This work was supported by DFG Schwerpunktprogramm 1392 (project MA 4113/2-2), cluster of Excellence and DFG Research Center Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain (project B1-9), and the German Ministry of Research and Education (BMBF; project 1364480).

NOT: Hayvan Deneyleri Etik için Göttingen Üniversitesi Komite tarafından onaylanmış Hayvan taşıma ve deneyler yapıldı. Göstergeler ve Pipet Fabrikasyon 1. Hazırlık <ol><li> Elektroporasyon kurulum büyük çalışma mesafesi ile stereomicroscope oluşur ve kullanılan boya için floresan aydınlatma ve filtre setleri ile donatılmış olduğundan emin olun. </li><li> Elektroporasyon için özel tek bir hücre elektrogözenekleme veya bir osiloskop bağlı bir genel kare darbe jeneratörü kullanabilirsiniz. Bir pipet tutucu ve bir banyo elektrot için Electroporator çıkışlarını bağlayın. Mikropipet tutucu ve banyo elektrot negatif terminaline darbe üretecinin pozitif terminaline bağlayınız. Pipet tutucu ve banyo elektrot hem gümüş klorür ince bir tabaka ile kaplı gümüş telleri içerir emin olun. </li><li> Tam olarak konumlandırılmasını sağlamak için bir mikromanipülatör pipet tutucu monte edin. </li&gt; <li> İç filament borosilikat cam kılcal damarlardan elektroporasyon Mikropipetler Üretiyor. </li><li> Yatay bir mikropipet çekme aleti kullanarak ve Bestman ve diğ., 13 tarafından tarif edildiği gibi bağlantı klemp deneyleri için pipetler üretimi için değiştirilmiş bir protokol uygulanır. </li><li> Uzun bir sap ve tek hücre elektroporasyon için yaklaşık 15-20 MOhm daha yüksek bir pipet direnç sonuçlanan küçük bir ipucu açılış üretmek için parametreleri uyarlayın. Pipet direnci hücre grubunun etiketlenmesi için, 3-4 Mohm, örneğin, daha düşük olmalıdır. </li><li> Özel tek hücreli elektroporatörü ile pipet direnci ya doğrudan ölçmek veya tanımlanmış bir gerilim darbesi uygulamasından sonra bir osiloskop ile akım ölçümü sonra Ohm Kanunu ile hesaplayın. </li></ol> Elektroporasyon Çözüm 2. Hazırlık <ol><li> Kurbağa zil (98 mM NaCI, 2 mM KCI içinde florofor ile eşleştirilen dekstran çözülür, 1 mM CaCI2, 2 mM MGCl, 2, 3 mM&#39;lik bir konsantrasyonda, 5 mM glukoz, pH 7.8 ayarlanır, 5 mM&#39;lık Na-piruvat, 10 mM HEPES, ozmolarite mOsmol / l, 230 idi). Düşük boya konsantrasyonları kullanıldığında hücreler bu şekilde parlak etiketli olabilir. Bir büyük hacimli stok çözeltisi hazırlayın ve küçük parçalar bölün. Depolama (ay boyunca stabil) onları dondurun. NOT: Dekstranlar farklı boyutlarda ve emisyon / uyarma spektrumları çeşitli mevcuttur (. Örneğin, Alexa 488-dekstran 10KD, Alexa 546-dekstran 10KD, Alexa 568-dekstran 10KD, Alexa 594-dekstran 10KD, TMR-dekstran 3kD). </li><li> Dekstran çözeltisi (1-5 ul) küçük bir hacim ile ince uzun bir pipet ucu ile mikropipet Dolgu. Dikkatle pipet ucundan artık hava kabarcıklarını çıkarmak için parmak ile mikropipet fiske. </li><li> Pipet tutucu mikropipet monte edin. Pipet içine gümüş tel boya çözeltisi ile temas içinde olduğundan emin olun. </li></ol> Larva X. 3. Seçim laevis &lt;/ Em&gt; <ol><li> X. albino larvaları kullanın deneyler için laevis. Yabani tip hayvanlarda konfokal / multiphoton görüntüleme sırasında otofloresan emisyon göstermektedirler ve bu nedenle tarif edilen deneyler için uygun değildir pigment doldurulmuş melanophores sahiptir. </li><li> Nieuwkoop ve Faber 14 sonra premetamorphotic Kurbağa yavrularını Sahne. Deneyler için aşamaları 45-53 ve Kurbağa yavrularını seçin. </li></ol> Florofor çiftli dekstranlar 4. Elektroporasyon <ol><li> Bir petri çanağı içinde doku küçük bir parça yerleştirilir ve (pH 7&#39;ye ayarlanır Etil 3-aminobenzoat metansülfonat),% 0.02 tricaine ihtiva eden küçük bir su hacmi ile örtün. </li><li> % 0.02 tricaine içeren su içinde yavrularını anestezisi. Birkaç dakika sonra hayvanlar hareket ateşkes. Kurbağa yavrularını dokunarak uygun anestezi onaylayın. Onlar sigara duyarlı olmalıdır. </li><li> Dikkatlice doku kapalı petri anestezi gelen, tetra aktarın. </li><li> Emin banyo Electr olungazel elektroporasyon devresini kapatır. Elektrot ıslak doku ile temas halinde olduğunu temin etmek; tadpole doğrudan temas gerekli değildir. </li><li> Mikromanipulatör kullanılarak Koku alma organı mikropipet ucu yakın yerleştirin. </li><li> Pipet ile koku organı çevreleyen cilde nüfuz ve dikkatli ana koku epiteli veya vomeronasal epitel merkezi konumdaki duyusal nöron tabakası içine ucu ilerlemek. </li><li> Duyu nöronlarının içine boya aktarmak için pozitif kare voltaj darbeleri tetikler. Tek bir gerilim darbe uygulamak (örn., 25 V, darbe uzunluğu 25 msn) veya birden darbelerinin trenler (örn., 50 V, darbe uzunluğu 300 mikro saniye, 200 Hz 400 msn tren süresi). Etiketleme uzatmak istenen optimal gerilim darbe parametreleri belirleyin: NOT. Etiketli hücrelerin sayısını düşürmek için gerilim darbe genliği, süresi ve tekrarlama sayısını azaltın. P yüksek gerilim darbe genlik, süresini ve sayısını Uyguladaha yaygın bir etiketleme ulses. </li><li> Stereomicroscope floresan aydınlatma kullanılarak tetiklenen darbeleri başarılı boya ekstrüzyon ve elektroporasyon gözünüzde canlandırın. Boya başarılı elektroporasyon sonra bir hücre gövdesi ve dendritin içine hızla yayılır. </li><li> Tekrar tadpole ikinci koku organı için 4,5-4,9 adımları. </li><li> Geri kazanım taze su ile dolu bir beher içine, tetra aktarın. Ca sonra 5 dk iribaşları anesteziden uyanmak ve normal yüzme hareketleri başlar. </li><li> 24 saat sonra elektroporasyonlu boya duyu nöronlarında yayılır ve sonunda aksonal taşıma araçları ile koku ampul ulaşır. </li></ol> Hücreler ve Akson Süreçlerinin İn Vivo Görselleştirme 5. Montaj Hayvanlar <ol><li> % 0.02 tricaine içeren su içinde yavrularını anestezisi. </li><li> Dikkatle örneğin bir görüntüleme odasının içine Kurbağa yavrularını aktarmak, küçük bir silikon kauçuk bir iribaş ölçekli girinti ile petri kaplı. &lt;/ Li&gt; <li> Parafilmlerin bir şerit içine küçük bir dikdörtgen kesin. Kesik pencere içinden açıkta kalan ön Telencephalon bırakarak Parafilm ile, tetra örtün. Iribaş zarar vermeden yemeğin üzerine iğne ile Parafilm sabitleyin. </li><li> Iribaş% 0.02 tricaine içeren yeterli su altında olduğundan emin olun. </li><li> Dik multiphoton mikroskop veya konfokal mikroskop sahnede görüntüleme odasına monte edin. </li><li> Koku ampul görüntüleri üç boyutlu yığın edinin. Görüntüleme işlemi mümkün olduğu kadar kısa ve 10-15 dk aşmamasına dikkat edin. </li><li> Ayrı bir tanka normal suya iribaş dönmek ve ışığa maruz kalmasını önlemek. 5 dakika sonra, tetra anestezi uyanır. </li><li> Tekrar, belirlenen zaman aralıklarında sonra 5,1-5,7 adımları örn., Her gün. </li></ol> Hücreler ve Akson Süreçlerinin Ex Vivo Görsellik 6. Montaj Hayvanlar <ol><li> Alternatif bölüm 5protokol, etiketli duyusal nöronlar görselleştirmek için bir kesilmiştir beyin hazırlık kullanın. </li><li> Anestezisi ve omuriliğe geçişte beynin transeksiyonu ile, tetra öldürür. Koku organları, koku sinirleri ve ön Telencephalon içeren bir doku blok tüketim. </li><li> Kurbağa zil çözüm doku bloğu aktarın ve beynin ventral tarafında ortaya çıkarmak için ince makas ile bağ dokusu kaldırmak. </li><li> Bir görüntüleme odasına doku bloğu aktarın ve naylon ipliklerle telli bir platin çerçeve ile bunu düzeltmek. </li><li> Konfokal / multiphoton mikroskop sahnede görüntüleme odasına monte edin. </li><li> Koku ampul görüntüleri üç boyutlu yığın edinin. </li></ol> 7. Görüntü İşleme ve Veri Değerlendirme <ol><li> Coupé&#39;si, P. ve arkadaşları tarafından tarif edildiği gibi uygun hale getirilmesi ve görüntü kalitesi ve nöronal yapıları görselleştirme artırmak için filtreleme yerel olmayan araçlar uygulanır. 15.. NOT: canlı örneklerin derin doku katmanları görüntüleme deneylerinden veriler genellikle gürültülü. </li><li> Genel bir bakış için görüntü yığınlarının maksimum yoğunluğu projeksiyonları oluşturun. </li><li> Time-lapse görüntüleme deneyleri duyu nöronlarının tek belirgin olarak teşhis akson için veri setleri ekran. </li><li> Peng ve arkadaşları tarafından tarif edildiği gibi nöronal işlemin yazılım destekli izleme ile hücre morfolojisi yeniden yapılandırma. 16. </li></ol>

<ol>
	<li>Huard, J. M., Youngentob, S. L., Goldstein, B. J., Luskin, M. B., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+olfactory+epithelium+contains+multipotent+progenitors+that+give+rise+to+neurons+and+non-neural+cells.">Adult olfactory epithelium contains multipotent progenitors that give rise to neurons and non-neural cells.</a> J. Comp. Neurol. 400 (4), 486-4810 (1998).</li><li>Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+regeneration+and+the+peripheral+olfactory+system.">Neural regeneration and the peripheral olfactory system.</a> Anat. Rec. 269 (1), 33-49 (2002).</li><li>Leung, C. T., Coulombe, P. A., Reed, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+olfactory+neural+stem+cells+to+tissue+maintenance+and+regeneration.">Contribution of olfactory neural stem cells to tissue maintenance and regeneration.</a> Nat. Neurosci. 10 (6), 72-726 (2007).</li><li>Lodovichi, C., Belluscio, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+receptors+in+the+formation+of+the+olfactory+bulb+circuitry.">Odorant receptors in the formation of the olfactory bulb circuitry.</a> Physiology (Bethesda. 27 (4), 212-2110 (2012).</li><li>Mori, K., Sakano, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+is+the+olfactory+map+formed+and+interpreted+in+the+mammalian+brain).">How is the olfactory map formed and interpreted in the mammalian brain).</a> Annu. Rev. Neurosci. 34, 467-499 (2011).</li><li>De Vry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+electroporation+of+the+central+nervous+system:+a+non-viral+approach+for+targeted+gene+delivery.">In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery.</a> Prog. Neurobiol. 92 (3), 227-244 (2010).</li><li>Hovis, K. R., Padmanabhan, K., Urban, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+in+vitro+electroporation+allows+visualization,+recording,+and+calcium+imaging+of+local+neuronal+circuits.">A simple method of in vitro electroporation allows visualization, recording, and calcium imaging of local neuronal circuits.</a> J. Neurosci. Methods. 191 (1), 1-10 (2010).</li><li>Chen, C., Smye, S. W., Robinson, M. P., Evans, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+electroporation+theories:+a+review.">Membrane electroporation theories: a review.</a> Med. Biol. Eng. Comput. 44 (1-2), 5-14 (2006).</li><li>Haas, K., Jensen, K., Sin, W. C., Foa, L., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+electroporation+in+Xenopus+tadpoles+in+vivo--from+single+cells+to+the+entire+brain.">Targeted electroporation in Xenopus tadpoles in vivo--from single cells to the entire brain.</a> Differentiation. 70 (4-5), 148-154 (2002).</li><li>Hewapathirane, D. S., Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+electroporation+in+vivo+within+the+intact+developing+brain.">Single cell electroporation in vivo within the intact developing brain.</a> J. Vis. Exp. (17), (2008).</li><li>Gliem, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bimodal+processing+of+olfactory+information+in+an+amphibian+nose:+odor+responses+segregate+into+a+medial+and+a+lateral+stream.">Bimodal processing of olfactory information in an amphibian nose: odor responses segregate into a medial and a lateral stream.</a> Cell. Mol. Life Sci. 70 (11), 1965-1984 (2013).</li><li>Hassenkl&#246;ver, T., Manzini, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+wiring+logic+in+amphibians+challenges+the+basic+assumptions+of+the+unbranched+axon+concept.">Olfactory wiring logic in amphibians challenges the basic assumptions of the unbranched axon concept.</a> J. Neurosci. 33 (44), 17252-1710 (2013).</li><li>Bestman, J. E., Ewald, R. C., Chiu, S. -. L., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+single-cell+electroporation+for+transfer+of+DNA+and+macromolecules.">In vivo single-cell electroporation for transfer of DNA and macromolecules.</a> Nat. Protoc. 1 (3), 1272-1210 (2006).</li><li>Nieuwkoop, P. D., Faber, J., Nieuwkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis. , (1994).</li><li>Coup&#233;, P., Munz, M., Manj&#243;n, J. V., Ruthazer, E. S., Collins, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+CANDLE+for+a+deeper+in+vivo+insight.">A CANDLE for a deeper in vivo insight.</a> Med. Image Anal. 16 (4), 849-864 (2012).</li><li>Peng, H., Ruan, Z., Long, F., Simpson, J. H., Myers, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=V3D+enables+real-time+3D+visualization+and+quantitative+analysis+of+large-scale+biological+image+data+sets.">V3D enables real-time 3D visualization and quantitative analysis of large-scale biological image data sets.</a> Nat. Biotechnol. 28 (4), 348-353 (2010).</li><li>Falk, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+of+cDNA/Morpholinos+to+targeted+areas+of+embryonic+CNS+in+Xenopus.">Electroporation of cDNA/Morpholinos to targeted areas of embryonic CNS in Xenopus.</a> BMC Dev. Biol. 7 (107), (2007).</li><li>Nezlin, L. P., Schild, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Individual+olfactory+sensory+neurons+project+into+more+than+one+glomerulus+in+Xenopus+laevis+tadpole+olfactory+bulb.">Individual olfactory sensory neurons project into more than one glomerulus in Xenopus laevis tadpole olfactory bulb.</a> J. Comp. Neurol. 481 (3), 233-239 (2005).</li><li>Nagayama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+simultaneous+tracing+and+Ca2++imaging+of+local+neuronal+circuits.">In vivo simultaneous tracing and Ca2+ imaging of local neuronal circuits.</a> Neuron. 53 (6), 789-803 (2007).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Burada tarif edilen deney prosedürü, larva X&#39;in koku organı etiketlenmesi duyu nöronları karşılaştırın fluoroforla birleştiğinde Dekstranların ve canlı hayvanın duyusal akson büyüme sonraki görselleştirme elektroporasyon ile laevis. In vivo elektroporasyon parametrelerinin değiştirilmesi ile, bu etiketlenmiş duyusal nöronların sayısını kontrol etmek mümkündür. Bu çok az ya da tek hücrelerin bir duyu epitel, nöron büyük gruplarını etiketlemek için mümkün olmaktadır. O mikropipet özellikleri ve elektroporasyon bakliyat konusunda özellikle dikkatli olmak önemlidir nöronal etiketleme uzatmak arzu sağlamak. Yükseköğretim pipet dirençleri ve gerilim darbe genlik, süre ve tekrarlama sayısının azaltılması daha yaygın etiketlemeye neden olabilir pipet dirençleri ve yüksek gerilim darbe genliği, süresi ve bakliyat sayısının azaltılması ise, etiketli hücrelerin miktarını azaltabilirsiniz. Thelektroporasyon için floresan dekstranlardan e kullanılması uygulanan ayarlarının uygun olup olmadığını anında görsel geri bildirim sağlar. Dikkatli olun bu genlik, süre ve potansiyel hücre hasarına hatta ölüme 17 hücre olabilir protokolde verilen değerleri aşması darbelerinin sayısı parametreleri kullanılarak. Mikropipetlerin tıkanmış veya kırık uçlar da başarılı Elektroporasvon sürebiliyor. X&#39;in Koku alma organı in vivo elektroporasyon postmetamorphotic kurbağaların deri sert ve kolay bir mikropipet ile nüfuz edilemez çünkü laevis larva aşamasında sınırlıdır. Nöron in vivo görüntüleme derin beyin alanlarında ya da kan damarları ile uyarım / emisyon ışık saçılmasıyla engellenmiş edilebilir. Bu sorun, daha büyük bir beyin için daha yüksek bir larva aşamalarında, özellikle belirgin hale gelir ve ince aksonal süreçlerin açıkça tanımlanması daha zor hale gürültülü sinyallere neden olabilir. <p= &quot;jove_content&quot;&gt; Sunulan protokol izinler sınıf tüm hücre yama etiketleme gibi, hayvan diseksiyon etiketleme sırasında hücreler zarar, doku dilimleri hazırlamak veya alternatif yöntemleri için gerekli doku sabitleme olmadan sağlam koku sistemi duyusal nöronlar görselleştirmek için -clamp deneyleri 18. İn vivo zaman atlamalı görüntüleme ile veya çok az bir sensor nöronlarının etiketleme birleştirirken, bu uzun bir süre boyunca tek bir olgun duyu nöronlarının glomerüler bağlantıları görüntülemek mümkündür. Bu şekilde, bir kaç hafta boyunca olgunlaşmamış duyu nöronlarının akson projeksiyon desen gelişimini izlemek de mümkündür. Bu canlı bir hayvanda tek bir akson büyümesi düzeninin kaydedilerek olanak sağladığı için bu sonuncu seçenek, özellikle ilgi çekicidir. Bu akson rehberlik ve yol bulmanın kontrol hücresel ve moleküler mekanizmaları araştırmak için olasılık açılır. Koku reseptör ifadesi de dahil olmak üzere birçok faktör, çeşitli axon, rehberlik molekülleri ve duyu nöronlarının indüklenen-koku / spontan aktivite duyumsal nöron akson 4,5 hedef bulma regüle ettiği gösterilmiştir. Protokolün uygulanması koku duyusal nöronlar ile sınırlı değildir, aynı zamanda, örneğin, diğer hücre tipleri, çalışma için uygulanabilir., Gelişmekte olan beyin ya da koku ampul hücre mitral nörojenik bölgelerin / projenitör hücrelerini. Buna ek olarak gösterilen teknik de etiketli nöron ve / veya bağlı devre 7,19 ile ilgili işlevsel bilgi almak için zan-geçirgen kalsiyum boyalar kalsiyuma duyarlı dekstranlar ile kombinasyon halinde kullanılabilir ya da enjekte edilebilir. Dekstranlar bağlanmış florofor geniş kullanılabilirliği çoklu bireysel hücreler ya da farklı renklere sahip popülasyonlarının etiketleme izin verir. Ayrıca, flüoresan protein için, örneğin, kodlama için bir DNA çözeltisi, plazmit elektroporasyon için müsait olan ve bundan başka versatili artırabilirty ve tekniğin 6 kullanışlılığı. Protokol daha dekstranlar ve DNA ya da yüklü morpholinos birleşik elektroporasyon gen ekspresyonunu 13,17 işlemek için izin vermek için geliştirilmiş olabilir. Anlatılan yöntem kesinlikle kompleksi ve omurgalı koku sistemi aksonal rehberlik düzenleyen hala tam olarak anlaşılmış değildir süreçlerini araştırmak için yeni bir araç temsil eder.

The lifelong turnover of sensory neurons distinguishes the olfactory system from many other sensory and neuronal systems1,2. Newly formed sensory neurons are continuously generated in the basal portion of the olfactory epithelium3 and extend their axons into the olfactory bulb, the first relay station of the olfactory system4. However, the cellular and molecular mechanisms controlling the formation and maintenance of the olfactory map are far from being fully understood4,5.
Here, we describe a protocol for labeling sensory neurons of the olfactory organ of larval X. laevis by in vivo electroporation of fluorophore-coupled dextrans. The presented protocol allows visualization of axonal morphology and connectivity, track axonal development over time and study mechanisms regulating axonal wiring and guidance.
Electroporation is a well established method to introduce charged macromolecules, like dextran-coupled dyes and DNA, into cells6,7. The cell membrane is permeabilized by application of short voltage pulses and the molecules are electrophoretically delivered into the cytosol8. Spatially restricted electroporation using a micropipette permits selective labeling of cells including neurons and has been applied in various neuronal systems including the visual system of X. laevis9,10.
We show how the electroporated animals can be used to study axonal growth patterns and morphology in living animals using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. The described procedure allows identifying the coarse topology of axonal projections of sensory neurons of the main and accessory olfactory system11,12. Using in vivo time lapse imaging, it is also suitable to supervise the glomerular connections of single mature sensory neurons, and to monitor the evolution of the axonal projection patterns of immature sensory neurons12. The described protocol can be applied to investigate the structure and formation of olfactory circuits in the intact animal and can be adapted to other cell types within the olfactory and other neuronal systems.

<table><tbody><tr><td>SZX16</td><td>Olympus</td><td></td><td>Stereomicroscope with fluorescent illumination</td></tr><tr><td>Axon Axoporator 800A</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Single cell electroporator</td></tr><tr><td>ELP-01D</td><td>npi electronic</td><td></td><td>Electroporator</td></tr><tr><td>MMJ</td><td>M&amp;auml;rzh&amp;auml;user Wetzlar</td><td></td><td>Manual micromanipulator</td></tr><tr><td>P-1000</td><td>Sutter</td><td></td><td>Horizontal micropipette puller</td></tr><tr><td>G150F-4</td><td>Warner Instruments</td><td></td><td>Glass capillaries for electroporation pipette fabrication; internal filament makes backfilling easier</td></tr><tr><td>Alexa 488-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22910</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 546-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22911</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 568-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22912</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 594-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22913</td><td></td></tr><tr><td>TMR-dextran 3 kD (micro-Ruby)</td><td>Life Technologies</td><td>D7162</td><td></td></tr><tr><td>Microloader pipette tips</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Anesthetic; use gloves</td></tr><tr><td>A1-MP</td><td>Nikon</td><td></td><td>Multiphoton microscope</td></tr><tr><td>LSM 780</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Confocal microscope</td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td>Alternative software for neuronal tracing</td></tr></tbody></table>

the olfactory system as a model to study axonal growth patterns and morphology in vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

Açıklanan protokol, başarılı bir elektroporasyon ve anestezi X&#39;in koku alma sisteminin duyusal nöronların aksonal süreçleri in vivo görüntüleme uygulanabilir laevis, odaklı lazer-tarama veya multiphoton mikroskobu (Şekil 1) kullanılarak. Elektroporasyon fluoroforla birleştiğinde dekstranları girmek için ve hızla koku organın hücreleri içinde yayılmasını sağlar. Bu voltaj darbeleri tetikleyen sonra başarılı etiketleme doğrulamak için floresan aydınlatma uygulamak yararlı olacaktır. , Elektroporasyon parametrelerine bağlı olarak örn., Pipet direnci, hücreleri (Şekil 2A, B) ya da koku organın tek hücreler (Şekil 2C) grupları etiketlenir. Etiketli duyu nöronlarının akson koku sinir (Şekil 2B) olarak görülebilir ve aksonal işlemler başarılı Elektroporasyondan sonra, koku ampul de, genellikle 24 saat gözlenebilir(Şekil 3). Duyusal nöronların gruplarının Elektroporasyon koku ampul (Şekil 3A) içindeki kaba kablo desenleri görselleştirme sağlar. Tek hücre elektroporasyon koku ampul (Şekil 3C-E), glomeruler yapılar tek tek aksonal projeksiyon desenler, aksonal dallanma ve bağlantı araştırmak için uygulanabilir. X Şeffaf albino iribaşları vivo confocal veya anestezi tadpole bozulmamış beyin etiketli duyu nöronlarının multiphoton görüntülenmesinde laevis izni. Aynı etiketli duyu nöron (Şekil 4) in vivo görselleştirme tekrarlanan tarafından aksonal büyüme desen gelişimi birkaç gün / hafta içinde izlenebilir. Koku ampul akson desen önemli ölçüde değişebilir elektroporasyon zaman noktasında duyusal nöronun vadesine bağlı. Olgun nöronlar zaten bir tutam bulunuyor ayrıntılı akson dalları sahipglomerüllere bağlı ed alanları. Olgun nöronların aksonal büyüme paterni oldukça kararlı olduğunu, ancak akson dalları ve glomerüler kümelerinin inceliklerinin uzama (Şekil 4A-E) gözlenebilir. Duyu nöronlar, uzun süreler boyunca in vivo olarak görülebilir, örneğin., Üç haftadan daha uzun (Şekil 4F) elde edilir. Diğer taraftan, olgun olmayan nöron aksonları, bir araya getirilen arborizations sahip olmayan, ilk büyüme sürecinde hala ve henüz nihai glomerüler hedeflerine bağlı değil. Deneysel protokol, olgunlaşma sırasında bu nöronların gelişimini izlemeye olanak sağlar, örneğin., Akson uzama, çatallanma ve bir araya getirilen arborizations (Şekil 4 J-L) oluşturulması. Daha fazla örnek için de Hassenklöver ve Manzini 12 bkz. <img alt="Şekil 1," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig1highres.jpg" width="500"/&gt; Anestezi X&#39;in koku organı deneysel protokol Şekil 1. şematik genel bakış. (A) ana koku epiteli Duyu nöronları (MEB) veya vomeronasal organı (VNO) laevis larva fluoresan dekstran çözeltisi ile dolu bir cam pipet kullanılarak elektroporasyon yoluyla etiketlenir. Etiketli nöronların aksonları koku sinir (ON) ile takip ve sonunda koku ampul (OB) ulaşır. (B), larva anesteziye tabi tutulmuş ve işaretli sinir art arda belli bir zaman aralığında, bir eş odaklı veya multiphoton mikroskop kullanılarak incelenmiştir edilebilir. (C) işaretli hücrelerin aksonal büyüme kalıpları artan gelişimi hafta gün zaman dönemlerini kapsayan takip edilebilir. <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig2highres.jpg" width="500" /> Şekil 2. ElecKoku alma organı duyusal nöronların troporation. düşük dirençli bir pipet (A) Elektroporasyon koku organda birden fazla hücre etiketlenmesi yol açar. Bu temsilci örnekte birden fazla koku reseptörü nöronlar (ORNs, dolu ok başları) ve iki sütunlu şeklindeki destekleyici hücreleri (AVM&#39;ler, yıldız) boyandı. Kesikli çizgiler pipet direncini artırarak, etiketli hücrelerin sayısını sınırlar, koku epiteli (OE). (B) elektroporasyon parametreleri koyan örneğin. Sınırlarını ayırmak. Bu örnekte, tek bir duyu nöronu (dolu ok başları) ve bir bitişik destek hücresi (yıldız) elektroporasyon sonra boyandı. Koku epiteli (açık ok başları) bırakarak tek akson unutmayın. (C) Başarılı tek hücre elektroporasyon bireysel duyusal nöron (dolu ok başı) ve koku epiteli onun bağlı akson (açık ok başları) özel etiketleme yol açar. <strong&gt; (D) Tek etiketli akson (açık ok başları) koku ampul içine koku siniri (ON) üzerinden takip edilebilir. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig3highres.jpg" width="400" /> Şekil 3. eksize koku ampul koku alma akson projeksiyonlar görselleştirme. (A) koku ampul duyu nöronlarının aksonal projeksiyonlar kaba topoloji düşük direnç elektroporasyon pipetler kullanılarak görülebilir. Bir koku ampul hemisfer ve ilişkili koku sinir (ON) tasvir edilmektedir. Farklı fluorophoresle bağlanmış dört dekstranları Koku alma organı dört uzak yerlerde elktroporatlandı: Lateral (yeşil), orta (sarı), Moe (kırmızı) ve VNO (turuncu) medial. Bu aksesuar koku ampul (AOB) ve ana koku ampul (MOB) olarak üç ana projeksiyon alanları görselleştirme sağlar. <strong&gt; (B) koku ampul yapısı üzerine konmuş tek bir koku duyu nöronlarının Farklı aksonal büyüme modelleri. Tasvir çeşitli larva örneklerden elde edilen çok sayıda tek hücre boyamalar üç boyutlu yeniden inşa birleştirilir. Koku ampul içine çıkıntı ve küresel glomerül (dolu ok başları) püsküllü arborizations / sinaps oluşturan tek bir koku akson (CE) Örnekler. X dikkat ediniz koku aksonlar (dolu ok başları da Hassenklöver ve Manzini 12), bir, iki veya çoklu glomerül bağlanmadan önce düzenli (açık ok uçları) iki kola ayrılmış laevis. <img alt="Şekil 4," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig4highres.jpg" width="500" /> Tek bir koku nöron akson vivo time-lapse görüntüleme Şekil 4.. (AE)Başarılı tek hücre Elektroporasyondan sonra etiketli akson defalarca koku ampul (OB) olarak görülebilir. Bu örnek, bir hafta boyunca araştırılmıştır bağımsız bir akson göstermektedir. Genel morfolojisi önemli ölçüde değişmez ve iki büyük dallanma noktaları (açık ok başları) tespit edilebilir. Diğer iki glomerüler kümeleri sabit (yıldız) olarak kalır süresi boyunca, tek bir glomerüler elyaf, sürekli bir azalma (dolu ok başı) maruz unutmayın. (FI) Bu temsili bir örneği, uzun süreli gözlemlerin canlılığını gösteren bu spesifik akson araştırılmıştır olarak fazla üç hafta boyunca. Büyüme modelinin belirgin bir değişiklik tespit edilebilir. (JL) büyüme sürecinde olgunlaşmamış duyusal akson bir örnek tasvir edilmiştir. Henüz glomerüllere ve karakteristik glomerüler püskülleri eksik bağlı değil. Aksonal dalları uzatılmış 5 gün sonra, akson birden çok kez, ince arborizations olan çatalkurdu.

Watch this Scientific Journal Video about The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo at JoVE.com

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Bir Model Olarak Koku Sistemi Akson Büyüme Modelleri ve Morfoloji Eğitim için<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

the-olfactory-system-as-model-to-study-axonal-growth-patterns

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

10.9K Görüntüleme.  University of Göttingen. We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Video: The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Koku Duyu Nöronlar lentivirüs aracılı Genetik Manipülasyon ve Görselleştirme In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Nörobilim

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

Kültür Yetişkin Dorsal Root Ganglion Nöronlar ile Axon Rejenerasyon Genetik Çalışma

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Serebellar Aksonlar Lazer Nanosurgery<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

An Explant System for Time-Lapse Imaging Studies of Olfactory Circuit Assembly in Drosophila

~Neurons are precisely interconnected to form circuits essential for the proper function of the brain. The Drosophila olfactory system provides an excellent model to investigate this process since 50 types of olfactory receptor neurons (ORNs) from the antennae and maxillary palps project their axons to 50 identifiable glomeruli in the antennal lobe and form synaptic connections with dendrites from 50 types of second-order projection neurons (PNs). Previous studies mainly focused on identifying important molecules that regulate the precise targeting in the olfactory circuit using fixed tissues. Here, an antennae-brain explant system that recapitulates key developmental milestones of olfactory circuit assembly in culture is described. Through dissecting the external cuticle and cleaning opaque fat bodies covering the developing pupal brain, high quality images of single neurons from live brains can be collected using two-photon microscopy. This allows time-lapse imaging of single ORN axon targeting from live tissue. This approach will help reveal important cell biological contexts and functions of previously identified important genes and identify mechanisms underpinning the dynamic process of circuit assembly.

An Explant System for Time-Lapse Imaging Studies of Olfactory Circuit Assembly in Drosophila

This protocol describes the dissection procedure, culture condition, and live imaging of an antennae-brain explant system for the study of the olfactory circuit assembly.

Drosophila'da Koku Alma Devresi Düzeneğinin Hızlandırılmış Görüntüleme Çalışmaları için Bir Explant Sistemi

~Neurons are precisely interconnected to form circuits essential for the proper function of the brain. The Drosophila olfactory system provides an ...

Gelişim Biyolojisi

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Koku Meşfatının Olfaktör Duyusal Akson Moleküler Kimlik Kodlarının Görselleştirilmesi İçin Dörtlü İmmün Sulanması

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Visualization of Thalamocortical Axon Branching and Synapse Formation in Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) axons form branches and synapses in specific layers of the cerebral cortex. Despite the obvious spatial correlation between axon branching and synapse formation, the causal relationship between them is poorly understood. To address this issue, we recently developed a method for simultaneous imaging of branching and synapse formation of individual TC axons in organotypic cocultures.
This protocol describes a method which consists of a combination of an organotypic coculture and electroporation. Organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex facilitate gene manipulation and observation of axonal processes, preserving characteristic structures such as laminar configuration. Two distinct plasmids encoding DsRed and EGFP-tagged synaptophysin (SYP-EGFP) were co-transfected into a small number of thalamic neurons by an electroporation technique. This method allowed us to visualize individual axonal morphologies of TC neurons and their presynaptic sites simultaneously. The method also enabled long-term observation which revealed the causal relationship between axon branching and synapse formation.

This protocol describes a method for simultaneous imaging of thalamocortical axon branching and synapse formation in organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex. Individual thalamocortical axons and their presynaptic terminals are visualized by a single cell electroporation technique with DsRed and GFP-tagged synaptophysin.

Görselleştirme Thalamocortical Axon dallanma ve sinaps oluşumunda Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) ...

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as accessibility to numerous imaging approaches, electrophysiological techniques and behavioral assays. The Xenopus tadpole olfactory system is particularly well suited to investigate the function of synapses established during normal development or reformed after injury. Here, we describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae. We outline a combination of in vivo measurements of presynaptic calcium responses in glomeruli of the olfactory bulb with olfactory-guided behavior assays. Methods can be combined with the transection of olfactory nerves to study the rewiring of synaptic connectivity. Experiments are presented using both wild-type and genetically modified animals expressing GFP reporters in central nervous system cells. Application of the approaches described to genetically modified tadpoles can be useful for unraveling the molecular bases that define vertebrate behavior.

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system in vivo. We describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae in normal rearing conditions or after injury.

Fonksiyonel yaşam Xenopus kurbağa yavrularını koku yollar değerlendirilmesi

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as ...

Ex Vivo Oculomotor Slice Culture from Embryonic GFP-Expressing Mice for Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon guidance, has not been fully elucidated. This is partly due to technical limitations of traditional axon guidance assays. To identify additional axon guidance cues influencing the oculomotor nerve, an ex vivo slice assay to image the oculomotor nerve in real-time as it grows towards the eye was developed. E10.5 IslMN-GFP embryos are used to generate ex vivo slices by embedding them in agarose, slicing on a vibratome, then growing them in a microscope stage-top incubator with time-lapse photomicroscopy for 24-72 h. Control slices recapitulate the in vivo timing of outgrowth of axons from the nucleus to the orbit. Small molecule inhibitors or recombinant proteins can be added to the culture media to assess the role of different axon guidance pathways. This method has the advantages of maintaining more of the local microenvironment through which axons traverse, not axotomizing the growing axons, and assessing the axons at multiple points along their trajectory. It can also identify effects on specific subsets of axons. For example, inhibition of CXCR4 causes axons still within the midbrain to grow dorsally rather than ventrally, but axons that have already exited ventrally are not affected.

An ex vivo slice assay allows oculomotor nerve outgrowth to be imaged in real time. Slices are generated by embedding E10.5 IslMN:GFP embryos in agarose, slicing on a vibratome, and growing in a stage-top incubator. The role of axon guidance pathways is assessed by adding inhibitors to the culture media.

Olomotor sinir gelişimi için zaman aşımı görüntüleme için embriyonik GFP-Ifade fareler dan ex vivo okülomotor dilim kültürü

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon ...

Coculture of Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons with Olfactory Ensheathing Glia, as an In Vitro Model of Adult Axonal Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory bulb. Throughout adult life, they are key for axonal growing of newly generated olfactory neurons, from the lamina propria to the ONL. Due to their pro-regenerative properties, these cells have been used to foster axonal regeneration in spinal cord or optic nerve injury models.
We present an in vitro model to assay and measure OEG neuroregenerative capacity after neural injury. In this model, reversibly immortalized human OEG (ihOEG) is cultured as a monolayer, retinas are extracted from adult rats and retinal ganglion neurons (RGN) are cocultured onto the OEG monolayer. After 96 h, axonal and somatodendritic markers in RGNs are analyzed by immunofluorescence and the number of RGNs with axon and the mean axonal length/neuron are quantified.
This protocol has the advantage over other in vitro assays that rely on embryonic or postnatal neurons, that it evaluates OEG neuroregenerative properties in adult tissue. Also, it is not only useful for assessing the neuroregenerative potential of ihOEG but can be extended to different sources of OEG or other glial cells.

We present an in vitro model to assess olfactory ensheathing glia (OEG) neuroregenerative capacity, after neural injury. It is based on a coculture of axotomized adult retinal ganglion neurons (RGN) on OEG monolayers and subsequent study of axonal regeneration, by analyzing RGN axonal and somatodendritic markers.

Beyazlatılmış Sıçan Retinal Ganglion Nöronlarının Koku Alma Ensheathing Glia ile Birlikte, Yetişkin Aksonal Rejenerasyonun In Vitro Modeli Olarak

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory ...

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones -the sensory structures located at the distal tips of developing axons- execute this process. Studying the structure and dynamics of the growth cone is crucial to understanding axonal development and the interactions with the surrounding central nervous system (CNS) that enable it to form neural circuits. This is essential when devising methods to reintegrate axons into neural circuits following injury in fundamental research and pre-clinical contexts. Thus far, the general understanding of growth cone dynamics is primarily founded on studies of neurons cultured in two dimensions (2D). Although undoubtedly fundamental to the current knowledge of growth cone structural dynamics and response to stimuli, 2D studies misrepresent the physiological three-dimensional (3D) environment encountered by neuronal growth cones in intact CNS tissue. More recently, collagen gels were employed to overcome some of these limitations, enabling the investigation of neuronal development in 3D. However, both synthetic 2D and 3D environments lack signaling cues within CNS tissue, which direct the extension and pathfinding of developing axons. This protocol provides a method for studying axons and growth cones using organotypic brain slices, where developing axons encounter physiologically relevant physical and chemical cues. By combining fine-tuned in utero and ex utero electroporation to sparsely deliver fluorescent reporters along with super-resolution microscopy, this protocol presents a methodological pipeline for the visualization of axon and growth cone dynamics in situ. Furthermore, a detailed toolkit description of the analysis of long-term and live-cell imaging data is included.

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

This protocol demonstrates a straightforward and robust method to study in situ axon growth and growth cone dynamics. It describes how to prepare ex vivo physiologically relevant acute brain slices and provides a user-friendly analysis pipeline.

Yerinde Akut Ex Vivo Embriyonik Beyin Dilimi Kültürlerinde Akson Büyümesi ve Büyüme Koni Dinamiğinin Görselleştirilmesi

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones ...

Bir Model Olarak Koku Sistemi Akson Büyüme Modelleri ve Morfoloji Eğitim için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Koku Duyu Nöronlar lentivirüs aracılı Genetik Manipülasyon ve Görselleştirme In vivo