이 작품은 자연 과학 및 캐나다의 공학 연구위원회 (NSERC) 디스커버리 부여 # 40352에 의해 지원되었다, 캠퍼스 MHM에 혁신 프로그램 의자, 앨버타 알츠하이머 연구 프로그램에 대한 앨버타, 및 NSERC는 MK에 BIF 박사 교제와 AIHS 대학원 교제 CREATE. 우리는이 프로토콜의 개발 및 수술 훈련 푸 민 왕 감사하고, 베루 미르자 아그와 디 샤오 사육.

<html> 다음 프로토콜은 레스 브리지 동물 관리위원회의 대학 (ACC) 가이드 라인을 다음과 동물 관리에 캐나다위원회 (CCAC)의 기준에 따라 수행한다. 1. 준비 <ol><li> 장기간의 연구 기간 동안, 열려있는 모든 수술 소모품을 압력솥하고 불임 수술 동안 유지되어 있는지 확인합니다. 여러 수술이 필요한 경우 수술 사이의 오토 클레이브. </li><li> 한편 뇌 버퍼 많은 (적어도 50 ㎖)가 확인. 용액은 134 mM 염화나트륨, 5.4 mM의 칼륨, 1 mM의 염화 마그네슘 육수화물, 1.8 mM의 염화 칼슘 이수화 물, 및 5 mM의 HEPES 나트륨, 5 M 염화수소 7.4 평형 pH가 이루어진다. </li><li> 유도 챔버에 놓고 마우스를 마취 3 - 4 % 이소 플루 란. 수술하는 동안 유지 보수를 위해 2.0 %의 이소 플루 란 - 1.0 따릅니다. 영상 중 0.8 % - 또한 낮은 0.4로 감소S = &quot;외부 참조&quot;&gt; 5, 13, 14, 15, 제공된 적절한 마취를 유지한다. 마취의 이러한 낮은 수준은 고통스러운 자극에 areflexic 유지하기 위해 마우스 (약 5 분마다)의 경계 빈번한 모니터링이 필요합니다. 참고 : 탈수 마우스의 부피 비율로 인해 높은 표면에 문제가되고 이소 플루 란의 장시간 사용에 의해 악화 할 수 있습니다. <ol><li> 2 시간 - 식염수 피하 주사, 10 g의 체중 당 0.1 ㎖, 1 매 사용한다. 2 시간 - 충분히 수화 때 마우스마다 한 번씩 1 소변됩니다. </li></ol></li><li> 밀접하게 수술과 영상 전반에 걸쳐 일관된 마취을 보장하기 위해 마우스를 모니터링 할 수 있습니다. 무인 마우스를두고는 의식을 회복하지 않도록주의를하지 마십시오. </li><li> 37 ℃로 설정된 항온 조절 가열 패드에 머리 홀더 설정 장소로 ​​마취 된 마우스의 이동. 상단 TEET 보안치아 홀더 시간. </li><li> 약 30 °가 머리의 오른쪽 측면을 노출 왼쪽 방향으로 마우스의 머리를 돌려 귀 바 (그림 1A)의 뭉툭한 끝으로 마우스의 머리를 고정합니다. </li><li> 각막 건조를 방지하기 위해 안과 연고를 적용합니다. </li><li> 뇌부종을 줄이기 위해, (4 밀리그램 / kg)을 근육 주사 덱사메타손. </li><li> 4 % 클로르헥시딘 (3 회) 및 70 % 에탄올 (3 회)에 담근 면봉으로 외과 영역에 걸쳐 피부를 닦아주십시오. 한 번만 각 면봉을 사용합니다. </li><li> 돈 수술 장갑 및 접착제 플라스틱 포장으로 동물을 커버한다. 리도카인 주사하여 마취를 제공 (8-10 ㎎ / ㎏, 2 %의 에피네프린) 피하 개두술 사이트 위에. 약물이 조직에 흡수 될 때까지 5 분 - 3 기다립니다. </li></ol> 2. 피부를 제거하고 두개골에서 근육을 철회 <ol><li> 아래에있는 A 두개골을 보는 동안 거의 모든 절차를 수행해부 현미경 (예 : 0.7 - 4.5X 전력, 상황에 따라). </li><li> 집게로 (단지 귀 뒤에) 정중선의 왼쪽 피부 1mm를 들어 올려 수술 가위로 작은 수평 절개를합니다. </li><li> 오른쪽 귀쪽으로 6mm 측면 절단하고 머리의 주동이의 끝으로 컷 - 5합니다. </li><li> 초기 절개 시점에서, 가위를 삽입하고 rostrally 10mm를 잘라. </li><li> 오른쪽 귀 주위의 피부를 잘라 오른쪽 눈 근처에 두개골과 시간적 근육의 오른쪽을 노출 할 수 있습니다. 노광 영역의 가장 넓은 부분에 적어도 7mm 인 것을 확인. 수술 영역을 확장해야 할 경우 더 피부를 낸다. </li><li> 두개골과 피부 사이에 부틸 시아 노 아크릴 레이트 접착제의 몇 방울을 넣어 절개 주위의 피부를 수정합니다. 조직을 확인하는 것은 이전에 접착제의 효능을 증가시키는면 팁 어플리케이터 롤 또는 조직으로 건조되었다. </li><li> 면봉을 사용하여 표면을 문질러원 운동에 두개골의 두개골에서 골막을 제거한다. 아무도 완전히 두개골을 건조하여 남아 있는지 확인합니다. </li><li> 스프링 가위 집게를 사용하여, 두개골에서 시간적 근육 분리; 잘라는 squamosal 뼈 (그림 1C)를 도달 할 때까지 옆으로 근육을 수축. 눈 근처는 squamosal 뼈의 수준을 따라 실행하는 표면 시간적 정맥이 손상되지 않도록 세심한주의를 기울 그렇지 않으면 발생할 수있는 출혈. </li><li> 제어 겔 발포체 뇌 완충액에 미리 침지 출혈. 심각한 출혈의 경우 열 cauterizer를 사용합니다. 열 cauterizer 치료 다음과 출혈 사이트에 부틸 시아 노 아크릴 레이트 접착제를 삭제합니다. 영역은 접착제의 효능을 증가시키는면 팁 어플리케이터 롤 또는 직물을 이용하여 미리 건조 확인. </li></ol> 3. 개두술 주 : 외과 의사는 두개골 제거하는 동안 부지런을 유지해야하며,두라는 불필요한 합병증을 방지 할 수 있습니다. 문제 해결 단계는 합병증이 발생해야 포함되어 있습니다. <ol><li> 브레 그마 마크의 위치에 미세한 팁 마커 또는 하부 뇌 영역의 방향을 (도 2A)를 소형 삼각형 조각 테이프를 절단 정수리에서 코너 포인트 중 하나. </li><li> 헤드 플레이트를 부착하기 전에 두개골이 완전히 건조되어 있는지 확인합니다. 더 건조가 필요한 경우 뇌 완충액에 침지 겔 발포체의 도포 후에, 목화 팁 면봉을 사용하여 두개골 빠르게 공기 건조한다. 이 단계는 헤드 고정 플레이트 (도 1b)에 매우 중요하다. 참고 :이 골막 왼쪽 두개골에, 또는 두개골 머리 판에 접착 전에 건조하지 않은 경우, 그것은 분리 가능성이됩니다. 이 경우, 부드럽게 머리 판을 제거하고 다시 시작. 이 과정에서 발생할 수있는 출혈; 이 응고 할 몇 분을 허용하고 부드럽게 제거합니다. 이 과정은 두 번 이상 반복하지 않는 것이 좋습니다. </li> &lt;리&gt; 헤드 판 (16)의 하단 주위에 에틸 시아 노 아크릴 레이트 접착제를 적용하고 영역 개두술 (도 1d 및도 2a) 위에 헤드 판 접착제. </li><li> 치과 용 시멘트 만 개두술 영역 노출 떠나는 두개골 및 헤드 판의 개방 공간을 채운다. 10 분 (도 2B) - 치과 건조 시멘트 경화 일반적 5 기다린다. <ol><li> 시멘트가 설정되면, 간단히 뇌 버퍼 웰을 채우는 3 담가 있도록 - 5 분. (그림 2C)를 시추하기 전에 뇌 버퍼를 제거하는 압연 조직을 사용합니다. </li></ol></li><li> 가볍게 치과 드릴로 두개골의 표면을 득점하여 수술 영역을 설명합니다. FG ¼ 버로 (20 PSI의 최대로 설정) 공기 드릴을 사용하여 가변 속도 풋 페달로 제어. </li><li> 부드럽게를 깊게하는 원래의 점수를 따라 드릴을 추적, 전자드릴을 nsuring하면 뇌 (그림 2D)에 두개골을 관통하지 않습니다. 테이크는 드릴링 및 적신 압연 조직으로 두개골 표면을 뿌리며 마치 사이 몇 분 간격으로 변합니다. 이것은 기계적 마찰 장기간 노출 두개골의 가열 건조를 감소시킬 것이다. 참고 : 두개골 신속하게 젖은 젤 폼의 응용 프로그램 후 공기 건조합니다. 더 건조가 필요한 경우,면 팁 면봉을 사용합니다. 주의 : 두개골 두께가 고르지입니다. 두개골의 정중선 가까운 영역과는 squamosal 최적 비교적 얇고 예를 들면, 정수리 시간적 리지는 가장 두꺼운 영역이다. </li><li> 시추하는 동안 주기적으로 부드럽게 집게 또는 비 이동 드릴 비트와 함께 눌러서 두개골의 좌굴을 확인합니다. 뼈 버클하기 시작하면, 드릴링을 중지하고 뇌 버퍼의 전체 창을 담그지. 참고 : 혈액이 지역에서 러시 경우는 경막이 손상되었다는 것을 제안 할 수 있습니다. 이 경우, 주사 전자 현미경 (SEM)을 배치전 습윤 영역 위로 겔 발포체 부드럽게면 팁 면봉 겔 발포체에 압력을인가하면서 혈액을 흡수하려고. </li><li> 뼈를 부드럽게하고 두개골 제거 프로세스를 쉽게 만들기, 뼈에 부착 경질 가능성을 줄이기 위해 두개골을 제거하기 전에 최소 5 분 동안 기다립니다. </li><li> 두개골은 뇌 버퍼에 잠긴 상태에서 두개골 제거 프로세스를 수행합니다. 참고 : 두개골의 일부가 완고하게 부착 된 상태를 유지한다면, # 11 메스 블레이드가 부드럽게 두개골을 득점하는 데 사용할 수 있습니다. 두개골을 통해 뇌에 블레이드를 뚫지하기 위해 세심한주의를 기울입니다. </li><li> 앞쪽 가장자리에서 시작, 부드럽게 집게를 사용하여 경질의 느슨한 두개골을 들어 올립니다. 참고 : 출혈의 작은 금액이 두개골 제거 과정에서 발생하는 경우, 전송 피펫 또는 주사기로 버퍼를 제거한 다음 새로운 버퍼로 교체. </li><li> 뼈가 느슨하고 나면 집게로 뼈, 경막에 단단히 그립을 &quot;부동&quot;과에서 뼈를 들어 올려두라. 뼈는 결코 뇌에 침투 없어야합니다. </li><li> 출혈을 제어하기 위해 점으로 조직의 모서리를 굴려 두개골 우물에서 버퍼의 대부분을 제거합니다. 목화 팁 면봉으로 매우 가벼운 압력을가하면서 빠르게 출혈 영역 겔 발포체 완충액에 미리 침지를 적용한다. 참고 : 출혈은 일반적으로 뼈 또는 경질의 표면의 가장자리에서 온다; 두 경우 모두 정상이며, 더 중요한 혈관이 손상되지 않은 경우 출혈은 빨리 중지됩니다. 출혈이 계속되면 혈액 이미징 영역 위에 응고 시트를 형성 창 전체를 채울 수도있다. <ol><li> 조심스럽게 응고 시트를 제거하고 파열 된 혈관의 소스 주위 그대로 혈액 응고를 유지하면서 이미징 영역에서 응고 된 혈액의 조각을 선택합니다. 이 훨씬 더 많은 혈액 손실의 원인이 될 수 있습니다 블리드 소스에서 혈전을 제거하지 않도록주의하십시오. 모든 혈액을 씻어 뇌 완충액으로 뇌의 표면 관개. </li><li> 에 손이 닿지 않도록주의하십시오민감한 뇌 조직 또는 이물질을 뇌에 추가; 출혈이 멈출 때까지 약 2 ~ 5 분 동안 반복하십시오 ( 그림 2E ). 참고 :이 시점에서 craniotomy는 cranial 창을 준비 (5 단계 참조) 준비가되었습니다. 필요한 경우, 두개골 창을 이식하기 전에 경질을 제거하십시오 (4 단계 참조). </li></ol></li></ol> 4. 두라 제거 참고 : Dura 제거에는 극도의주의가 필요하며 15 분 이상 걸릴 수 있습니다. <ol><li> craniotomy에서 초과 버퍼를 멀리합니다. 촉촉한 표면을 유지하면서 집게로 작은 경질의 조각을 잡고 경질을 부드럽게 찢어냅니다. </li><li> 경도를 부드럽게 찢어 내고 자르기 위해 집게와 스프링 가위를 사용하십시오. </li><li> 뇌의 표면에 더 많은 뇌 완충액을 떨어 뜨려 두라를 부 풀려 두뇌와 분리되게하십시오. 모든 두라가 두개골 창 사이트에서 제거 될 때까지 계속하십시오. 정확하게 수행하면 두뇌가 뚜렷한 bl로 매우 깨끗하게 보입니다.짐 우드 선박없고 결점 (2 층 그림의 2E를 비교). 주의 : 경질의 일부 지역 (정수리 협회 지역의 중간 선 근위 근처 예) 뇌의 표면에 작은 동맥에 연결되어, 이러한 제거는 세동맥을 파열 할 수 있습니다. 이러한 경우, 세동맥의 정상에 그대로 두라의 작은 조각을 떠나 더 좋을 수 있습니다. 변속 드라이브는 작은 면적을 통과하지 않을 수도 있지만, 이는 대 출혈을 갖는 것이 바람직하다. </li><li> 빨리 맥동으로부터 이동을 최소화하고 상기 팽윤 방지 가능한 아가 뇌 표면을 수정 (공정 5 참조). </li></ol> 5. 두개골 윈도우 준비 <ol><li> 70 % 에탄올로 커버 유리를 스프레이 가볍게 건조 공기를 사용하는 용기. 유리가없는 점이나 먼지가 존재하는 완전히 깨끗한 확인합니다. </li><li> 뇌 완충액 15 ㎖에 녹이고 아가 분말 200 mg을 가열하여 1.3 % 아가로 오스를 준비한다. 전자 레인지, 설정모든 한천이 녹을 때까지 한 번에 10-15 초 동안 고온에서 열을 가하여 부드럽게 저어 준다. 참고 : 이미징을 방해 할 수 있으므로 거품이나 입자가 없어야합니다. </li><li> 뜨거운 아가로 오스에 온도계를 놓고 응고 온도 (~ 40 ° C) 바로 위까지 아가로 오스를 식힌다. 참고 : 아가로 오스 용기 바깥쪽으로 시원한 물을 흐르게하면 냉각 과정이 빨라질 수 있습니다. 거품이나 미립자가 없도록 부드럽게 계속 저어줍니다. </li><li> 한천을 적용하기 직전에 두개의 우물에서 뇌 완충제를 제거하십시오. 전달 피펫으로 아가로 오스를 작성하고 직접 아가로 오스를 두뇌에 떨어 뜨립니다. 커버 슬립을 표면 위에 빠르게 놓고 커버 슬립을 모서리에 아가로 오스 방울로 고정하십시오. </li></ol> 6. 안락사 참고 : 우리의 경험에 따르면,이 절차는 90 % 이상을 달성하기 위해 경험이 풍부한 외과 의사에게 최소 3 ~ 4 번의 수술을 필요로합니다.성공률. 경험이 적은 의사는 더 많은 연습이 필요할 수 있습니다. 개두술 또는 durotomy 동안, 뇌는 뇌에 뼈를 통해 드릴 펀치처럼 손상을 유지 할 수 있습니다. 개두술의 가장자리에 약간의 손상이 허용 될 수 있습니다. 뇌가 밝은 빨간색 손상되지 않은 혈관과 흰색 피질과 &quot;깨끗한&quot;보이지 않는 경우, 실험 종료해야 할 수도 있습니다. 불량한 제제의 예는 데드 혈관을 가진 것들을 포함하거나, 외피가 찢어 지거나 손상된 혈관 표시됩니다. 이러한 징후가있는 경우, 실험은 가능성 높은 품질의 데이터를 얻을 것입니다. 수술 / 실험의 성공 여부와 관계없이 인도적으로 실험이 완료 마우스를 안락사. <ol><li> 깊이 적어도 3.5 % 이소 플루 란 마취. 다음에, 300 ㎎ / ㎏에 펜토 바르 비탈 나트륨의 복강 내 주사를 준다. 바늘간에 삽입되는 경우 이상적 죽음은 매우 급속한 (&lt;1 분) 일 것이다. </li><li> 관류가 필요한 경우, 진행하기 전에 동물이 깊이 마취되었는지 확인하십시오 (1.3 단계 참조). </li><li> 또는 관류가 필요하지 않은 경우 최소 5 분 동안 기다린 다음 마우스가 죽었는지 확인하십시오. 호흡, 심장 박동, 통증 철수 및 각막 반사가 없는지 확인하십시오. 또한 말단의 엷은 청색 / 백색 채색 및 피질에 대한 혈관의 어둡기를 관찰하십시오. </li></ol>

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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes.">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li></ol>

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큰 두개 창 혁신적인 프로토콜은 대뇌 피질의 시간적 정수리 부분 위에 동시 촬상을 가능하게한다. 광학 영상과 결합하여, 그 자발적 자극 유도 활성 영역 중에 피질 내의 신경 동성을 나타 내기 위해 도움이 될 수 있습니다. 이 넓은 개두술 또한 혈류와 허혈성 모델 외측 용기 직접 조작의 생체 내 이미징 있도록 중간 대뇌 동맥 (MCA)의 기단부를 포함한 피질 혈관계 네트워크의 큰 신장을 노...

개두술 뇌의 일부분을 나타 내기 위해 신경 과학자들에 의해 사용되는 표준 절차이다. 전기 생리학의 새벽 이후, 개두술는 신경 과학 분야에서 전례없는 혁신을 허용했다. 전극 대뇌 피질의 밀도 매핑은이지도를 기반으로 실험 테스트 가설과 이론을 주도하고있다. 우리는 최근 개두술이 노출 된 영역 (5, 6), (7) 내 피질 활성의 실시간 시각화를 가능 피질 혈류 1, 2, 3 및 신경 혈관 구조 (4)의 생체 내 촬영에 이용되는 새로운 시대를 입력. 많은 연구 구조 및 피질 뉴런, 아교 세포의 기능 및 고전 공부 생체 내 광 이미징 기술과 결합 craniotomies를 사용하지만tical 혈관 (8, 9), 상기 조사에 노출 피질의 작은 면적에 의해 제한 (그러나 10 참조)된다. 이 프로토콜의 목적은, 넓은 측면 개두술을 만드는는 squamosal 뼈 정중선에서 대뇌 피질을 노광 및 브레 그마 및 람다 넘어 연장하는 방법을 제공하는 것이다. 이 대형 개두술 동시 연관 피질의 시청 (retrosplenial,에 cingulate 및 두정엽), 주 및 보조 모터, 감각, 시각 및 청각 피질 수있다. 이 방법은 이전 피질 영역 자발적 자극 유도 활성 피질 5, 11, 12 중 서로 어떻게 상호 작용 하는지를 조사 여러 전압 감응 염료 영상 (VSDI)와 결합하고있다. 이 절차의 가장 어려운 부분은 머리의 위치를 ​​포함동물의 헤드 판을 고정하고, 마루 뼈로부터 시간적 근육 분리 동안 출혈을 방지. 치료는 비스듬한 각도로 두개골 커브로 드릴링과 두개골의 제거 과정에서주의해야한다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Heating Pad&#160;</td>
			<td>FHC</td>
			<td>40-90-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-35</td>
			<td>2 or more pairs are recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-00, 15000-10</td>
			<td>1 pair should be designated for dura removal&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jet tooth shade powder</td>
			<td>LANG Dental</td>
			<td>Jet Tooth Shade Powder</td>
			<td>to be mixed with the Jet Liquid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jet tooth shade liquid</td>
			<td>LANG Dental</td>
			<td>Jet Tooth Shade Liquid</td>
			<td>to be mixed wihth the Jet Powder&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill Heads - Carbide Burs FG 1/4 389</td>
			<td>Midwest Dental</td>
			<td>385201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose Powder</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Sinclair Dental Canada</td>
			<td>Pfizer Gelfoam</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>124125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2% Epinephrine</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>125299</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexamethazone 5 mg/mL</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>125231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl cyanoacrylate glue (VetBond)</td>
			<td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td>
			<td>12612</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity

개두술은 생체 실험을 위해 뇌를 노출 일반적으로 수행 절차입니다. 마우스 연구에서 대부분의 실험실은 작은 개두술, 일반적으로 3mm X 3mm를 사용합니다. 이 프로토콜은 마우스 시간적 두정 피질 위에 대뇌 반구의 대부분을 노출시키는 대략 큰 7mm × 6 mm 두개 창을 생성하는 방법을 소개 (- 폭 4.5 mm - 0 6mm 예 2.5 정수리). 이 수술을 수행하려면, 머리는 약 30 ° 기울어해야하며, 시간적 근육의 대부분은 철회되어야한다. 때문에 뼈 제거의 많은 양이 절차는 수술과 실험을하는 동안 마취 동물 급성 실험을위한 것입니다. 혁신적인 많은 측면 창 두개의 주요 장점은 피질 모두 내측 및 외측 영역에 대한 동시 액세스를 제공하는 것이다. 이 대형 일방적 두개골 창은 세포 사이의 신경 역학을 연구하는 데 사용할 수 있습니다,다 전극 전기 생리 학적 녹음, 신경 활동 ( 예 : 내인성 또는 외인성 영상)의 영상화, 및 광 생성 자극을 조합하여 다른 피질 영역 사이에서도 가능합니다. 또한,이 큰 craniotomy은 대뇌 피질의 vasculature의 직접적인 조작을 허용 대뇌 피질 혈관의 큰 영역을 노출합니다.

<html> 한쪽 반구 내 대뇌 피질 부위 사이의 상호 작용을 연구하기 위해 우리는 시상 정맥동과 5 - 6 mm 측면을 가로 지르는 큰 두개 절개술을 사용했습니다. 이 두개골 창은 우뇌 반구의 일차 (모터, 체성 감각, 시각, 청각), 이차 (운동, 시각) 및 연관 (후퇴, 대뇌 피질, 정수리 연합) 피질을 포함했다 ( 그림 3A ). 이 연구에서 우리는 막 전위의 변화를 반영?...

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A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

이 프로토콜은 마우스 대뇌 피질의 시간과 정수리 영역에 걸쳐 큰 일방적 개두술을 만들기위한 방법을 제시한다. 이것은 대뇌 피질 반구의 광대 한 지역에 걸쳐 실시간 영상에 특히 유용합니다.

두뇌 활동의 중규모 넓은 필드 광학 이미징에 대한 큰 측면 개두술 절차

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

a-large-lateral-craniotomy-procedure-for-mesoscale-wide-field-optical

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K 조회수.  University of Lethbridge.  이 프로토콜은 마우스 대뇌 피질의 시간과 정수리 영역에 걸쳐 큰 일방적 개두술을 만들기위한 방법을 제시한다. 이것은 대뇌 피질 반구의 광대 한 지역에 걸쳐 실시간 영상에 특히 유용합니다. 

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State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

TMS의 국가 종속성 효과 : 동기 Phosphene 동작 좀보세요

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

연구

신경과학

Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various neurological deficits. The current ex vivo live imaging of motile ependymal cilia technique allows for a detailed study of ciliary dynamics following several steps. These steps include: mice euthanasia with carbon dioxide according to protocols of The University of Toledo&#8217;s Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC); craniectomy followed by brain removal and sagittal brain dissection with a vibratome or sharp blade to obtain very thin sections through the brain lateral ventricles, where the ependymal cilia can be visualized. Incubation of the brain&#8217;s slices in a customized glass-bottom plate containing Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium (DMEM)/High-Glucose at 37 &#176;C in the presence of 95%/5% O2/CO2 mixture is essential to keep the tissue alive during the experiment. A video of the cilia beating is then recorded using a high-resolution differential interference contrast microscope. The video is then analyzed frame by frame to calculate the ciliary beating frequency. This allows distinct classification of the ependymal cells into three categories or types based on their ciliary beating frequency and angle. Furthermore, this technique allows the use of high-speed fluorescence imaging analysis to characterize the unique intracellular calcium oscillation properties of ependymal cells as well as the effect of pharmacological agents on the calcium oscillations and the ciliary beating frequency. In addition, this technique is suitable for immunofluorescence imaging for ciliary structure and ciliary protein localization studies. This is particularly important in disease diagnosis and phenotype studies. The main limitation of the technique is attributed to the decrease in live motile cilia movement as the brain tissue starts to die.

Using high-resolution differential interference contrast (DIC) microscopy, an ex vivo observation of the beating of motile ependymal cilia located within the mouse brain ventricles is demonstrated by live-imaging. The technique allows a recording of the unique ciliary beating frequency and beating angle as well as their intracellular calcium oscillation pacing properties.

마우스 뇌의 좌우 심실의 뇌실막 섬모의 라이브 영상

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

Using multiple angles to cut the mouse pup brain, we improve upon a previously-described acute brain slice which captures the connections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures.

Colliculo-thalamocortical 마우스 뇌 조각의 변경, 3 차원 챔버 구성 요소의 인쇄 및 멀티 스케일 광학 이미징을 통합

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Thy1를 사용 하 여 기본 Somatosensory 피 질에서 신경 활동을 이미징-GCaMP6s 유전자 변형 쥐

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

마우스 피 질 세포 조직의 대형 3-차원 영상

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

전압에 민감한 염료를 사용하여 뇌 슬라이스의 광자 광자 광기록

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

동물의 실시간 fMRI 뇌 매핑

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates reafferent cues that animals must disentangle from relevant sensory cues of the surrounding environment. For example, when a fish swims, flow generated from body undulations is detected by the mechanoreceptive neuromasts, comprising hair cells, that compose the lateral line system. The hair cells then transmit fluid motion information from the sensor to the brain via the sensory afferent neurons. Concurrently, corollary discharge of the motor command is relayed to hair cells to prevent sensory overload. Accounting for the inhibitory effect of predictive motor signals during locomotion is, therefore, critical when evaluating the sensitivity of the lateral line system. We have developed an in vivo electrophysiological approach to simultaneously monitor posterior lateral line afferent neuron and ventral motor root activity in zebrafish larvae (4-7 days post fertilization) that can last for several hours. Extracellular recordings of afferent neurons are achieved using the loose patch clamp technique, which can detect activity from single or multiple neurons. Ventral root recordings are performed through the skin with glass electrodes to detect motor neuron activity. Our experimental protocol provides the potential to monitor endogenous or evoked changes in sensory input across motor behaviors in an intact, behaving vertebrate.

We describe a protocol to monitor changes in the afferent neuron activity during motor commands in a model vertebrate hair cell system.

얼룩말피에서 수영하는 동안 후방 측면 라인 발신 신경의 활동

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

마우스를 면도하는 해마에서 신경 활동을 시각화하기위한 두개골 절제술 절차

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the other hand, two-photon imaging can resolve the activity of local neural circuits at the single-cell level. It is critical to make a large cranial window to perform multiple-scale analysis using both imaging techniques in the same mouse. To achieve this, one must remove a large section of the skull and cover the exposed cortical surface with transparent materials. Previously, glass skulls and polymer-based cranial windows have been developed for this purpose, but these materials are not easily fabricated. The present protocol describes a simple method for making a large cranial window consisting of commercially available polyvinylidene chloride (PVDC) wrapping film, a transparent silicone plug, and a cover glass. For imaging the dorsal surface of an entire hemisphere, the window size was approximately 6 x 3 mm2. Severe brain vibrations were not observed regardless of such a large window. Importantly, the condition of the brain surface did not deteriorate for more than one month. Wide-field imaging of a mouse expressing a genetically-encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6f, specifically in astrocytes, revealed synchronized responses in a few millimeters. Two-photon imaging of the same mouse showed prominent calcium responses in individual astrocytes over several seconds. Furthermore, a thin layer of an adeno-associated virus was applied to the PVDC film and successfully expressed GECI in cortical neurons over the cranial window. This technique is reliable and cost-effective for making a large cranial window and facilitates the investigation of the neural and glial dynamics and their interactions during behavior at the macroscopic and microscopic levels.

In Vivo Wide-Field and Two-Photon Calcium Imaging from a Mouse Using a Large Cranial Window

The present protocol describes making a large (6 x 3 mm2) cranial window using food wrap, transparent silicone, and cover glass. This cranial window allows in vivo wide-field and two-photon calcium imaging experiments in the same mouse.

생체 내 큰 두개골 창을 사용한 마우스의 광시야 및 2광자 칼슘 이미징

Wide-field calcium imaging from the mouse&#39;s neocortex allows one to observe cortex-wide neural activity related to various brain functions. On the ...