구조의 분석을위한 효모 엔도 좀의 시스템 Nanogold 라벨링

Endosomes are one of the major membrane sorting checkpoints in eukaryotic cells and they regulate recycling or destruction of proteins mostly from the ...

nanogold-labeling-yeast-endosomal-system-for-ultrastructural

Research

JoVE Journal

Biology

10.2K 조회수.  University Medical Center Utrecht.  효모, 사카로 미세스 세 레비 시아는, 엔도 좀 시스템의 생합성과 기능을 조절하는 유전자를 확인하고 연구하는 중요한 모델 생물이다. 여기에서 우리는 초 미세 구조 연구를위한 엔도 좀 구획의 특정 표시에 대한 자세한 프로토콜을 제시한다. 

비디오: Nanogold Labeling of the Yeast Endosomal System for Ultrastructural Analyses

A high-throughput method to globally study the organelle morphology in S. cerevisiae

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help achieve an comprehensive understanding of molecular pathways. In Saccharomyces cerevisiae, with the development of the non-essential gene deletion array, we can globally study the morphology of different organelles like the endoplasmic reticulum (ER) and the mitochondria using GFP (or variant)-markers in different gene backgrounds. However, incorporating GFP markers in each single mutant individually is a labor-intensive process. Here, we describe a procedure that is routinely used in our laboratory. By using a robotic system to handle high-density yeast arrays and drug selection techniques, we can significantly shorten the time required and improve reproducibility. In brief, we cross a GFP-tagged mitochondrial marker (Apc1-GFP) to a high-density array of 4,672 nonessential gene deletion mutants by robotic replica pinning.  Through diploid selection, sporulation, germination and dual marker selection, we recover both alleles. As a result, each haploid single mutant contains Apc1-GFP incorporated at its genomic locus. Now, we can study the morphology of mitochondria in all non-essential mutant background. Using this high-throughput approach, we can conveniently study and delineate the pathways and genes involved in the inheritance and the formation of organelles in a genome-wide setting.

GFP-fusion proteins are widely used to visualize organelles by confocal microscopy. However, screening for mutations that affect the morphology of organelles generally requires individual mutagenesis and is time consuming. Here, we demonstrate a method to simultaneously incorporate organelle-GFP markers in almost 5,000 non-essential genes in yeast.

세계 S. cerevisiae의에서 organelle 형태를 연구하기 위해 높은 처리량 방법

High-throughput methods to examine protein localization or organelle morphology is an effective tool for studying protein interactions and can help ...

연구

생물학

Post-embedding Immunogold Labeling of Synaptic Proteins in Hippocampal Slice Cultures

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as colloidal gold can reveal the localization and distribution of specific antigens in various tissues1. The two most widely used techniques are pre-embedding and post-embedding techniques. In pre-embedding immunogold-electron microscopy (EM) techniques, the tissue must be permeabilized to allow antibody penetration before it is embedded. These techniques are ideal for preserving structures but poor penetration of the antibody (often only the first few micrometers) is a considerable drawback2. The post-embedding labeling methods can avoid this problem because labeling takes place on sections of fixed tissues where antigens are more easily accessible. Over the years, a number of modifications have improved the post-embedding methods to enhance immunoreactivity and to preserve ultrastructure3-5.
Tissue fixation is a crucial part of EM studies. Fixatives chemically crosslink the macromolecules to lock the tissue structures in place. The choice of fixative affects not only structural preservation but also antigenicity and contrast. Osmium tetroxide (OsO4), formaldehyde, and glutaraldehyde have been the standard fixatives for decades, including for central nervous system (CNS) tissues that are especially prone to structural damage during chemical and physical processing. Unfortunately, OsO4 is highly reactive and has been shown to mask antigens6, resulting in poor and insufficient labeling. Alternative approaches to avoid chemical fixation include freezing the tissues. But these techniques are difficult to perform and require expensive instrumentation. To address some of these problems and to improve CNS tissue labeling, Phend et al. replaced OsO4 with uranyl acetate (UA) and tannic acid (TA), and successfully introduced additional modifications to improve the sensitivity of antigen detection and structural preservation in brain and spinal cord tissues7. We have adopted this osmium-free post-embedding method to rat brain tissue and optimized the immunogold labeling technique to detect and study synaptic proteins.
We present here a method to determine the ultrastructural localization of synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons. We use organotypic hippocampal cultured slices. These slices maintain the trisynaptic circuitry of the hippocampus, and thus are especially useful for studying synaptic plasticity, a mechanism widely thought to underlie learning and memory. Organotypic hippocampal slices from postnatal day 5 and 6 mouse/rat pups can be prepared as described previously8, and are especially useful to acutely knockdown or overexpress exogenous proteins. We have previously used this protocol to characterize neurogranin (Ng), a neuron-specific protein with a critical role in regulating synaptic function8,9 . We have also used it to characterize the ultrastructural localization of calmodulin (CaM) and Ca2+/CaM-dependent protein kinase II (CaMKII)10. As illustrated in the results, this protocol allows good ultrastructural preservation of dendritic spines and efficient labeling of Ng to help characterize its distribution in the spine8. Furthermore, the procedure described here can have wide applicability in studying many other proteins involved in neuronal functions.

The localization and distribution of proteins provide important information for understanding their cellular functions. The superior spatial resolution of electron microscopy (EM) can be used to determine the subcellular localization of a given antigen following immunohistochemistry. For tissues of the central nervous system (CNS), preserving structural integrity while maintaining antigenicity has been especially difficult in EM studies. Here, we adopt a procedure that has been used to preserve structures and antigens in the CNS to study and characterize synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons.

Hippocampal 슬라이스 문화의 시냅틱 단백질의 포스트 퍼가기 Immunogold 라벨링

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as ...

신경과학

Application of Fluorescent Nanoparticles to Study Remodeling of the Endo-lysosomal System by Intracellular Bacteria

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we introduce a method using gold-BSA-rhodamine NPs to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells and monitor manipulations of host cellular pathways by the intracellular pathogen Salmonella enterica. The NPs were readily internalized by HeLa cells and localized in late endosomes/lysosomes. Salmonella infection induced rearrangement of the vesicles and accumulation of NPs in Salmonella-induced membrane structures. We deployed the Imaris software package for quantitative analyses of confocal microscopy images. The number of objects and their size distribution in non-infected cells were distinct from the ones in Salmonella-infected cells, indicating extremely remodeling of the endo-lysosomal system by WT Salmonella.

This article describes methods for the synthesis and fluorescent labeling of nanoparticles (NPs). The NPs were applied in pulse-chase experiments to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells. Manipulation of the endo-lysosomal system by activities of the intracellular pathogen Salmonella enterica were followed by live cell imaging and quantified.

형광 나노 입자의 응용 프로그램은 세포 내 세균에 의해 엔도 - 리소좀 시스템의 리모델링을 연구하기 위해

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we ...

면역학 및 감염병학

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A mitochondrial genome of baker&#8217;s yeast encodes eight proteins: three subunits of the cytochrome c oxidase (Cox1p, Cox2p, and Cox3p), three subunits of the ATP synthase (Atp6p, Atp8p, and Atp9p), a subunit of the ubiquinol-cytochrome c oxidoreductase enzyme, cytochrome b (Cytb), and mitochondrial ribosomal protein Var1p. The purpose of the method described here is to specifically label these proteins with 35S methionine, separate them by electrophoresis and visualize the signals as discrete bands on the screen. The procedure involves several steps. First, yeast cells are cultured in a galactose-containing medium until they reach the late logarithmic growth stage. Next, cycloheximide treatment blocks cytoplasmic translation and allows 35S methionine incorporation only in mitochondrial translation products. Then, all proteins are extracted from yeast cells and separated by polyacrylamide gel electrophoresis. Finally, the gel is dried and incubated with the storage phosphor screen. The screen is scanned on a phosphorimager revealing the bands. The method can be applied to compare the biosynthesis rate of a single polypeptide in the mitochondria of a mutant yeast strain versus the wild type, which is useful for studying mitochondrial gene expression defects. This protocol gives valuable information about the translation rate of all yeast mitochondrial mRNAs. However, it requires several controls and additional experiments to make proper conclusions.

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Baker&#8217;s yeast mitochondrial genome encodes eight polypeptides. The goal of the current protocol is to label all of them and subsequently visualize them as separate bands.

베이커효모사카로미세스 세레비시아에 미토콘드리아 게놈 발현 제품의 라벨링 및 시각화

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A ...

생화학

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a classic model system in studying organelle function and dynamics. In our previous works, we have constructed fluorescent protein-based markers for major organelles and endomembrane structures, including the nucleus, endoplasmic reticulum (ER), Golgi apparatus, endosomes, vacuoles, mitochondria, peroxisomes, lipid droplets, and autophagosomes. The protocol presented here describes the procedures for using these markers in yeast, including DNA preparation for yeast transformation, selection and evaluation of transformants, fluorescent microscopic observation, and the expected outcomes. The text is geared toward researchers who are entering the field of yeast organelle study from other backgrounds. Essential steps are covered, as well as technical notes about microscope hardware considerations and several common pitfalls. It provides a starting point for people to observe yeast subcellular entities by live-cell fluorescent microscopy. These tools and methods can be used to identify protein subcellular localization and track organelles of interest in time-lapse imaging.

<meta charset="utf8"></head><body>Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

Here we describe the use of a set of fluorescent protein-based organelle markers in live-cell imaging of the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae.

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a classic model system in studying organelle function and dynamics. In our previous works, we have ...

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a quality control mechanism that can target and selectively degrade cellular material including organelles1-4. For example, damaged or redundant mitochondria (Fig. 1), not disposed of by autophagy, can represent a threat to cellular homeostasis and cell survival. In the yeast, Saccharomyces cerevisiae, nutrient deprivation (e.g., nitrogen starvation) or damage can promote selective turnover of mitochondria by autophagy in a process termed mitophagy 5-9.
We describe a simple fluorescence microscopy approach to assess autophagy. For clarity we restrict our description here to show how the approach can be used to monitor mitophagy in yeast cells. The assay makes use of a fluorescent reporter, Rosella, which is a dual-emission biosensor comprising a relatively pH-stable red fluorescent protein linked to a pH-sensitive green fluorescent protein. The operation of this reporter relies on differences in pH between the vacuole (pH ~ 5.0-5.5) and mitochondria (pH ~ 8.2) in living cells. Under growing conditions, wild type cells exhibit both red and green fluorescence distributed in a manner characteristic of the mitochondria. Fluorescence emission is not associated with the vacuole. When subjected to nitrogen starvation, a condition which induces mitophagy, in addition to red and green fluorescence labeling the mitochondria, cells exhibit the accumulation of red, but not green fluorescence, in the acidic vacuolar lumen representing the delivery of mitochondria to the vacuole. Scoring cells with red, but not green fluorescent vacuoles can be used as a measure of mitophagic activity in cells5,10-12.

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

A robust approach to monitor the delivery of organelles to the acidic lumen of the yeast vacuole for degradation and recycling is described. The method relies on the specific labeling of target organelles with a genetically encoded dual-emission fluorescence pH-biosensor, and visualization of individual cells using fluorescence microscopy.

효모에서 모니터링 Mitophagy을위한 형광 현미경 분석 Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a ...

Applications of pHluorin for Quantitative, Kinetic and High-throughput Analysis of Endocytosis in Budding Yeast

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal remodeling and vesicular trafficking in living cells. Quantitative methodologies using chimeric GFP fusions have been developed for many applications; however, GFP is somewhat resistant to proteolysis, thus its fluorescence persists in the lysosome/vacuole, which can impede quantification of cargo trafficking in the endocytic pathway. An alternative method for quantifying endocytosis and post-endocytic trafficking events makes use of superecliptic pHluorin, a pH-sensitive variant of GFP that is quenched in acidic environments. Chimeric fusion of pHluorin to the cytoplasmic tail of transmembrane cargo proteins results in a dampening of fluorescence upon incorporation of the cargo into multivesicular bodies (MVBs) and delivery to the lysosome/vacuole lumen. Thus, quenching of vacuolar fluorescence facilitates quantification of endocytosis and early events in the endocytic pathway. This paper describes methods using pHluorin-tagged cargos for quantification of endocytosis via fluorescence microscopy, as well as population-based assays using flow cytometry.

Accurate quantification of vesicular trafficking events often provides key insights into roles for specific proteins and the effects of mutations. This paper presents methods for using superecliptic pHluorin, a pH-sensitive GFP variant, as a tool for quantification of endocytic events in living cells using quantitative fluorescence microscopy and flow cytometry.

신진 효모의 세포 내 이입의 양적, 운동 및 높은 처리량 분석을위한 pHluorin의 응용 프로그램

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal ...

Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize macromolecular complexes at very high resolution. However, to get as close as possible to the native state, perfect sample preservation is required. Conventional electron microscopy (EM) fixation with aldehydes, for instance, does not provide good ultrastructural preservation. The slow penetration of fixatives induces cell reorganization and loss of various cell components. Therefore, conventional EM fixation does not allow for an instantaneous stabilization and preservation of structures and antigenicity. The best choice for examining intracellular events is to use cryofixation followed by the freeze-substitution fixation method that keeps cells in their native state. High-pressure freezing/freeze-substitution, which preserves the integrity of cellular ultrastructure, is the most commonly used method, but requires expensive equipment. Here, an easy-to-use and low-cost freeze fixation method followed by freeze-substitution for suspension cell cultures is presented.

This manuscript describes an easy-to-use and low-cost cryofixation method for visualizing suspension cells by transmission electron microscopy.

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 ​​라이 제이션 연구를위한 도구

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

4D Microscopy of Yeast

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments in yeast are dynamic, and a full understanding of their properties requires time-lapse imaging. Multi-color 4D confocal fluorescence microscopy is a powerful method for tracking the behavior and composition of an intracellular compartment on a time scale of 5-15 min. Rigorous analysis of compartment dynamics requires the capture of thousands of optical sections. To achieve this aim, photobleaching and phototoxicity are minimized by scanning rapidly at very low laser power, and the pixel dimensions and Z-step intervals are set to the largest values that are compatible with sampling the image at full resolution. The resulting 4D data sets are noisy but can be smoothed by deconvolution. Even with high quality data, the analysis phase is challenging because intracellular structures are often numerous, heterogeneous, and mobile. To meet this need, custom ImageJ plugins were written to array 4D data on a computer screen, identify structures of interest, edit the data to isolate individual structures, quantify the fluorescence time courses, and make movies of the projected Z-stacks. 4D movies are particularly useful for distinguishing stable compartments from transient compartments that turn over by maturation. Such movies can also be used to characterize events such as compartment fusion, and to test the effects of specific mutations or other perturbations.

This protocol describes the analysis of fluorescently labeled intracellular compartments in budding yeast using multi-color 4D (time-lapse 3D) confocal microscopy. The imaging parameters are chosen to capture adequate signals while limiting photodamage. Custom ImageJ plugins allow labeled structures to be tracked and quantitatively analyzed.

효모의 4D 현미경 검사법

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments ...

미세 구조의 분석을위한 효모 엔도 좀의 시스템 Nanogold 라벨링

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

세계 S. cerevisiae의에서 organelle 형태를 연구하기 위해 높은 처리량 방법

Hippocampal 슬라이스 문화의 시냅틱 단백질의 포스트 퍼가기 Immunogold 라벨링

형광 나노 입자의 응용 프로그램은 세포 내 세균에 의해 엔도 - 리소좀 시스템의 리모델링을 연구하기 위해

베이커효모사카로미세스 세레비시아에 미토콘드리아 게놈 발현 제품의 라벨링 및 시각화

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

효모에서 모니터링 Mitophagy을위한 형광 현미경 분석 Saccharomyces cerevisiae

신진 효모의 세포 내 이입의 양적, 운동 및 높은 처리량 분석을위한 pHluorin의 응용 프로그램

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 라이 제이션 연구를위한 도구

효모의 4D 현미경 검사법

미세 구조의 분석을위한 효모 엔도 좀의 시스템 Nanogold 라벨링

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

세계 S. cerevisiae의에서 organelle 형태를 연구하기 위해 높은 처리량 방법

Hippocampal 슬라이스 문화의 시냅틱 단백질의 포스트 퍼가기 Immunogold 라벨링

형광 나노 입자의 응용 프로그램은 세포 내 세균에 의해 엔도 - 리소좀 시스템의 리모델링을 연구하기 위해

베이커효모사카로미세스 세레비시아에 미토콘드리아 게놈 발현 제품의 라벨링 및 시각화

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

Visualizing Yeast Organelles with Fluorescent Protein Markers

효모에서 모니터링 Mitophagy을위한 형광 현미경 분석 Saccharomyces cerevisiae

신진 효모의 세포 내 이입의 양적, 운동 및 높은 처리량 분석을위한 pHluorin의 응용 프로그램

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 ​​라이 제이션 연구를위한 도구

효모의 4D 현미경 검사법

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 라이 제이션 연구를위한 도구