Name: surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane
Uploaded: 2015-03-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane at JoVE.com

This work is supported by an R21 grant from the National Institutes of Health and by a grant from Hearing Research, Incorporated.

NOT: NIH etik kurallar ve Kaliforniya Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu, San Francisco onaylanan protokol şartlarına uyulması Tüm prosedürler ve hayvan taşıma. 1. Cerrahi Hayvan Hazırlama <ol><li> Temiz, özel alanda cerrahi işlemleri yürütmek. Ameliyat öncesinde bir cam boncuk sterilizatör ile sterilize, tüm cerrahi aletler otoklav. NOT: Bu protokolde, doğum sonrası geçen gün 10-12 (P10-12) FVB fareler kullanın. Farklı yaş ve farelerin suşları belirli bir projenin ihtiyaçlarını karşılamak için kullanılabilir. Bül kemik zorlaşıyor çünkü P40 daha yaşlı Fareler zor olabilir. </li><li> Ketamin hidroklorür (100 mg / kg), ksilazin hidroklorür (10 mg / kg) ve asepromazin (2 mg / kg) karışımı intraperitoneal enjeksiyonu ile farelere anestezi. Hayvan artık böyle ayak tutam gibi ağrılı uyaranlara, cevap sonra cerrahi hazırlık başlayın. Eğer Mutlakay orijinal anestezi uçağı geri anestezik kokteyl bir rapel doz (beşte biri orijinal doz) yönetmek. NOT: Bu yaşta görülen mortalitenin en anestezik doz aşımı nedeniyle çünkü bu aşamada dikkat edin. </li><li> Hayvanın göz kırpma refleksi baskılayarak, anestezi sırasında gözleri nemli tutmak için koruyucu bir oftalmik merhem ile hayvanın gözlerini örtün. </li><li> Fare tamamen uyanık olduğu kadar anestezi sonrası hipotermi önlemek için, işlem boyunca bir ısıtma yastığı genişletilmiş boyun ile fare yerleştirin. </li><li> Bir kesme makinesi ile sol sonrası kulaktan bölgeyi Tıraş ve cerrahi manipülasyon öncesi% 70 etanol ve povidon-iyot ile dezenfekte edin. </li></ol> 2. Cerrahi Prosedür ve Vektör Enjeksiyon <ol><li> Timpanik bülü maruz sonrası aurikular yaklaşımı kullanın. Post-aurikular kas maruz küçük makas ile deri altı doku İnsizyon. Adipoz dokusu geri çekilmeden inci sonraKesi e arka tarafında, zamansal kemik açığa kesi dik sağ ve sol tarafına kasları ayrı. Bu kesi yeterli görselleştirme ile rahat çalışmak için yeterince uzun olduğundan emin olun. </li><li> 25 G iğne ile kulak bülü perfore ve koklea bazal dönüş erişime izin vermek için geri kemik soyulması ile forseps ile gerekli delik genişletin ve sonra da stapes arter ve yuvarlak pencere membranı görselleştirmek için yeterince genişletmek (RWM) . </li><li> Bir borosilikat kılcal pipet ile merkezde hafifçe RWM delinme. Bu noktada RWM yoluyla sıvı akışını gözlemlemek; Bu normaldir. Akış stabilize kadar bekleyin (koklea gelen effluxed sıvı steril bir filtre kağıdı ile kurutulur). NOT: tutma ve RWM perforasyon mümkün olduğunca küçük olması, böylece cam iğne ilerleyen dikkatli olun. Kullanılan mikroskop bağlı olarak, pipetler, bir pipet kullanarak bir micromanipulator kullanarak veya elle tutuntutucu. </li><li> Aynı şekilde yama kelepçe pipetler hazırlanır çektirmenin bir pipet kullanarak enjeksiyon için pipetler hazırlayın. Uç çapı büyük (yaklaşık 15 mikron çapında), dışarı virüs pipetle ve kolayca yapılır böylece olduğundan emin olun. </li><li> Bir enjeksiyon pipet içine AAV1-VGLUT3, AAV1-GFP veya AAV2-GFP 1 ila 2 ul kadar çizin. Akış (5 dakika 10) stabilize microinject aynı delikten skala timpani&#39;ye içine bu sabit bir hacim, daha önce RWM yapılır sonra. </li><li> Kas küçük bir fiş ile pipet çekerek sonra hızla RW niş Seal ve yuvarlak penceresinden sızıntıyı önlemek için kas üzerine yerleştirilen doku yapıştırıcı küçük bir damla ile sabitleyin. Not: çok iyi iğne koklea-Bu aşama bir perilenf sızıntıyı önlemek için kas küçük bir tıpa ile kaldırıldıktan sonra, bu delik Seal işitme korumak için önemlidir. Sızdırmaz takdirde tamamen RWM zaman içinde işitme kaybı ile sonuçlanacaktır. </li><li> Enjeksiyon sonrası, kapakadipoz dokusu ile işitsel bül delik, normal pozisyona sonrası aurikular kasları ve adipoz dokusu dönmek ve 6-0 ya da daha küçük emilebilir kromik sütür ile katmanlar halinde yara sütür. </li><li> Povidon-iyot ile yarayı dezenfekte edin. </li></ol> 3. Ameliyat Sonrası Bakım <ol><li> Sıcak kafeste fareler yerleştirin ve tam geri anne ile taşıyabilirsiniz kurtarıldı kadar onları yalnız bırakmayın. Bu anne ile geri yavrular koymadan önce kafesinden erkek kaldırmak için tavsiye edilir. </li><li> Inflamasyon ve ağrı yönetmek için deri altına karprofen postoperatif analjezi ve 3 gün boyunca her 24 saat için (2 mg / kg), yönetme. Sıkıntı, anormal kilo kaybı, ağrı, ya da enfeksiyon belirtileri günlük hayvanları izleyin. Genellikle tüm fareler normal hareket edilmelidir ameliyat sonrası 3. gün. Sıkıntı veya hastalık belirtileri 3. günden sonra bir fare görünüyorsa, t euthanizing düşününkurumsal kurallarına göre o fare. </li></ol> İşitsel Beyin Sapı Yanıtı (ABR) Kayıtlar kullanma Viral Teslimat ardından Koklear Fonksiyon 4. Değerlendirme NOT: işitsel beyin sapı cevabı (ABR) işitsel bir kafa derisi altına yerleştirilen elektrotlar aracılığıyla beynin devam eden elektriksel aktivite çıkarılan ve kaydedilen potansiyeli uyarılmış olduğunu. Hayvan sesi ile uyarılır. Elde edilen kayıt işitsel uyarının başlamasından sonra ilk 10 msn işitsel yolda ardışık noktaları elektriksel aktivitesini yansıtan beş dalgalar oluşur. <ol><li> Asepromazin olmaması haricinde, bu protokolün Bölüm 1.2&#39;de tarif edildiği gibi ketamin hidroklorür ve ksilazin hidroklorür intraperitoneal enjeksiyonu ile farelere anestezi. </li><li> Fare tamamen uyanık olduğu kadar anestezi sonrası hipotermi önlemek için, işitme testi boyunca bir ısıtma yastığı üzerinde fare yerleştirin. NOT: kullanBu deneyde aşağıdaki ses uyaranlar: (; 31 Hz sunum hızı 5 ms süresi) tıklayın. </li><li> Sol kulakta (referans) kepçesi altında, tepe de deri altı iğne elektrotları yerleştirin ve kontralateral kulakta altında (toprak) ve daha önce bir ses geçirmez odasına 27,28 açıklandığı gibi kayıt ABRS başlar. Aşağı maksimum genlik 5 dB ses basınç seviyesi aralıklarla Tutanak ABR dalga. </li><li> ABR eşik Ameliyat sonrası erken 4 gün olarak viral doğumdan sonra belirleyin NOT: Eşik dalgalar için zirveleri tepki hangi düşük uyarıcı seviyesi olarak tanımlanan I-V açıkça ve görsel inceleme üzerine tekrar tekrar mevcut. </li><li> Ben koklear sinir aktivitesini analiz Dalga ölçün. saptanabilir ABR dalga verir düşük uyaran eşik seviyesi olarak tanımlanır. </li></ol> Immunofluorescence Kullanılması 5. Koklear Transgen Protein Ekspresyonu <ol><li> Intrap aşırı dozda fareler uyutmakketamin hidroklorür ve ksilizin hidroklorür karışımı eritoneal enjeksiyon asepromazin olmadan hariç, bu protokolün Bölüm 1.2&#39;de açıklandığı gibi. </li><li> Hayvan artık böyle ayak tutam gibi ağrılı uyaranlara, cevap sonra başını başını kesmek. </li><li> 26 anlatıldığı gibi tüm montaj Immünofloresan için dışarı ve süreç cochleae incelemek. Anti-VGLUT3 ve anti-miyozin 7a antikorları kullanılarak koklear tüm montaj imünofloresans ayrıntılı bir protokol Akil ve diğ., 2013, 29 tarif edilmiştir. </li><li> 250 seyreltme GFP etiketleme için, 1 ile bir tavşan anti-GFP antikor ile 4 ° C&#39;de bir gece boyunca koklear tam bağlar inkübe edin. </li><li> PBS içinde 4000: PBS ile 10 dakika boyunca iki kez cochleae yıkayın ve daha sonra 2&#39;ye ait konjuge keçi anti-tavşan IgG 2 saat süreyle inkübe 1 seyreltilmiştir. </li><li> 10 dakika boyunca PBS ile iki kez cochleae yıkayın ve 15 dakika boyunca DAPI ile inkübe edilir. </li><li> Cam slaytlar cochleae monte ve und gözlemlemekkonfokal immünflörosans bir mikroskop er. </li></ol>

<ol>
	<li>Jero, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+gene+delivery+through+an+intact+round+window+membrane+in+mouse.">Cochlear gene delivery through an intact round window membrane in mouse.</a> Hum. Gene Ther. 12 (5), 539-548 (2001).</li><li>Nam, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+adeno-associated+virus+serotype+8,+a+gene+therapy+vector.">Structure of adeno-associated virus serotype 8, a gene therapy vector.</a> J. Virol. 81 (22), 12260-12271 (2007).</li><li>Ryan, A. F., Mullen, L. M., Doherty, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+targeting+for+cochlear+gene+therapy.">Cellular targeting for cochlear gene therapy.</a> Adv Otorhinolaryngol. 66, 99-115 (2009).</li><li>Xia, L., Yin, S., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inner+ear+gene+trasfection+in+neonatal+mice+using+adeno-associate+viral+vwctor:+a+comparison+of+two+approaches.">Inner ear gene trasfection in neonatal mice using adeno-associate viral vwctor: a comparison of two approaches.</a> PLoS One. 7 (8), e43218 (2012).</li><li>Husseman, J., Raphael, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+in+the+inner+ear+using+adenovirus+vectors.">Gene therapy in the inner ear using adenovirus vectors.</a> AdvOtorhinolaryngol. 66, 37-51 (2009).</li><li>Ballana, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+and+specific+transduction+of+cochlear+supporting+cells+by+adeno-associated+virus+serotype+5.">Efficient and specific transduction of cochlear supporting cells by adeno-associated virus serotype 5.</a> Neurosci. Lett. 442 (2), 134-139 (2008).</li><li>Praetorius, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenoviral+vectors+for+improved+gene+delivery+to+the+inner+ear.">Adenoviral vectors for improved gene delivery to the inner ear.</a> Hear. Re. 248 (1-2), 31-38 (2009).</li><li>Kay, M. A., Glorioso, C. G., Naldini, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+vectors+for+gene+therapy:+the+art+of+turning+infectious+agents+into+vehicles+of+therapeutics.">Viral vectors for gene therapy: the art of turning infectious agents into vehicles of therapeutics.</a> Nature Medicine. 7 (1), 33-40 (2001).</li><li>Kesser, B. W., Lalwani, A. K., Ryan, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Therapy+and+Stem+Cell+Transplantation:+Strategies+for+Hearing+Restoration.">Gene Therapy and Stem Cell Transplantation: Strategies for Hearing Restoration.</a> Adv Otorhinolaryngol. 66, 64-86 (2009).</li><li>Cooper, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+delivery+of+the+caspase+inhibitor+XIAP+protects+against+cisplatin+ototoxicity.">AAV-mediated delivery of the caspase inhibitor XIAP protects against cisplatin ototoxicity.</a> Otol. Neurotol. 27 (4), 484-490 (2006).</li><li>Gratton, M. A., Salvi, R. J., Kamen, B. A., Saunders, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+cisplatin+and+noise+on+the+peripheral+auditory+system.">Interaction of cisplatin and noise on the peripheral auditory system.</a> Hear. Res. 50 (1-2), 211-223 (1990).</li><li>Lalwani, A. K., Walsh, B. J., Reilly, P. G., Muzyczka, N., Mhatre, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+in+vivo+gene+therapy+for+hearing+disorders:+introduction+of+adeno-associated+virus+into+the+cochlea+of+the+guinea+pig.">Development of in vivo gene therapy for hearing disorders: introduction of adeno-associated virus into the cochlea of the guinea pig.</a> Gene Ther. 3 (7), 588-592 (1996).</li><li>Kesser, B. W., Hashisaki, G. T., Holt, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Transfer+in+Human+Vestibular+Epithelia+and+the+Prospects+for+Inner+Ear+Gene+Therapy.">Gene Transfer in Human Vestibular Epithelia and the Prospects for Inner Ear Gene Therapy.</a> Laryngoscope. 118 (5), 821-831 (2008).</li><li>Izumikawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+hair+cell+replacement+and+hearing+improvement+by+Atoh1+gene+therapy+in+deaf+mammals.">Auditory hair cell replacement and hearing improvement by Atoh1 gene therapy in deaf mammals.</a> Nat. Med. 11 (3), 271-276 (2005).</li><li>Praetorius, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenovector-mediated+hair+cell+regeneration+is+affected.">Adenovector-mediated hair cell regeneration is affected.</a> Acta Otolaryngol. 130 (2), 215-222 (2009).</li><li>Friedman, L. M., Dror, A. A., Avraham, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+to+study+inner+ear+development+and+hereditary+hearing+loss.">Mouse models to study inner ear development and hereditary hearing loss.</a> Int. J. Dev. Biol. 51 (6-7), 609-631 (2007).</li><li>Chang, E. H., Van Camp, G., Smith, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+connexins+in+human+disease.">The role of connexins in human disease.</a> Ear Hear. 24 (4), 314-323 (2003).</li><li>Cohen-Salmon, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+ablation+of+connexin26+in+the+inner+ear+epithelial+gap+junction+network+causes+hearing+impairment+and+cell+death.">Targeted ablation of connexin26 in the inner ear epithelial gap junction network causes hearing impairment and cell death.</a> Curr. Biol. 12 (13), 1106-1111 (2002).</li><li>Nickel, R., Forge, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gap+junctions+and+connexins+in+the+inner+ear:+their+roles+in+homeostasis+and+deafness.">Gap junctions and connexins in the inner ear: their roles in homeostasis and deafness.</a> Curr. Opin. Otolaryngol. Head Neck Surg. 16 (5), 452-457 (2008).</li><li>Lv, P., Wei, D., Yamoah, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv7-type+channel+currents+in+spiral+ganglion+neurons:+involvement+in+sensorineural+hearing+loss.">Kv7-type channel currents in spiral ganglion neurons: involvement in sensorineural hearing loss.</a> J. Biol. Chem. 285 (45), 34699-34707 (2010).</li><li>Leibovici, M., Safieddine, S., Petit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+for+human+hereditary+deafness.">Mouse models for human hereditary deafness.</a> Curr. Top. Dev. Biol. 84, 385-429 (2008).</li><li>Dror, A. A., Avraham, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hearing+loss:+mechanisms+revealed+by+genetics+and+cell+biology.">Hearing loss: mechanisms revealed by genetics and cell biology.</a> Annu. Rev. Genet. 43, 411-437 (2009).</li><li>Richardson, G. P., de Monvel, J. B., Petit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+the+genetics+of+deafness+illuminates+auditory+physiology.">How the genetics of deafness illuminates auditory physiology.</a> Annu. Rev. Physiol. 73, 311-334 (2011).</li><li>Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+surgical+approach+appropriate+for+targeted+cochlear+gene+therapy+in+the+mouse.">A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse.</a> Hearing Research. 151 (1-2), 106-114 (2001).</li><li>Seal, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensorineural+deafness+and+seizures+in+mice+lacking+vesicular+glutamate+transporter+3.">Sensorineural deafness and seizures in mice lacking vesicular glutamate transporter 3.</a> Neuron. 57 (2), 263-275 (2008).</li><li>Akil, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restoration+of+hearing+in+the+VGLUT3+knockout+mouse+using+virally+mediated+gene+therapy.">Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy.</a> Neuron. 75 (2), 283-293 (2012).</li><li>Akil, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progressive+deafness+and+altered+cochlear+innervation+in+knock-out+mice+lacking+prosaposin.">Progressive deafness and altered cochlear innervation in knock-out mice lacking prosaposin.</a> J. Neurosci. 26 (5), 13076-13088 (2006).</li><li>Fremeau, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vesicular+glutamate+transporters+1+and+2+target+to+functionally+distinct+synaptic+release+sites.">Vesicular glutamate transporters 1 and 2 target to functionally distinct synaptic release sites.</a> Science. 304 (5678), 1815-1819 (2004).</li><li>Akil, O., Lustig, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Cochlear+Whole+Mount+Immunofluorescence.">Mouse Cochlear Whole Mount Immunofluorescence.</a> Bio-protocol. , (2013).</li><li>Kho, S. T., Pettis, R. M., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlea+microinjection+and+its+effects+upon+auditory+function+in+guinea+pig.">Cochlea microinjection and its effects upon auditory function in guinea pig.</a> Eur Arch Otorhinolaryngol. 257 (9), 469-472 (2000).</li><li>Iizuka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+in+vivo+delivery+of+transgene+via+adeno-associated+virus+into+supporting+cells+of+the+neonatal+mouse+cochlea.">Noninvasive in vivo delivery of transgene via adeno-associated virus into supporting cells of the neonatal mouse cochlea.</a> Hum. Gene Ther. 19 (4), 384-390 (2008).</li><li>Kilpatrick, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+virus-mediated+gene+delivery+into+the+scala+media+of+the+normal+and+deafened+adult+mouse+ear.">Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear.</a> Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).</li><li>Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inner+Ear+Transgene+Expressionafter+Adenoviral+Vector+Inoculation+in+the+Endolymphatic+Sac+Hum.">Inner Ear Transgene Expressionafter Adenoviral Vector Inoculation in the Endolymphatic Sac Hum.</a> Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).</li><li>Praetorius, M., Baker, K., Weich, C. M., Plinkert, P. K., Staecker, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hearing+preservation+after+inner+ear+gene+therapy:+the+effect+of+vector+and+surgical+approach.">Hearing preservation after inner ear gene therapy: the effect of vector and surgical approach.</a> ORL J. Otorhinolaryngol. Relat. Spec. 65 (4), 211-214 (2003).</li><li>Carvalho, G. J., Lalwani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+cochleaostomy+and+intracochlear+infusion+on+auditory+brain+stem+response+threshold+in+the+guinea+pig.">The effect of cochleaostomy and intracochlear infusion on auditory brain stem response threshold in the guinea pig.</a> Am. J. Otol. 20 (1), 87-90 (1999).</li><li>Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Functional+and+Structural+Outcome+of+Inner+Ear+Gene+Transfer+via+the+Vestibular+and+Cochlear+Fluids+in+Mice.">The Functional and Structural Outcome of Inner Ear Gene Transfer via the Vestibular and Cochlear Fluids in Mice.</a> Mol. Ther. 4 (6), 575-585 (2001).</li><li>Lalwani, A. K., Han, J. J., Walsh, B. J., Zolotukhin, S., Muzyczka, N., Mhatre, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Green+fluorescent+protein+as+a+reporter+for+gene+transfer+studies+in+the+cochlea.">Green fluorescent protein as a reporter for gene transfer studies in the cochlea.</a> Hear Res. 114 (1-2), 139-147 (1997).</li><li>Lalwani, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+in+vivo+cochlear+transgene+expression+mediated+by+recombinant+adeno-associated+virus.">Long-term in vivo cochlear transgene expression mediated by recombinant adeno-associated virus.</a> Gene Ther. 5 (2), 277-281 (1998).</li><li>Raphael, Y., Frisancho, J. C., Roessler, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenoviral-mediated+gene+transfer+into+guinea+pig+cochlear+cells+in+vivo.">Adenoviral-mediated gene transfer into guinea pig cochlear cells in vivo.</a> Neurosci. Lett. 207 (2), 137-141 (1996).</li><li>Weiss, M. A., Frisancho, J. C., Roessler, B. J., Raphael, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+mediated+gene+transfer+in+the+cochlea.">Viral mediated gene transfer in the cochlea.</a> Int. J. Dev. Neurosci. 15 (4=5), 577-583 (1997).</li><li>Pettis, R. M., Han, J. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracochlear+infusion+of+recombinant+adeno+associated+virus:+Analysis+of+its+dissemination+to+near+and+distant+tissues.">Intracochlear infusion of recombinant adeno associated virus: Analysis of its dissemination to near and distant tissues.</a> Assoc. Res. Otolaryngol. Abstr. 21, 673 (1998).</li><li>Konish, i. M., Kawamoto, K., Izumikawa, M., Kuriyama, H., Yamashita, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+into+guinea+pig+cochlea+using+adeno-associated+virus+vectors.">Gene transfer into guinea pig cochlea using adeno-associated virus vectors.</a> J. Gene Med. 10 (6), 610-618 (2008).</li><li>Kaplitt, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+gene+expression+and+phenotypic+correction+using+adeno-associated+virus+vectors+in+the+mammalian+brain.">Long-term gene expression and phenotypic correction using adeno-associated virus vectors in the mammalian brain.</a> Nature Genetics. 8 (2), 148-154 (1994).</li></ol>

No conflicts of interest declared.

Bu çalışmada, ayrıntılı olarak yeniden veya bir genetik kusur tarafından tehlikeye normal işitsel fonksiyon kurtarmak amacı ile, koklear gen terapisi için kullanılan bir tekniği açıklar. Genellikle atravmatik olduğu için, bu yaklaşım koklear gen transferi ya da diğer olası moleküler tedaviler 30 için güvenlidir. Koklear tedavisi için başka bir yaklaşım, ventral yaklaşımla 24, fare ve gine domuzunda kokleostomisi 31,32 ve endolenfatik kese teslimat 33</su...

Gen tedavisi uzun genetik işitme kaybı için potansiyel bir tedavi olarak öne sürülmüştür, ancak bu alanda başarı 1 zor kalmıştır. Bugüne kadar, viral aracılı metodolojiler nispeten ulaşılmaz koklea içinde belirli hücre türlerini hedef teorik yeteneği nedeniyle hakim olması. Her iki adenovirüs (AV), adeno-bağlantılı virüs (AAV), koklear gen aktarımı için kullanılmıştır. AAVler bir takım nedenlerden için kokleadaki avantajlıdır. Onlar çoğaltma eksikliği virüsler ve verimli nöronlar, işitme kaybının nedenleri bir dizi için önemli bir hedef gibi farklı hücre tiplerine transgenik molekülleri aktarabilirsiniz. Hücreye AAV giriş spesifik reseptörler 2 aracılık eder; hücre tipleri transduse edilmesi ile, böylece, belirli bir serotip tercih uyumlu olmalıdır. AAVler etkili saç hücreleri 3 transfekte Transformatörün istikrarlı, uzun vadeli ifade Elde edilen konakçı genomu içine dahil edilebilirnsgenic proteini ve hücre 4 fenotipik bir değişiklik. Bu tür saç hücre yenilenmesi gibi kısa süreli uygulamalar için gerekli olmayan, avantajlı olmasına rağmen, uzun vadeli ifade, genetik kusurların sabit kurtarma için çok önemlidir. AAVler herhangi bir insan hastalık ya da enfeksiyon ile bağlantılı hiçbir ototoksisiteye 5,6,7 göstermeyen, çünkü bunlar kaybı 8 işitme kalıtsal formları için gen terapisinde kullanım için ideal bir aday olup. Viral vektörleri kullanılarak memeli iç kulak içine egzojen genetik madde aktarımı son on yıl içinde incelenmiştir ve zarar 9 işitme genetik ve elde edilen her iki formu da tedavisi için ümit vaadeden bir teknik olarak ortaya çıkmaktadır. koklea potansiyel çeşitli nedenlerle, gen terapisi için ideal bir hedeftir: küçük hacimli gerekli virüs sınırlı miktarda gerektiren 1); Diğer organ sistemleri limitleri yan etkilerinden 2) göreceli izolasyon; ve 3) kendi sıvı dolu odaları viral kolaylaştırmakLabirent 10, 11,12,13,14, 15 boyunca teslim. Konjenital sağırlık Fare modelleri sistematik, yinelenebilir bir şekilde iç kulak gelişimini izlemek için çalışmanın birçok yöntem kullanımına izin verir. Fare cochleae küçük boyutu, bazı cerrahi zorluk sunmak yok iken, fare diğer türlerin üzerinde 16 çeşitli deneysel avantajları ile genetik işitme kaybı çalışmada son derece önemli bir model olarak hizmet vermektedir. Fare modelleri genetik bağlantı analizi, detaylı morfolojik gözlemler toplanması ve patojenik senaryoları simüle edilerek özellikleri bir dizi değerlendirilmesine olanak; gibi, bu viral olarak aracılık edilen, gen terapisi için iyi adaylardır. Teknolojik gelişmeler ile birlikte farelerde Kapsamlı genetik çalışmalar mümkün laboratuvarlarda 17,18, 19, 20,21 arasında bir tekrarlanabilir şekilde genetiği değiştirilmiş fareler üretmek için yaptık. Furthermorhem edinilmiş ve bu hayvan modelinde 22, 23,24 titiz test sağlayan, farelerde işitme kaybı fenotipleri kalıtsal e, sayısız modelleri de bulunmaktadır. Bu durumda, bir fare modelinde, viral aracılı gen terapisi kullanılarak işitme düzeltmek insan hastalığı için bir tedavi arayışında uygun bir ilk adımdır. Biz daha önce veziküler glutamat taşıyıcı 3 (VGLUT3) eksik transgenik fareler nedeniyle İHK şerit sinaps 25 glutamat salınımı eksikliği sağır doğarlar olduğunu göstermiştir. Bu mutasyon duyusal saç hücrelerinin birincil dejenerasyonuna yol olmadığından, bu mutant fareler potansiyel doğumsal işitme kaybı için koklear gen tedavisi sınamak için mükemmel bir modeldir. Bugüne kadar, koklear gen terapisi için viral uygulama teknikleri sayıda kokleostomisi ile yuvarlak cam membran yayılma, yuvarlak cam membran enjeksiyonu ve verme dahil olmak üzere tarif edilmiştir. Güçlü vardırial avantajları ve bu yaklaşımların 9 her dezavantajları. Burada yuvarlak pencere membranı (RWM) üzerinden VGLUT3 KO fare iç kulağa viral aracılı gen aktarımı için cerrahi bir yöntem sunulmaktadır. sonrası auricular RWM enjeksiyon yöntemi mükemmel işitme koruma ile minimal invaziv ve nispeten hızlı. Daha önce yayınlanmış gibi, bu fare modelinde işitme geri bir çaba, VGLUT3 genini (AAV1-VGLUT3) taşıyan bir AAV1 vektör doğum sonrası 12. günde de bu sağır farelerin koklea içine tanıtıldı (P! @), Sonuçlanan 26 işitme restorasyonu. Transgen protein ifadesi immünoflüoresans (IF) ile doğrulandı iken VGLUT3 KO farelerde İşitme, işitsel beyin sapı cevabı (ABR) tarafından doğrulandı. Bu metodoloji, böylece viral-aracılı gen terapisi olur, aksi takdirde sağırlık neden genetik kusur düzeltmek olduğunu göstermektedir.

<table><tbody><tr><td>Ketamine</td><td>Butler Schein</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>AnaSed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acepromazine</td><td>Provided by UCSF LARC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofen analgesia</td><td>Provided by UCSF LARC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Betadine Puredue Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dexamethasone ophthalmic ointment (TobraDex)</td><td>Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Braintree scientific, inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25G needle</td><td>BD</td><td>305127</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate capillary pipette</td><td>World precision instruments, inc.</td><td>1B100F-4</td><td></td></tr><tr><td>Suture PDS*plus Antibacterial</td><td>Ethicon</td><td>PDP149</td><td></td></tr><tr><td>Tissue glue (Vetcode)</td><td>Butler Schein</td><td>31477</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Anti-GFP antibody</td><td>Invitrogen</td><td>A11122</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Leica</td><td></td><td>MZ95</td></tr><tr><td>Flaming/ Brown Micropipette&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instrument Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puller Model P-97&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>TDT BioSig III System&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>&amp;nbsp;Tucker-Davis Technologies</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane

Sensörinöral sağırlık fonksiyonel iyileşme elde etmek için kullanılan gen terapisi, işitme kaybı katkıda yatan moleküler ve genetik mekanizmaları daha iyi anlaşılmasını vermek için vaat ediyor. Iç kulak içine vektörlerin giriş mevcut yapılara yaralanmasına en aza yaygın koklea boyunca maddesi dağıtan bir şekilde yapılmalıdır. Bu yazının moleküler, farmakolojik ve fareler doğum sonrası gün 10 ve yuvarlak pencere membranı (RWM) üzerinden eski viral teslim kullanarak fare koklear tedavisi için kullanılabilecek bir post-aurikular cerrahi yaklaşım anlatılmaktadır. Kan kaybını en aza indirmek ve hayvan ölümleri kaçınarak bu cerrahi yaklaşım skala timpani&#39;ye içine hızlı ve doğrudan teslim sağlar. Bu teknik, temel iç ve orta kulak yapıları yanı sıra boyun kasları tamamen işitme koruyarak ihmal edilebilir veya hiç hasar içerir. Bu cerrahi teknik, veziküler glutam etkinliğini göstermek için3 nakavt (KO VGLUT3) fareler bir adeno-bağlantılı virüs (AAV-1) iç kulağa VGLUT3 teslim aldıktan sonra işitme kurtarır konjenital sağırlık bir fare modelinde bir örnek olarak kullanılacaktır taşıyıcı yedi.

Teknik özellikleri ve koklear moleküler tedavi için post-aurikular yaklaşımın faydasını doğrulamak için, AAV1-VGLUT3, AAV1-GFP ve AAV2-GFP RWM üzerinden P10-12 fareler iç kulak içine teslim edildi. Bu yaklaşım, iç saç hücreleri içinde başarılı bir şekilde, transgen ekspresyonunu gösterir (IHC); (VGLUT3 Şekil 1 ve GFP Şekil 2 ve GFP Şekil 3A), dış saç hücreleri (OHC) (GFP Şekil 2) ve destek hücreleri (GFP Şekil 2...

Watch this Scientific Journal Video about Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane at JoVE.com

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

The described post-auricular surgical approach allows rapid and direct delivery into the mouse cochlear scala tympani while minimizing blood loss and animal mortality. This method can be used for cochlear therapy using molecular, pharmacologic and viral delivery to postnatal mice through the round window membrane.

Yuvarlak Pencere Membran aracılığıyla Fare İç Kulak için virally ve Gen Teslimat Cerrahi Yöntemi

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

surgical-method-for-virally-mediated-gene-delivery-to-mouse-inner-ear

Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.4K Görüntüleme.  University of California, San Francisco. The described post-auricular surgical approach allows rapid and direct delivery into the mouse cochlear scala tympani while minimizing blood loss and animal mortality. This method can be used for cochlear therapy using molecular, pharmacologic and viral delivery to postnatal mice through the round window membrane. 

Video: Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Culture of Embryonic Mouse Cochlear Explants and Gene Transfer by Electroporation

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair cells are aligned in one row of inner hair cells and three rows of outer hair cells that extend along the basal to apical axis of the cochlea. The explant culture technique described here provides an efficient method to isolate and maintain cochlear explants from the embryonic mouse inner ear. Also, the morphology and molecular characteristics of sensory hair cells and nonsensory supporting cells within the cochlear explant cultures resemble those observed in vivo and can be studied within its intrinsic cellular environment. The cochlear explants can serve as important experimental tools for the identification and characterization of molecular and genetic pathways that are involved in cellular specification and patterning. Although transgenic mouse models provide an effective approach for gene expression studies, a considerable number of mouse mutants die during embryonic development thereby hindering the analysis and interpretation of developmental phenotypes. The organ of Corti from mutant mice that die before birth can be cultured so that their in vitro development and responses to different factors can be analyzed. Additionally, we describe a technique for electroporating embryonic cochlear explants ex vivo which can be used to downregulate or overexpress specific gene(s) and analyze their potential endogenous function and test whether specific gene product is necessary or sufficient in a given context to influence mammalian cochlear development1-8.

We present a method that describes isolation and culture of cochlear explants from embryonic mouse inner ear. We also demonstrate a method for gene transfer into cochlear explants via square-wave electroporation. The in vitro explant culture coupled with gene transfer technique enables researchers to study the effects of altering gene expression during development.

Elektroporasyon tarafından Embriyonik Fare Koklear Eksplantlarından Kültür ve Gen Transferi

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair ...

Gelişim Biyolojisi

Canalostomy As a Surgical Approach to Local Drug Delivery into the Inner Ears of Adult and Neonatal Mice

Local delivery of therapeutic drugs into the inner ear is a promising therapy for inner ear diseases. Injection through semicircular canals (canalostomy) has been shown to be a useful approach to local drug delivery into the inner ear. The goal of this article is to describe, in detail, the surgical techniques involved in canalostomy in both adult and neonatal mice. As indicated by fast-green dye and adeno-associated virus serotype 8 with the green fluorescent protein gene, the canalostomy facilitated broad distribution of injected reagents in the cochlea and vestibular end-organs with minimal damage to hearing and vestibular function. The surgery was successfully implemented in both adult and neonatal mice; indeed, multiple surgeries could be performed if required. In conclusion, canalostomy is an effective and safe approach to drug delivery into the inner ears of adult and neonatal mice and may be used to treat human inner ear diseases in the future.

Here we describe canalostomy procedure which allows local drug delivery into the inner ears of adult and neonatal mice through the semicircular canal with minimum damage to hearing and vestibular function. This method can be used to inoculate viral vectors, pharmaceuticals, and small molecules into the mouse inner ear.

Canalostomy yerel ilaç dağıtım yetişkin ve Neonatal farelerin iç kulaklarına bir cerrahi yaklaşım olarak

Local delivery of therapeutic drugs into the inner ear is a promising therapy for inner ear diseases. Injection through semicircular canals (canalostomy) ...

Genetik

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and the organ of Corti in the coiled cochlea. The cristae and maculae contain vestibular hair cells that transduce mechanical stimuli to subserve the special sense of balance, while auditory hair cells in the organ of Corti are the primary transducers for hearing 1. Cell fate specification in these sensory epithelia and morphogenesis of the semicircular canals and cochlea take place during the second week of gestation in the mouse and are largely completed before birth 2,3. Developmental studies of the mouse inner ear are routinely conducted by harvesting transgenic embryos at different embryonic or postnatal stages to gain insight into the molecular basis of cellular and/or morphological phenotypes 4,5. We hypothesize that gene transfer to the developing mouse inner ear in utero in the context of gain- and loss-of-function studies represents a complimentary approach to traditional mouse transgenesis for the interrogation of the genetic mechanisms underlying mammalian inner ear development6.
The experimental paradigm to conduct gene misexpression studies in the developing mouse inner ear demonstrated here resolves into three general steps: 1) ventral laparotomy; 2) transuterine microinjection; and 3) in vivo electroporation. Ventral laparotomy is a mouse survival surgical technique that permits externalization of the uterus to gain experimental access to the implanted embryos7. Transuterine microinjection is the use of beveled, glass capillary micropipettes to introduce expression plasmid into the lumen of the otic vesicle or otocyst. In vivo electroporation is the application of square wave, direct current pulses to drive expression plasmid into progenitor cells8-10. 
We previously described this electroporation-based gene transfer technique and included detailed notes on each step of the protocol11. Mouse experimental embryological techniques can be difficult to learn from prose and still images alone. In the present work, we demonstrate the 3 steps in the gene transfer procedure. Most critically, we deploy digital video microscopy to show precisely how to: 1) identify embryo orientation in utero; 2) reorient embryos for targeting injections to the otocyst; 3) microinject DNA mixed with tracer dye solution into the otocyst at embryonic days 11.5 and 12.5; 4) electroporate the injected otocyst; and 5) label electroporated embryos for postnatal selection at birth. We provide representative examples of successfully transfected inner ears; a pictorial guide to the most common causes of otocyst mistargeting; discuss how to avoid common methodological errors; and present guidelines for writing an in utero gene transfer animal care protocol.

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mouse inner ear is a placode-derived sensory organ whose developmental program is elaborated during gestation. We define an in utero gene transfer technique consisting of three steps: mouse ventral laparotomy, transuterine microinjection, and in vivo electroporation. We use digital video microscopy to demonstrate the critical experimental embryological techniques.

Tarafından geliştirilmesi Fare İç Kulak için Gen Transferi<em&gt; In Vivo</em&gt; Elektroporasyon

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

Nörobilim

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

Fare Omurilik Koşullu Gen Manipülasyon için bir Viral Vector Stereotaksik Enjeksiyon

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

İşitsel Yolu ve optogenetic Stimülasyon için Murin Dorsal Koklear Çekirdek Doğrudan Görselleştirme

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Limbal Approach-Subretinal Injection of Viral Vectors for Gene Therapy in Mice Retinal Pigment Epithelium

The eye is a small and enclosed organ which makes it an ideal target for gene therapy. Recently various strategies have been applied to gene therapy in retinopathies using non-viral and viral gene delivery to the retina and retinal pigment epithelium (RPE). Subretinal injection is the best approach to deliver viral vectors directly to RPE cells. Before the clinical trial of a gene therapy, it is inevitable to validate the efficacy of the therapy in animal models of various retinopathies. Thus, subretinal injection in mice becomes a fundamental technique for an ocular gene therapy. In this protocol, we provide the easy and replicable technique for subretinal injection of viral vectors to experimental mice. This technique is modified from the intravitreal injection, which is widely used technique in ophthalmology clinics. The representative results of RPE/choroid/scleral complex flat-mount will help to understand the efficacy of this technique and adjust the volume and titer of viral vectors for the extent of gene transduction.

Subretinal injection is a surgical technique for effective gene delivery to retinal pigment epithelium in the mouse eye. Here we describe an easy and replicable method for subretinal injection of viral vectors to retinal pigment epithelium in experimental mice.

Fareler Retina Pigment Epitel Gen Tedavisi için Viral Vektörler Limbal Yaklaşım-Subretinal Enjeksiyon

The eye is a small and enclosed organ which makes it an ideal target for gene therapy. Recently various strategies have been applied to gene therapy in ...

The Mouse Round-window Approach for Ototoxic Agent Delivery: A Rapid and Reliable Technique for Inducing Cochlear Cell Degeneration

Investigators have utilized a wide array of animal models and investigative techniques to study the mammalian auditory system. Much of the basic research involving the cochlea and its associated neural pathways entails exposure of model cochleae to a variety of ototoxic agents. This allows investigators to study the effects of targeted damage to cochlear structures, and in some cases, the self-repair or regeneration of those structures. Various techniques exist for delivery of ototoxic agents to the cochlea. When selecting a particular technique, investigators must consider a number of factors, including the induction of inadvertent systemic toxicity, the amount of cochlear damage produced by the surgical procedure itself, the type of lesion desired, animal survivability, and reproducibility/reliability of results. Currently established techniques include parenteral injection, intra-peritoneal injection, trans-tympanic injection, endolymphatic sac injection, and cochleostomy with perilymphatic perfusion. Each of these methods has been successfully utilized and is well described in the literature; yet, each has various shortcomings. Here, we present a technique for topical application of ototoxic agents directly to the round window niche. This technique is non-invasive to inner ear structures, produces rapid onset of reliably targeted lesions, avoids systemic toxicity, and allows for an intra-animal control (the contra-lateral ear). Results stemming from this approach have helped deeper understanding of auditory pathophysiology, cochlear cell degeneration, and regenerative capacity in response to an acute injury. Future investigations may use this method to conduct interventional studies involving gene therapy and stem cell transplantation to combat hearing loss.

Various methods exist for introducing ototoxic agents to the cochleae of animal models. Presented is a surgical protocol for delivery of ototoxic agents to the round window niche. The procedure is reliable, creates targeted intra-cochlear lesions, and avoids mechanical damage to the microarchitecture. Examination of cochlear self-repair/regeneration is possible.

Koklear Hücre Dejenerasyonu Inducing için hızlı ve Güvenilir Teknik: Ototoksik Ajan Teslimat için Fare Yuvarlak pencere Yaklaşımı

Investigators have utilized a wide array of animal models and investigative techniques to study the mammalian auditory system. Much of the basic research ...

Tıp

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Hearing research has long been facilitated by rodent models, although in some diseases, human symptoms cannot be recapitulated. The common marmoset (Callithrix jacchus) is a small, easy-to-handle New World monkey which has a similar anatomy of the temporal bone, including the middle ear ossicular chains and inner ear to humans, than in comparison with that of rodents. Here, we report a reproducible, safe, and rational surgical approach to the cochlear round window niche for the drug delivery to the inner ear of the common marmoset. We adopted posterior tympanotomy, a procedure used clinically in human surgery, to avoid manipulation of the tympanic membrane that may cause conductive hearing loss. This surgical procedure did not lead to any significant hearing loss. This approach was possible due to the large bulla structure of the common marmoset, although the lateral semicircular canal and vertical portion of the facial nerve should be carefully considered. This surgical method allows us to perform the safe and accurate administration of drugs without hearing loss, which is of great importance in obtaining pre-clinical proof of concept for translational research.

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset Callithrix jacchus

We report a surgical method to administrate drugs to the inner ear of a non-human primate, the common marmoset (Callithrix jacchus), via the round window membrane.

Bir insan olmayan primatların ortak Marmoset (Callithrix jacchus) iç kulak ilaçlara Yönetim için bir cerrahi prosedür

Hearing research has long been facilitated by rodent models, although in some diseases, human symptoms cannot be recapitulated. The common marmoset ...

Posterior Semicircular Canal Approach for Inner Ear Gene Delivery in Neonatal Mouse

Inner ear gene therapy offers great promise as a potential treatment for hearing loss and dizziness. One of the critical determinants of the success of inner ear gene therapy is to find a delivery method which results in consistent transduction efficiency of targeted cell types while minimizing hearing loss. In this study, we describe the posterior semicircular canal approach as a viable method for inner ear gene delivery in neonatal mice. We show that gene delivery through the posterior semicircular canal is able to perfuse the entire inner ear. The easy anatomic identification of the posterior semicircular canal, as well as minimal manipulation of the temporal bone required, make this surgical approach an attractive option for inner ear gene delivery.

In this study, we describe the posterior semicircular canal approach as a reliable method for inner ear gene delivery in neonatal mice. We show that gene delivery through the posterior semicircular canal is able to perfuse the entire inner ear.

İç kulak gen teslim yenidoğan Mouse için posterior semisirküler kanal yaklaşım

Inner ear gene therapy offers great promise as a potential treatment for hearing loss and dizziness. One of the critical determinants of the success of ...

A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

We present two minimally invasive microsurgical techniques in rodents for specific drug delivery into the middle ear so that it may reach the inner ear. The first procedure consists of perforation of the tympanic bulla, termed bullostomy; the second one is a transtympanic injection. Both emulate human clinical intratympanic procedures.
Chitosan-glycerophosphate (CGP) and Ringer&#180;s Lactate buffer (RL) were used as biocompatible vehicles for local drug delivery. CGP is a nontoxic biodegradable polymer widely used in pharmaceutical applications. It is a viscous liquid at RT&#160;but it congeals to a semi solid phase at body temperature. RL is an isotonic solution used for intravenous administrations in humans. A small volume of this vehicle is precisely placed on the Round Window (RW) niche by means of a bullostomy. A transtympanic injection fills the middle ear and allows less control but broader access to the inner ear.
The safety profiles of both techniques were studied and compared by using functional and morphological tests. Hearing was evaluated by registering the Auditory Brainstem Response (ABR) before and several times after microsurgery. The cytoarchitecture and preservation level of cochlear structures were studied by conventional histological techniques in paraformaldehyde-fixed and decalcified cochlear samples. In parallel, unfixed cochlear samples were taken and immediately frozen to analyze gene expression profiles of inflammatory markers by quantitative Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction (qRT-PCR).
Both procedures are suitable as drug delivery methods into the mouse middle ear, although transtympanic injection proved to be less invasive compared to bullostomy.

A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

Two microsurgery approaches for local drug delivery to the inner ear are described here and compared in terms of impact on hearing parameters, cochlear cytoarchitecture and expression of inflammatory markers.

Fare İç Kulak Hedefli İlaç Dağıtım Yöntemleri Karşılaştırmalı İncelemesi: Bullostomy<em&gt; Karşı</em&gt; Transtimpanik Enjeksiyon

We present two minimally invasive microsurgical techniques in rodents for specific drug delivery into the middle ear so that it may reach the inner ear. ...

Yuvarlak Pencere Membran aracılığıyla Fare İç Kulak için virally ve Gen Teslimat Cerrahi Yöntemi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler