Bu çalışma Kanada Doğa Bilimleri ve Mühendislik Araştırma Konseyi (NSERC) Discovery Grant # 40352, Yenilik Program Başkanı Campus Alberta, MHM Alberta Alzheimer Araştırma Programı ve BKF Doktora Arkadaşlık ve AIHS lisansüstü bursu için NSERC CREATE tarafından desteklenmiştir. Bu protokolün geliştirilmesi için Pu Min Wang&#39;a, cerrahi eğitim için ve Behroo Mirza Ağa ve Di Shao&#39;nun hayvancılık için teşekkür ediyoruz.

<html> Aşağıdaki protokol Lethbridge Hayvan Bakım Komitesi Üniversitesi (ACC) kılavuzları takip ve Hayvan Bakımı Kanada Konseyi (ccac) standartlarına uygun olarak yürütülür. 1. Hazırlık <ol><li> uzamış çalışma süreleri için, tüm açılmış cerrahi malzemeleri otoklav ve bu kısırlık ameliyatı boyunca korunmasını sağlamak. Birden ameliyatları gerekiyorsa, ameliyat arasındaki otoklav. </li><li> Ancak beyin tampon maddesi bol (en az 50 mL) içinde olduğundan emin olun. Çözelti 134 mM sodyum klorid, 5.4 mM potasyum, 1 mM magnezyum klorür hekzahidrat, 1.8 mM kalsiyum klorür dihidrat ve 5 mM HEPES, sodyum, 5 M hidrojen klorür ile 7.4&#39;e dengelenmiş pH oluşur. </li><li> indüksiyon odasında fare yerleştirin ve 3 ile anestezi - 4% izofluran. Ameliyat sırasında bakım için% 2.0 izofluran - 1.0 ile izleyin. görüntüleme sırasında% 0.8 - daha düşük 0.4 şekilde azaltmaks = &quot;xref&quot;&gt; 5, 13, 14, 15, Resim Uygun anestezi yapılmaktadır. Anestezinin Bu düşük seviyeler bu ağrılı uyaranlara areflexic kalmasını sağlamak için fare (yaklaşık her 5 dakika) uyanık ve sık kontrol edilmesi gereken. NOT: Dehidrasyon fare hacim oranına bağlı olarak yüksek yüzey sorunlu hale gelir ve izofluran uzun süreli kullanımı şiddetlenir olabilir. <ol><li> 2 saat - tuzlu su deri altından enjeksiyonlar, 10 g vücut ağırlığı başına 0.1 mi, her 1 kullanın. 2 saat - yeterince hidrate, fare kez her 1 idrar edecektir. </li></ol></li><li> Yakından cerrahi ve görüntüleme boyunca tutarlı anestezi sağlamak için fareyi izler. gözetimsiz fareyi bırakın ve bu bilinci yerine asla özen vermeyin. </li><li> 37 ° C olarak ayarlanmış bir termo-regüle ısıtma yastığı kafa tutucu set-up ve yere anestezi fare aktarın. Üst Teet elde edinH bir diş tutucusundayız. </li><li> Farenin başını başın sağ yan tarafını ortaya çıkarmak için yaklaşık 30 ° sola döndürün ve farenin başını kulak çubuklarının kör ucuyla sabitleyin ( Şekil 1A ). </li><li> Korneanın kurumasını önlemek için oftalmik merhem uygulayın. </li><li> Serebral ödemi azaltmak için, intramusküler olarak deksametazon (4 mg / kg) enjekte edin. </li><li> % 4 klorheksidin (3 kez) ve% 70 etanol (3 kez) batırılmış pamuklu bezle cerrahi alanın üstündeki cildi silin. Her pamuk çubukunu yalnızca bir kez kullanın. </li><li> Cerrahi eldivenleri giyin ve hayvanı yapışkan plastik sarıyla örtün. Lokomotomi alanına subkütan olarak lidokain (8 - 10 mg / kg;% 2 epinefrin) enjekte ederek lokal anestezi sağlayın. İlaç dokuya emilmesi için 3-5 dakika bekleyin. </li></ol> 2. Derinin Çıkarılması ve Kasın Kafatasına Çıkması <ol><li> Bu işlemlerin neredeyse tamamı gerçekleştirilirken kafatasını birdiseksiyon mikroskobu (örneğin 0.7 - 4.5x güç, duruma bağlı olarak). </li><li> forseps ile (sadece kulağın arkasında) orta hattın hemen solundaki cilt 1 mm yukarı kaldırın ve cerrahi makas ile küçük bir yatay kesi yapar. </li><li> sağ kulağa doğru 6 mm yanal kesim ve sonra başın rostral sonuna doğru kesti - 5 yapın. </li><li> ilk kesi noktada, makas takıp rostral 10 mm kesti. </li><li> Sağ kulak çevresinde cildi kesin ve sağ göz yakın kafatası ve temporal kas sağ tarafını ortaya çıkarmak için. maruz alanının en geniş kısmı en az 7 mm olduğundan emin olun. cerrahi alan genişletilmiş gerekiyorsa daha da cildi Trim. </li><li> kafatası ve deri arasındaki bütil siyanoakrilat yapıştırıcı bir kaç damla koyarak kesik etrafında deri sabitleyin. doku sağlanması, daha önce yapışkan etkinliğini geliştirmek için pamuk uçlu aplikatörler ya da rulo dokuları ile kurutulmuştur. </li><li> pamuklu bir bez kullanılarak, yüzey ovmakdairesel hareketlerle kafatası kafatası periost kaldırın. hiçbiri tamamen kafatası kurutarak kalmasını sağlayın. </li><li> Yay makasları ve forsepsler kullanılarak, kafatası zamansal kas ayrı; kesme ve skuamöz kemik (Şekil 1C) ulaşana kadar yanal olarak kas çekin. , Gözün yakın skuamöz kemik seviyesinde boyunca uzanan yüzeysel zamansal damarı zarar vermemeye azami dikkat aksi durumda oluşabilecek kanamalıyım. </li><li> Kontrol jel, köpük, beyin tampon maddesi içinde önceden ıslatılmış olan kanama. Ciddi kanama için bir ısı cauterizer kullanın. Isı cauterizer ile tedavi sonrası kanama siteleri üzerine bütil siyanoakrilat yapıştırıcı bırakın. Alan yapıştırıcı etkinliğini geliştirmek için pamuk uçlu aplikatörler ya da rulo dokuları kullanılarak daha önce kurutulur emin olun. </li></ol> 3. Kraniotomi NOT: Cerrah kafatasının çıkarılması sırasında gayretli kalmalıdır vedura gereksiz komplikasyonları önlemek için. Sorun giderme adımları komplikasyonlar ortaya gerektiği dahildir. <ol><li> Marka bregma konumu bir ince uçlu kalem ile ya da altta yatan beyin bölgeleri yönlendirmek için (Şekil 2A), küçük bir üçgen parça bandı kesilmiş ve bregma bir köşe noktası ya da. </li><li> kafa plakası tutturulmasına önce kafatası tamamen kuru olduğundan emin olun. daha çok kurutma gerekli olup olmadığını beyin tampon maddesi içinde ıslatılmış jel köpük uygulanmasından sonra, pamuk uçlu çubuk kullanmayın kafatası hızlı bir şekilde, kuru hava olacak. Bu adım, kafa plakası tespit edilmiştir (Şekil 1B) için çok önemlidir. NOT: Orada periost sol kafatasında, ya kafatası kafa plaka üzerinde yapıştırma önce kuru değilse, o ayırmak olasılıkla olacaktır. Böyle bir durumda, hafifçe kafa plaka kaldırmak ve baştan başlayın. Bu işlem sırasında oluşabilecek kanama; o pıhtı için birkaç dakika bekleyin ve sonra yavaşça çıkarın. Bu süreç iki katından daha fazla tekrarlanması tavsiye edilmez. </li> &lt;li&gt; kafa plakası 16 alt kenarı etrafında etil siyanoakrilat yapıştırıcı uygulamak ve kraniyotomi alan (Şekil 1D ve Şekil 2A) üzerinde kafa plakası tutkal. </li><li> Diş çimento sadece Kranyotomi alanı açıkta bırakarak ile kafatası ve kafa plaka arasında açıklık boşluğu doldurun. 10 dakika (Şekil 2B) - Diş kuru çimento ve sertleşmesine, tipik olarak 5 bekleyin. <ol><li> Çimento ayarlandıktan sonra, kısa bir süre için, beyin tampon maddesi ile dolgunun ve 3 bekletin - 5 dakika. (Şekil 2C) açılmadan önce beyin tampon kaldırmak için bir rulo dokusu kullanın. </li></ol></li><li> Hafifçe bir diş matkapla kafatasının yüzeyini puanlama cerrahi alanınızı belirleyin. Bir FG ¼ çapak ile, (20 PSI maksimum değerine ayarlanmış) bir pnömatik matkap kullanın ve bir değişken hız ayak pedalı kontrollü. </li><li> Yavaşça derinleştirmek orijinal puanlama boyunca matkap iz, ematkap güvence altına almak beyinde (Şekil 2B) içine kafatası yoluyla nüfuz etmez. Al sondaj ve nemlendirilmiş haddelenmiş dokuları ile kafatası yüzeyi dabbing arasında her birkaç dakikada döner. Bu mekanik sürtünme ve uzun süreli maruziyetten kafatası ısıtma ve kurutma azaltacaktır. Not: kafatası hızlı ıslak jel köpük uygulanmasından sonra kuru hava olacak. daha kuruma ihtiyaç duyulursa, pamuk uçlu çubuk kullanmayın. Dikkat: kafatası kalınlığı eşit değildir. Kafatası orta çizgiye yakın bölge ve skuamöz görülecek nispeten ince Örneğin, paryetal temporal sırt, kalın bir alandır. </li><li> Sondaj sırasında, periyodik olarak hafifçe forseps veya olmayan hareketli matkap ile üzerine basarak kafatası burkulma kontrol edin. Kemik toka başladığı zaman, sondaj durdurmak ve beyin tampon maddesi içinde tüm pencereyi bırakın. NOT: Kan bir alanın dışarı atılıyor, bu Dura zarar gördüğü önerebilir. Bu durumda, bir sem yerleştirmeki-ıslak alan üzerinde jel köpüğü ve yavaşça bir pamuk uçlu çubuk ile jel köpüğe basınç uygularken kan emmek için deneyin. </li><li> kemik yumuşatmak için ve kafatası çıkarma işlemini kolaylaştırma, kemiğe yapışmasını dura olasılığını azaltmak için kafatası çıkarıldıktan önce en az 5 dakika bekleyin. </li><li> kafatası beyin tampon maddesi içinde batırılmış durumdayken kafatası kaldırma işlemini gerçekleştirin. NOT: Kafatasının bir bölümü inatla bağlı kalmaya devam ederse, # 11 neşter bıçağı yavaşça kafatası skor kullanılabilir. kafatasını ve beynin içine bıçak delinme değil aşırı özen gösterin. </li><li> ön kenarından başlayarak, yavaşça forseps kullanılarak, dura &#39;dan gevşek kafatası kaldırın. Not: kanama az miktarda kafatası kaldırma işlemi sırasında ortaya çıkarsa, bir transfer pipet veya şırınga ile tampon kaldırmak ve daha sonra, yeni tamponu ile değiştirin. </li><li> Kemik gevşek ve sonra forseps ile kemik, dura üzerine sıkıca kavrama &quot;yüzen&quot; ve kemiği kaldırınDura. Kemik asla beyne nüfuz olun. </li><li> kanamayı kontrol etmek için, bir nokta şeklinde bir dokunun köşe rulo ve kafatası kuyudan tampon en çıkarmak. Bir pamuk uçlu çubuk ile çok hafif bir basınç eklenirken hızla kanama alanına, jel köpüğü, tampon içinde ön ıslatmaya uygulanır. Not: kanama genellikle kemik veya dura yüzeyin kenarı gelir; Her iki olguda normaldir ve hiçbir önemli kan damarları zarar görür ise kanama hızla duracaktır. Kanama devam ederse, kan görüntüleme alanı üzerinde bir pıhtı yaprağının oluşturulması, tüm pencereyi doldurabilir. <ol><li> dikkatli bir şekilde, pıhtı levha kaldırmak rüptüre kan damarının kaynağı etrafında sağlam kan pıhtısı bırakırken görüntüleme alanından pıhtılaşmış kan parçaları almak için. Bu daha da kan kaybına neden olabileceğinden kanama kaynağından kan pıhtısı kaldırmaz özen gösterin. herhangi bir kan yıkayacak beyin tampon maddesi ile beynin yüzey yıkayın. </li><li> dokunmamak için özenhassas beyin dokusu ya da beyne yabancı maddelerin eklenmesi; 5 dakika boyunca (Şekil 2E) - kanama yaklaşık 2, durana kadar yineleyin. NOT: kraniotomi kranial pencereyi hazırlamak için hazır Bu noktada (adım 5). Gerekirse, kranial pencereyi (Adım 4) takılmasından önce dura kaldırın. </li></ol></li></ol> 4. Dura Kaldırma NOT: Dura kaldırma aşırı dikkat gerektirir ve üzeri 15 dk sürebilir. <ol><li> kraniyotomi aşırı tampon uzak çizin. nemli bir yüzeye korurken, forseps ile dura küçük bir parça kapmak ve yavaşça dura gözyaşı. </li><li> hafifçe yırtılma ve dura kesip forseps ve yay makas kullanın. </li><li> dura yüzer ve beyinden ayrılması için beyin yüzeyi üzerinde daha fazla beyin tampon bırakın. Tüm Dura kafa penceresi sitesinden çıkarılana kadar devam edin. Doğru yapıldığında beyin farklı bl ile çok temiz olması görünecektirood kaplar ve herhangi bir leke (2F Şekil 2E karşılaştırın). Dikkat: dura bazı alanlarda (parietal ilişki alanına orta hat proksimal yakınında örneğin,), beyin yüzeyinde küçük arteryollerin bağlı olan ve bu çıkarılması arteriolden bozulabilir. Böyle durumlarda, arteriol üstünden bozulmamış dura küçük bir parça bırakmak daha iyi olabilir. VSD bu küçük alanı nüfuz edebilir, ancak bu büyük kanama olan tercih edilir. </li><li> kısa sürede pulsasyon gelen hareketi en aza indirmek için ve şişme daha önlemek için mümkün olduğu kadar agaroz beyin yüzeyi saptamak (adım 5). </li></ol> 5. kraniyal Pencere hazırlanması <ol><li> % 70 etanol ile cam kapak Sprey ve yavaşça kuru bir hava kutuyu kullanın. Cam bir noktalar veya tozun tamamen temiz olduğundan emin olun. </li><li> beyin tampon maddesi 15 mL agaroz tozunun 200 mg ısıtılarak% 1.3 agaroz hazırlayın. Mikrodalga fırın ayarlayınBütün agar eriyene kadar, yavaşça arasında karıştırılarak, her seferinde 15 saniye - 10 için yüksek ve ısıya ave. Not: Bu görüntüleme ile engel olacak şekilde, hava kabarcığı veya partiküllerin bulunma olduğundan emin olun. </li><li> Sıcak agaroz bir termometre yerleştirilir ve aşağı doğru agaroz soğumaya sadece sıcaklık katılaşan yukarıda (~ 40 ° C). Not: Agaroz kabın dış tarafı üzerine soğuk su çalıştırma soğutma işlemini hızlandırabilir. Yavaşça bir kabarcıkları sağlamak için, sürekli karıştırma veya partiküllerin bulunmaktadır. </li><li> Hemen agar uygulamadan önce, kafatası kuyudan beyin tampon çıkarın. Bir transfer pipet ile agaroz kadar çizin ve beyin üzerinde doğrudan agaroz bırakın. Hızlı bir şekilde yüzey üzerinde kapak kayma yerleştirin ve agaroz ile kapak kayma köşelerinde damla sıkıştırın. </li></ol> 6. Ötenazi NOT: Deneyimlerimize göre, bu prosedür deneyimli alır cerrahlar en az 3-4 uygulama ameliyatları% 90&#39;ından fazlasını elde etmekbaşarı oranı. Az deneyimli cerrahlar bile fazla deneyim gerektirir. kraniyotomi veya durotomy sırasında, beyin, beyin içine, kemiğin içinden matkap zımbalar gibi hasar sürdürmek olabilir. kraniyotomi kenarında Bazı küçük bir hasar izin verilebilir. Beyin parlak kırmızı hasarsız kan damarları ve beyaz korteks ile &quot;temiz&quot; görünmüyor Ancak, deney sonlandırılır gerekebilir. kötü preparatların örnekleri arasında, ölü kan damarları ile olanlar yer alır, veya korteks yırtık veya hasar görmüş kan damarları ile işaretlenmesi. Bu bulgulardan herhangi biri varsa, deney olası yüksek kalitede veri verecektir. Ameliyat / deneme başarılı olup olmadığı, insanca Deneyin tamamlanmasında fare euthanize. <ol><li> Derinden en az% 3.5 izofluran ile uyutmak. Daha sonra, 300 mg / kg sodyum pentobarbital intraperitonal enjeksiyon ile verir. İğne karaciğer içine sokulur İdeal olarak, ölüm çok hızlı (&lt;1 dakika) olur. </li><li> perfüzyon gerekiyorsa, hayvan (adım 1.3) ilerlemeden önce derin anestezi olduğundan emin olun. </li><li> perfüzyon gerekli değildir Alternatif olarak, 5 dakika en az bekleyin ve sonra fare ölmüş olduğundan emin olun. solunum, kalp atışı yokluğunun, hem de ağrı geri çekilmesi ve kornea refleksleri eksikliği teyit edin. Ayrıca, korteks üzerinde kan damarlarının soluk mavi / beyaz ekstremite renklendirme ve karartma için gözlemleyin. </li></ol>

<ol>
	<li>Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+rapid+redistribution+of+sensory-evoked+depolarization+through+existing+cortical+pathways+after+targeted+stroke+in+mice.">Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).</li><li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain.">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li><li>Grinvald, A., Hildesheim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VSDI:+a+new+era+in+functional+imaging+of+cortical+dynamics.">VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics.</a> Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).</li><li>Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topological+basis+for+the+robust+distribution+of+blood+to+rodent+neocortex.">Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).</li><li>Mohajerani, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+cortical+activity+alternates+between+motifs+defined+by+regional+axonal+projections.">Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections.</a> Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).</li><li>Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mirrored+bilateral+slow-wave+cortical+activity+within+local+circuits+revealed+by+fast+bihemispheric+voltage-sensitive+dye+imaging+in+anesthetized+and+awake+mice.">Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice.</a> J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).</li><li>Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+voltage-sensitive+dye+imaging+of+rat+cortical+activity+with+high+signal-to-noise+ratio.">Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio.</a> J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Kerr, J. N., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Aronoff, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-range+connectivity+of+mouse+primary+somatosensory+barrel+cortex.">Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).</li><li>McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-sensitive+dye+imaging+reveals+dynamic+spatiotemporal+properties+of+cortical+activity+after+spontaneous+muscle+twitches+in+the+newborn+rat.">Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat.</a> J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).</li><li>Sweetnam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetes+impairs+cortical+plasticity+and+functional+recovery+following+ischemic+stroke.">Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke.</a> J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).</li><li>Yin, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+field+recordings+effectively+monitor+the+mouse+cortex+and+hippocampus+under+isoflurane+anesthesia.">In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia.</a> Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).</li><li>Sharp, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+stimulus-evoked+cerebral+hemodynamics+in+the+awake+mouse+and+under+a+novel+anesthetic+regime.">Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime.</a> Scientific Reports. 5, 12621 (2015).</li><li>Kyweriga, M., Mohajerani, M. H., Kianianmomeni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics:+Methods+and+Protocols.">Optogenetics: Methods and Protocols.</a> Methods in Molecular Biology. 1408, 251-265 (2016).</li><li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , (2005).</li><li>Vanni, M. P., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+transcranial+spontaneous+activity+mapping+in+GCaMP3+transgenic+mice+reveals+extensive+reciprocal+connections+between+areas+of+somatomotor+cortex.">Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex.</a> J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).</li><li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+of+High-Frequency+Mesoscale+Intracortical+Maps+Using+the+Genetically+Encoded+Glutamate+Sensor+iGluSnFR.">Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR.</a> J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).</li><li>Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+infraslow+spontaneous+membrane+potential+fluctuations+recapitulate+high-frequency+activity+cortical+motifs.">Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs.</a> Nat Commun. 6, 7738 (2015).</li><li>Lim, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Large-Scale+Cortical+Mapping+Using+Channelrhodopsin-2+Stimulation+in+Transgenic+Mice+Reveals+Asymmetric+and+Reciprocal+Relationships+between+Cortical+Areas.">In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas.</a> Front Neural Circuits. 6, (2012).</li><li>Ferezou, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+cortical+sensorimotor+integration+in+behaving+mice.">Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice.</a> Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).</li><li>Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes.">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Büyük bir kafa penceresi için bu yenilikçi protokol, serebral korteksin temporal ve parietal alanlarında eşzamanlı görüntülemeyi mümkün kılar. Optik görüntüleme ile birleşince, spontan ve stimulus tarafından tetiklenen aktivite sırasında kortikal alanlardaki sinirsel dinamikleri açığa çıkarmaya yardımcı olabilir. Bu geniş kraniotomi ayrıca, orta serebral arterin (MCA) proksimal ucu da dahil olmak üzere, kortikal vaskülatür ağının geniş bir uzantısı ortaya çıkararak, in vivo</e...

kranyotomi beynin bir bölümünü ortaya çıkartmak üzere Sinirbilimcilerce kullanılan standart bir prosedürdür. elektrofizyoloji başlangıcından beri, kraniotomi nörobilim alanında benzeri görülmemiş atılımlar sağladı. elektrotlar ile serebral korteksin Yoğun haritalama bu haritalara dayalı deneyler test hipotezler ve teoriler yol açmıştır. Son zamanlarda kraniyotomi maruz kalan bölgelerde 5, 6, 7 içinde kortikal aktivite gerçek zamanlı görünebilirliğini mümkün kılan, kortikal kan akışı, 1, 2, 3 ve nörovasküler mimarisi 4 in vivo görüntüleme için kullanılan olan yeni bir dönem girmiştir. Çok sayıda çalışma yapısı ve kortikal nöronlar, glia fonksiyonu ve cor çalışma, in vivo optik görüntüleme teknikleri ile bir arada kraniyotomi kullanmasına rağmentical damar 8, 9, daha ileri araştırmalar maruz korteksin küçük alanlar ile sınırlı (fakat 10) vardır. Bu protokolün amacı, büyük bir yanal kraniyotomi oluşturma skuamöz kemiğe orta hat serebral korteks tutulması ve bregma ve lambda ötesine uzanan için bir yöntem temin etmektir. Bu büyük kraniyotomi eşzamanlı Birleşim kortislerinin görüntüleme (retrosplenial, singulat ve parietal), birinci ve ikinci motor, somatosensör, görsel, işitsel korteks sağlar. Bu yöntem, daha önce kortikal alanlar kendiliğinden ve uyarıcı indüklenmiş kortikal aktivite 5, 11, 12 boyunca birbiriyle nasıl etkileşime birden fazla araştırmak için voltaja duyarlı boya görüntüleme (VSDI) ile birleştirilmiştir. Bu prosedürün en zor yönleri kafasının konumlandırılması içerirHayvanın, kafa sabitleme plakası ve parietal kemik zamansal kas ayıran kanama önler. Bakım ayrıca eğik bir açıda kafatası eğrileri olarak delme ve kafatası çıkarma işlemleri sırasında alınmalıdır.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Heating Pad&#160;</td>
			<td>FHC</td>
			<td>40-90-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-35</td>
			<td>2 or more pairs are recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-00, 15000-10</td>
			<td>1 pair should be designated for dura removal&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jet tooth shade powder</td>
			<td>LANG Dental</td>
			<td>Jet Tooth Shade Powder</td>
			<td>to be mixed with the Jet Liquid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jet tooth shade liquid</td>
			<td>LANG Dental</td>
			<td>Jet Tooth Shade Liquid</td>
			<td>to be mixed wihth the Jet Powder&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill Heads - Carbide Burs FG 1/4 389</td>
			<td>Midwest Dental</td>
			<td>385201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose Powder</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Sinclair Dental Canada</td>
			<td>Pfizer Gelfoam</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>124125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2% Epinephrine</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>125299</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexamethazone 5 mg/mL</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>125231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl cyanoacrylate glue (VetBond)</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>12612</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity

Kraniyotomi in vivo deneyler için beyin ortaya çıkarmak için sıkça uygulanan bir yöntemdir. Fare araştırmada, çok laboratuvar küçük kraniyotomi, tipik olarak 3 mm x 3 mm kullanmaktadır. Bu protokol, fare temporal hem de parietal korteks üzerinde bir serebral hemisfer en açığa büyük ölçüde daha büyük bir 7 mm x 6 mm kafatası pencere oluşturmak için bir yöntem sağlar (- yan 4.5 mm, 0-6 mm, örneğin 2.5 bregmaya). Bu ameliyatı gerçekleştirmek için, kafa, yaklaşık 30 derece eğik olmalıdır ve temporal kas çok geri çekilmesi gerekir. Nedeniyle kemik kaldırma miktarının büyüklüğü nedeniyle, bu prosedür sadece cerrahi ve deney boyunca anestezi hayvanla akut deneyler için tasarlanmıştır. Bu yenilikçi büyük yanal kafatası pencerenin temel avantajı korteksin Lateral ve medial alanlar eşzamanlı erişim sağlamaktır. Bu büyük tek taraflı kafatası pencere hücreleri arasındaki sinirsel dinamiklerini incelemek için kullanılabilir,hem de çoklu elektrod elektrofizyolojik kayıtları, nöronal aktivite (örneğin, içsel veya dışsal görüntüleme) ve Optogenetic stimülasyon görüntüleme birleştirerek farklı kortikal alanlar arasındaki olarak. Buna ek olarak, bu büyük kraniyotomi yanal kortikal damar doğrudan kontrol sağlayan, kortikal kan damarlarının geniş bir alanı gösterir.

<html> 6 mm yanal - tek bir yarım küre içinde kortikal alanlar arasındaki etkileşimi incelemek için, sagital sinüs ve 5 boyunca uzanan bir geniş kraniyotomi kullanılır. Bu kafa penceresi birinci (motor, somatosensör, görsel, işitsel), sekonder (motor, görsel) ve ilişki (retrosplenial, singulat, paryetal derneği) sağ beyin hemisfer (Şekil 3A) korteks dahil. Bu iş için, biz 3 zardaki potansiyel değişiklikleri yansı...

Watch this Scientific Journal Video about A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity at JoVE.com

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Bu protokol, fare serebral korteksinin temporal hem de parietal bölgelerinde üzerinde büyük tek taraflı kraniyotomi oluşturmak için bir yöntem sunulur. Bu kortikal yarımkürenin geniş alan üzerinde gerçek zamanlı görüntüleme için özellikle yararlıdır.

Beyin Faaliyet Mesoscale Geniş alan Optik Görüntüleme için Büyük Yanal Kraniotomi Prosedürü

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

a-large-lateral-craniotomy-procedure-for-mesoscale-wide-field-optical

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K Görüntüleme.  University of Lethbridge.  Bu protokol, fare serebral korteksinin temporal hem de parietal bölgelerinde üzerinde büyük tek taraflı kraniyotomi oluşturmak için bir yöntem sunulur. Bu kortikal yarımkürenin geniş alan üzerinde gerçek zamanlı görüntüleme için özellikle yararlıdır. 

Video: A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

TMS Devlet Bağımlılık Etkileri: Motive Phosphene Davranış Bir Bakış

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

Nörobilim

Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various neurological deficits. The current ex vivo live imaging of motile ependymal cilia technique allows for a detailed study of ciliary dynamics following several steps. These steps include: mice euthanasia with carbon dioxide according to protocols of The University of Toledo&#8217;s Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC); craniectomy followed by brain removal and sagittal brain dissection with a vibratome or sharp blade to obtain very thin sections through the brain lateral ventricles, where the ependymal cilia can be visualized. Incubation of the brain&#8217;s slices in a customized glass-bottom plate containing Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium (DMEM)/High-Glucose at 37 &#176;C in the presence of 95%/5% O2/CO2 mixture is essential to keep the tissue alive during the experiment. A video of the cilia beating is then recorded using a high-resolution differential interference contrast microscope. The video is then analyzed frame by frame to calculate the ciliary beating frequency. This allows distinct classification of the ependymal cells into three categories or types based on their ciliary beating frequency and angle. Furthermore, this technique allows the use of high-speed fluorescence imaging analysis to characterize the unique intracellular calcium oscillation properties of ependymal cells as well as the effect of pharmacological agents on the calcium oscillations and the ciliary beating frequency. In addition, this technique is suitable for immunofluorescence imaging for ciliary structure and ciliary protein localization studies. This is particularly important in disease diagnosis and phenotype studies. The main limitation of the technique is attributed to the decrease in live motile cilia movement as the brain tissue starts to die.

Using high-resolution differential interference contrast (DIC) microscopy, an ex vivo observation of the beating of motile ependymal cilia located within the mouse brain ventricles is demonstrated by live-imaging. The technique allows a recording of the unique ciliary beating frequency and beating angle as well as their intracellular calcium oscillation pacing properties.

Fare Beyin lateral ventrikül Ependimal Cilia Canlı Görüntüleme

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

Using multiple angles to cut the mouse pup brain, we improve upon a previously-described acute brain slice which captures the connections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures.

Bir Colliculo-talamokortikal Fare Beyin Dilim modifikasyonu, 3-D Odası Bileşenleri baskı ve Multi-ölçekli Optik Görüntüleme birleştirilerek

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Sinirsel aktivite Thy1kullanarak birincil somatosensor kortekste Imaging-GCaMP6s transgenik fareler

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Hücresel Örgütü fare yeni korteksimiz yılında büyük ölçekli üç boyutlu görüntüleme

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

Gerilim duyarlı boya kullanarak beyin dilimleri geniş alan tek foton optik kayıt

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Hayvanlarda Gerçek Zamanlı fMRI Beyin Haritalaması

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates reafferent cues that animals must disentangle from relevant sensory cues of the surrounding environment. For example, when a fish swims, flow generated from body undulations is detected by the mechanoreceptive neuromasts, comprising hair cells, that compose the lateral line system. The hair cells then transmit fluid motion information from the sensor to the brain via the sensory afferent neurons. Concurrently, corollary discharge of the motor command is relayed to hair cells to prevent sensory overload. Accounting for the inhibitory effect of predictive motor signals during locomotion is, therefore, critical when evaluating the sensitivity of the lateral line system. We have developed an in vivo electrophysiological approach to simultaneously monitor posterior lateral line afferent neuron and ventral motor root activity in zebrafish larvae (4-7 days post fertilization) that can last for several hours. Extracellular recordings of afferent neurons are achieved using the loose patch clamp technique, which can detect activity from single or multiple neurons. Ventral root recordings are performed through the skin with glass electrodes to detect motor neuron activity. Our experimental protocol provides the potential to monitor endogenous or evoked changes in sensory input across motor behaviors in an intact, behaving vertebrate.

We describe a protocol to monitor changes in the afferent neuron activity during motor commands in a model vertebrate hair cell system.

Zebra Balıklarında Yüzme Sırasında Posterior Lateral Line Afferent Neurons'un Aktivitesi

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Behaving Farelerinin Hipokampusunda Nöronal Aktiviteleri Görselleştirmek için Kraniyotomi Prosedürü

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the other hand, two-photon imaging can resolve the activity of local neural circuits at the single-cell level. It is critical to make a large cranial window to perform multiple-scale analysis using both imaging techniques in the same mouse. To achieve this, one must remove a large section of the skull and cover the exposed cortical surface with transparent materials. Previously, glass skulls and polymer-based cranial windows have been developed for this purpose, but these materials are not easily fabricated. The present protocol describes a simple method for making a large cranial window consisting of commercially available polyvinylidene chloride (PVDC) wrapping film, a transparent silicone plug, and a cover glass. For imaging the dorsal surface of an entire hemisphere, the window size was approximately 6 x 3 mm2. Severe brain vibrations were not observed regardless of such a large window. Importantly, the condition of the brain surface did not deteriorate for more than one month. Wide-field imaging of a mouse expressing a genetically-encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6f, specifically in astrocytes, revealed synchronized responses in a few millimeters. Two-photon imaging of the same mouse showed prominent calcium responses in individual astrocytes over several seconds. Furthermore, a thin layer of an adeno-associated virus was applied to the PVDC film and successfully expressed GECI in cortical neurons over the cranial window. This technique is reliable and cost-effective for making a large cranial window and facilitates the investigation of the neural and glial dynamics and their interactions during behavior at the macroscopic and microscopic levels.

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

The present protocol describes making a large (6 x 3 mm2) cranial window using food wrap, transparent silicone, and cover glass. This cranial window allows in vivo wide-field and two-photon calcium imaging experiments in the same mouse.

İn Vivo Büyük Bir Kraniyal Pencere Kullanarak Bir Fareden Geniş Alan ve İki Foton Kalsiyum Görüntüleme

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the ...