Bakım ve bu protokolü açıklanan temsilcisi sonuçları için oluşturulan balık kullanım Boston Çocuk Hastanesi&#39;nde, protokol # 14-05-2673R Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından belirlenen kurallara tam uygun olarak gerçekleştirilmiştir.

1. Rotifer Kültürü <ol><li> 100 L Kültür Gemi kullanarak Kültür Sisteminin Temel Bileşenleri <ol><li> Rotifer kültür kurulumu için tüm bileşenleri toplayın. Rotifer kültür kurulum rotifer büyümek için bir kültür kabına (CV) oluşur; Benzer bir kap çıktıya da rotatorların (çıktıya da kültür kabı, FCV) korumak; yuvarlak dipli bir kuluçka kavanoz yosun yem karışımı (AFM) depolanması için (Reservoir, FR Yem); bir hava beslemesi (AS) CV, FCV&#39;nin ve FR havalandırmak için; CV ve FCV içine yosun yem verilmesini kontrol etmek için bir ölçüm zamanlayıcısı (PMT) ile bir peristaltik pompa; ve CV içinde oturur bir ipi partikül filtresi (FPF). NOT: malzeme ve bileşenlerinin tam listesi Malzeme Listesi&#39;nde sağlanmaktadır. </li></ol></li><li> Yapılandırma <ol><li> Kültürler kolayca toplama cont içine uydurma bir drenaj yoluyla hasat edilebilir ve böylece bir stand veya masa üzerinde CV ve FCV ElevateAiner (Şekil 1). Her bir kültür kabı içinde sert bir boru uzunluğu konusundaki bağlamak için esnek bir hava besleme hortumu kullanın. Boru CV veya FCV altına hava sağlamak için yeterince uzun olduğundan emin olun. </li><li> AFM içeren FR altına uzanan sert bir boru uzunluğu AS bağlanmak için bir küçük kapasiteli hava hattı kullanın. Hava akışını düzenleyen, her hava hattına bir valf takın. Besleme boru ile PMT ile FR bağlayın ve üstüne yakın, CV / FCV&#39;nin tarafına açılan bir deliğe PMT hortumunu çalıştırın. Şekil 1. </li></ol></li><li> Başlamak <ol><li> Ters osmoz, su (RO) ile birlikte kullanılabilir hacmi% 90 kültür kabı doldurun. RO mevcut değilse, temiz, dechlorinated belediye su kullanın; Bununla birlikte, bir biyo-güvenlik risk değerlendirmesi herhangi bir potansiyel olarak patojenik organizmalar kaynağı, su içinde mevcut olmasını sağlamak için gerçekleştirilmelidir. NOT: Bu tür bir analiz gerçekleştirilebilirHerhangi bir yetkili su test laboratuarı tarafından. </li><li> 15 g / L tuzluluk ulaşmak için akvaryum tuz ile kültür gemi su Doz. Bir &quot;yuvarlanan kaynama&quot; korur, böylece teknenin içine hava akışını alan ve tamamen havalandırma ile eriyene kadar yavaşça kültür teknesine tuz ölçülen miktarını ekleyin. Tam oksijen sağlamak için&gt; 1 saat boyunca su havalandırma devam edin. </li><li> Yosun yem karışımı olun. Temiz 3 L için taze (0 ppm) suda NaHCO 3 100 g ve amonyak nötrleştirici (sodyum hydroxymethylsulfonate) 100 g ilave kloru giderilmiş. Bu son reajanı kültürü ekipman sterilize musluk suyu ya da ağartma kalıntılarından herhangi bir kalıntı klor nötrleştirme edilmesi ilave yararını sağlarlar. Bu bileşiklerin tamamen eriyene olduğundan emin olmak için önemlidir. Daha sonra yosun konsantresi (biyokütle kuru ağırlık ~% 15) 1 L ilave edin. 4 ° C &#39;de FR ve saklamak için besleme karışımı ekleyin. </li><li> 10 milyon - 5 marş kültürü ekle <em&gt; havalandırılmış 15 g / L tuzluluk su içeren CV Brachionus plicatilis rotifer. Rotiferler nakliye ya da depolama sırasında soğutulmuş, bunlar olmalıdır yavaş yavaş kültür kabı içinde suyun sıcaklığına alıştırıldı (30 dakika ya da daha uzun sırasında) (25-27 ° C). </li><li> PMT açın ve rotifer kültürü kabına yosun besleme pompalamaya başlar. PMT zamanlayıcı özelliğini kullanarak, o ~ yosun yem karışımı 1.6 ml günde, kültürde milyon rotifer başına teslim edilir, böylece yosun besleme karışımının doğum hızını ayarlamak. 24 saatlik bir süre boyunca düzenli aralıklarla küçük porsiyonlar halinde beslenmeye dağıtın; besleme daha sık, daha iyi. </li><li> El belirli bir süre (örneğin, 1 dakika) için PMT açarak pompanın teslim oranını kalibre ve bir silindire veya behere bu aralık sırasında pompalar yosun toplamak. Örneğin, PMT dozlarının alg 5 ml 1 dakika içinde, o doz hızı olurdu5 ml yosun / dakika. </li><li> 1.6 ml, milyonlarca, mevcut rotifer sayısı çarpılarak gerekli günlük beslenme oranını hesaplayın. Örneğin, 100,000,000 rotifer bir popülasyon ile Rotifer kültürü ~ gün (100 x 1.6 mi) başına besleme 160 ml gerektirecektir. </li><li> 24 saatlik bir süre boyunca düzenli aralıklarla günlük toplam yem ihtiyacını doz PMT ayarlayın. Örneğin, 160 ml&#39;lik bir toplam günlük besleme miktarı teslim kısımlar halinde teslim edilebilmektedir kez 8 kez günlük 4 dakika boyunca 5 ml / dk&#39;lık bir dozlama pompası oranı ile bir PMT seti kullanılarak bir 24 saatlik bir süre boyunca her 3 st (5 ml / dakika x 4 dak = 20 ml x 8 besleme = 160 ml) eklenmiştir. </li><li> Hasat öncesi, 72 saat - bu gerekli nüfus üretir kadar kültür 48, tipik, büyümeye izin verin. 24 saatte, yukarı post-başlatmak kültür kabına ipi parçacık filtreleri eklemek ve normal bakım başlar. </li></ol></li><li> Bakım NOT: Kültür sürekli olarak çalışır ve rutin gerektirirİdeal aşağıdaki sırayla, her gün aynı saatte yapılmalıdır e bakım. <ol><li> Temiz mevcut hacmin% 90 FCV&#39;nin doldurun, 10 g / L akvaryum tuzları ile dozda tatlı su, kloru giderilmiş. Su kuyusu karışık olduğunu ve tuz hepsi tamamen çözülür emin olun. Bir &quot;yuvarlanan kaynatın&quot; korur, böylece damar içine hava akışını ayarlayın. Bir refraktometre ile tuzluluk ölçün ve tuzluluk 10 g / L olduğundan emin olun. Bunu aşmak için bu hedefe ulaşmak değil, kritik öneme sahiptir. </li><li> Kültür farklı bölgelerinden gelen, 3 ml bir transfer pipet veya autopipettor kullanarak her - daha sonra 2 3 örnekleri toplamak, kültür, iyi karışmış olduğundan emin olun: CV rotifer tadına bakın. Bir tüp içinde, bu örnekleri birleştirin ve uygun boyutu (örneğin, 10 mi) şişesine yerleştirilir. </li><li> Aktarım 1 - bir petri kabı üzerine birleştirilen numunenin 2 ml bir tahlil mikroskobu altında görüntülendi böylece. Kültür kalitesini kontrol edin (davranışını yüzmerotiferler, müstakil yumurta varlığı, kirletici protozoa). </li><li> Örnek 50% Lugols iyot solüsyonu 100 ul ekleyerek kalan Birleştirilen numunede rotatorların hareketsiz. Saniyeler içinde Lugols eklenmesinden sonra, yüzme durdurmak için rotifer gözlemlemek. Şimdi, kolayca rotifer saymak. Not: Etanol, seyreltik ağartma ya da sirke Lugols yerine kullanılabilir. Sirke (2 damla / 10 ml) olmanın avantajları vardır tehlikesiz, ve rotifer sözleşme yapma olamaz ağartıcı ve iyot çözümleri gibi depolama gücünü kaybetme, böylece kirpikler corona ve &quot;ayak&quot; genişletilmiş kalır ve hayvanlar daha doğal görünüyor. </li><li> Daha sonra hızlı bir plastik pipet bir ~ 2 ml&#39;lik alt örnek almak, (hareketsiz rotiferler hızla yerleşmek) numune iyice karıştırılır olduğundan emin olun ve bir Sedgewick-Mertek sayma slayt içine 1 ml dağıtmak (20 x 50 1 mm kareler) (Şekil 2 ). Diseksiyon veya bileşik mikroskop kullanarak, bozulmamış rotifer ve t saymakBu rotifer bağlı yumurta otal numarası (Şekil 2). ~ 100 rotifer saymak için gerekli olarak slayt alanının kadar sayın. Ml başına rotifer sayısını hesaplayın ve bir elektronik tablo veya defterine bu kaydedin. </li><li> Hasat ~ CV rotifer hacminin% 30: yavaşça CV altındaki vanayı açın, hava temini ve diş ipi filtresini çıkarın ve su 53 mikron elek ile birlikte bir plankton toplayıcıya akmasını sağlayın. Bir kova ya da drenaja filtreleme sonra kolektör altından dışarı akan suyu toplamak. Rotifer zarar görmesini önlemek için orta akışına nazik kullanın. Rotifer ekranda kurumasına izin vermeyin. </li><li> Tutarlılık nedenlerden dolayı, rotiferler standart bir sayıda, her gün FCV oluşturulması tavsiye edilir. Bu nedenle, bilinen CV rotifer yoğunluğu ve hasat hacmine göre, tutarlı bir nihai yoğunluk elde etmek FCV toplam hacmini ayarlamak (örn., 1500 rotiferler / ml). Hasat roti ekleFCV için fers: (- 15 g / L 10) yavaşça temiz tuzlu su dolu bir yıkama şişesi kullanılarak tahsilat ekranından rotifer aktarın. FCV üzerinde ekranı ters çevirin ve tuzlu su hafif bir akım ile FCV&#39;nin içine rotifer yıkayın. FCV için (~ günde milyon rotifer başına 1.57 ml) beslemeyi sağlamak için PMT başlatın. </li><li> Temiz, yumuşak bir naylon fırça veya ovma pad ile CV tüm içini fırçalayın. </li><li> Suyun hacmi, hasat kaybı karşılamak üzere, bir 5 galonluk bir kova temiz RO su ölçülü bir miktarda tuz, uygun miktarının ilave edilmesi ile 15 g / L su için yeni bir karışımını yapın. Kova su tuz ekleyin ve tamamen eriyene kadar kuvvetlice karıştırın ve sonra CV ekleyin. </li><li> Bir lavaboda bir yüksek basınçlı püskürtme kullanarak, enkaz serbest kalıncaya kadar ipi filtreyi durulayın ve ardından CV iade. </li><li> Rotifer / ml günlük sayımına göre, her dozlama olayın süresini değiştirerek CV teslim alglerin yem oranlarını ayarlayın.Teslim edilecek besleme uygun miktarını belirlemek için, yukarıdaki aşama 1.3.8 verilen hesaplamalar kullanın. </li><li> Yaklaşık 24 saat sonra, işlemi tekrarlayın. Yukarıda tarif edilen (- 1.4.10 1.4.2 adımları) ile aynı şekilde (bir önceki gün için gerekli değil) FCV kalan rotatorların hasat başlayın. Taze ve temiz kloru giderilmiş su (5 g / L tuz) 2 L bunları konsantre edin. Bu yedek kaynağı olarak 4 ° C&#39;de saklandı veya bu protokolde tarif edilenin ötesinde, balık sonraki aşamalarını beslemek için de kullanılabilir. NOT: Bu protokol 2 kadar izin - CV rotifer ciddi sonuçları olmadan hasat atlandığını tahammül çünkü, (normal otomatik besleme) ile azaltılmış kültür bakımı 3 gün. </li></ol></li></ol> 2. Polikültür <ol><li> Kurmak <ol><li> Nazikçe steril fis ile durulama ardından çay-süzgecinden kökenli embriyolar dökülmesi ve bir yumurtlama olayı Zebra balığı embriyolar toplayınh su (veya uygun koşullu çözümün herhangi diğer non-kontamine kaynak; örneğin, embriyo orta, E3, vb) petri kutularının içine bir yıkama şişesinden. </li><li> 5 gün süre ile çanak başına 50 embriyo - 40 arasında bir yoğunlukta petri kaplarına 28 ° C - 25 ° embriyolar inkübe edin. </li><li> 5 gün sonrası fertilizasyon veya yumurtadan larva% 90 daha aktif su kolonunda kadar yüzme üzerindeki polikültür fazı başlayın. </li></ol></li><li> Aşılama <ol><li> Doğrudan 3.5 L kreş tankına FCV&#39;nin gelen rotifer kültürü 500 ml ekleyin; Rotifer kültür suyun dahil polyculture sırasında rotifer besin içeriği tutar alg besleme sağlar. </li><li> Yavaşça kreş tankına tek petri larvaları dökün. Hiçbir larvalar çanak kalmadığından emin olun. </li><li> 1 L&#39;lik bir son hacim ve son bir s ulaşmak için tanka bir sirkülasyon sisteminde veya özel su kaynağından, temiz durumunu balık suyu 500 ml ilave edilir5 g / L alinity. NOT: Bu tuzluluk Zebra balığı larvaları hayatta olumsuz tuzluluk olumsuz etkiledi olacak&gt; 7 g / L ve rotifer hayatta ise etkilenecek çünkü kritik tuzluluk &lt;2 g / L ise. </li></ol></li><li> Polikültür aşaması NOT: polikültür fazı (gün 5-9 sonrası fertilizasyon karşılık, 5 gün toplam) en fazla 4 gün sonrası aşılama için sürmelidir. <ol><li> Rotifer ve balık mevcut ve büyüyen olduğundan emin olmak için, bu dönemde en az bir kez günde polikültür tankı gözlemleyin. Rotifer su kolonu boyunca görünür olduğundan emin olun. Fishs rotifer arasında yüzme, su sütunu içinde de görünür olduğundan emin olun. </li><li> Tanktan normal su akışını başlatın. Bir ekran yerleştirin veya tankın dışarı atılır olmadığını larvaların sağlamak için drenaj portu üzerinden bölme. NOT: Bu fazın sonunda, balık, Artemia gibi daha büyük avlarını tüketmek için yeterince büyük olacak125 mikron - 75 boyut aralığında nauplii veya işlenmiş yem öğeler. Not: Örnek polyculture tankı içindeki rotiferin popülasyon dinamikleri adımları 1.4.2 tarif edildiği gibi aynı şekilde tanktan rotatorların / sayma örnekleme ile ölçüldü - 1.4.5. Tamamlanana kadar bu polyculture aşamasının başından itibaren günde bir kez yapılmıştır. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Ribas, L., Piferrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+(Danio+rerio)+as+a+model+organism,+with+emphasis+on+applications+for+finfish+aquaculture+research.">The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research.</a> Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).</li><li>Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+understanding+tissue+regenerative+capacity+and+mechanisms+in+animals.">Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals.</a> Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).</li><li>Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+complex+tissue+regeneration.">The zebrafish as a model for complex tissue regeneration.</a> Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! modeling human disease in zebrafish.</a> Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feasibility+study+of+the+zebrafish+assay+as+an+alternative+method+to+screen+for+developmental+toxicity+and+embryotoxicity+using+a+training+set+of+27+compounds.">Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds.</a> Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+husbandry+of+zebrafish+(Danio+rerio):+A+review.">The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review.</a> Aquaculture. 269, 1-20 (2007).</li><li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).</li><li>Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).</li><li>Carvalho, P., Arau, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+zebrafish+(Danio+rerio)+larvae+without+live+food:+evaluation+of+a+commercial,+a+practical+and+a+purified+starter+diet+on+larval+performance.">Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance.</a> Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).</li><li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+rearing+first-feeding+larval+zebrafish:+polyculture+with+Type+L+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis).">A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis).</a> Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+zebrafish+husbandry+and+management.">Advances in zebrafish husbandry and management.</a> Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).</li><li>Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+culturing+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis)+for+rearing+larval+zebrafish.">Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish.</a> Zebrafish. 9, 140-146 (2012).</li><li>Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).</li></ol>

AK Henry Reed kültür balıkçılığı, Inc., su ürünleri yetiştiriciliği ve balık hobisi pazarlara rotifer, alg konsantreleri ve diğer malzemeleri sağlayan bir şirket tarafından istihdam edilmektedir.

Aynı tankta rotifer birlikte Zebra balığı larvaları ilk besleme balık beslemek için sürekli rotifer kültürü sisteminin kurulması ve bakımı ve kültüre: erken larva zebrafish beslenmesi için rotifer polikültür yönteminin başarılı bir şekilde uygulanması etkili iki görevler için protokoller gerektirir. İlk Lawrence ve yazarları 14 tarafından açıklanan Zebra balığı laboratuvarlar için sürekli bir tuzlu su rotifer üretim sistemi kurulum değiştiri...

Zebra balığı (Danio rerio), bilimsel disiplinlerin giderek artan sayıda kullanılan bir seçkin laboratuvar hayvanları da dahil olmak üzere, ancak gelişim genetiği, toksikoloji, davranış, yetiştiricilik, rejeneratif biyoloji ve birçok insan bozukluklarının 1 modellenmesi ile sınırlı değildir - 5. Türlerin laboratuarda bakımı nispeten kolay olmasına rağmen, kendi kültürlerine 6 ile ilgili yönetim zorlukları bir dizi vardır. Bunların en göze çarpan balık ilk gaz mesane enflasyon 7 sonraki beslemeye başlar, özellikle larva yetiştiriciliği olduğunu. Büyüme 5 gün özellikle kritik 7 olmak - Normal, kontrollü koşullar altında, bu gelişimsel olay aşağıdaki 3 5 ~ at gün sonrası döllenme (dpf) oluşur. Yem öğeleri, Diges uygun büyüklükte olmalıdır - bu aşamada merkezi teknik zorluk yeterince birinci besleme larvaların beslenme ihtiyaçlarını karşılamak içinkültür tankları aşırı atık oluşturmadan neredeyse sürekli olarak cazip ve uygun ludur,. Tarihsel bu rutin su değişimi 8,9 ile birlikte, tanklarda balık yem sayısız küçük miktarlarda sunarak genellikle elde edilmiştir. Bu yöntemler, bir dereceye kadar başarılı olsa da, bunlar, verimsiz yüksek işçilik girdileri gerektirir ve sadece değişken ve büyüme ve hayatta kalma 10 sınırlı fiyat döndürür. Doğada, Zebra balığı larvaları muhtemelen su kolonu 11 bol küçük zooplankton mevcut beslenirler. Bu nedenle, bu tür Paramecium, rotifer ve Artemia olarak canlı yayınları dahil larva protokolleri genellikle 7 en verimli. 2010 yılında, En İyi ve ortak yazarlar bu eksojen beslenme 12 ilk 5 gün tuzlu su rotifer ile birlikte statik, tuzlu suda larva zebrafish büyümek mümkün olduğunu gösterdi. Koşum Bu yaklaşım,es rotifer kültürlerin doğal yüksek verimlilik, düşük emek girdisi 12,13 ile larva büyüme ve hayatta kalma verimleri çok yüksek fiyatlar, su kirletmeden bol, oldukça besleyici av sağlamak. Son yıllarda, tüm dünyada laboratuvarlar giderek artan sayıda, bu protokolün varyasyonlarını benimsemiş ve birçok şimdi yetiştirme sistemlerinin 14 desteklemek için sürekli bir şekilde rotifer kültüre edilir. Geçtiğimiz birkaç yıl içinde, rotifer / Zebra balığı polyculture ve rotifer üretimi hem yöntemleri rafine ve daha standart ve kolayca ölçeklenebilir olma geliştirilmiştir. Bu makalede, 1 için adım adım yönergeler) sürekli ve sağlam rotifer üretimi ve 2) eksojen beslenmenin ilk 5 gün balık sağlam büyümeyi desteklemek için kullanılan rotifer / Zebra balığı polikültür sisteminin kurulmasını sağlar.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="823">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Rotifer Culture Infrastructure</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">100 Liter Culture Vessel</td>
			<td style="width:135px;">Aquaneering</td>
			<td style="width:119px;">Custom</td>
			<td style="width:264px;">Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">5 Gallon Culture Bucket Kit</td>
			<td style="width:135px;">Reed Mariculture</td>
			<td style="width:119px;">CCS Starter Kit</td>
			<td style="width:264px;">Small volume culture vessel for small facilities</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Rigid Clear Tubing 1/2&#34; O.D., 36&#8221;</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">16025</td>
			<td style="width:264px;">Rigid clear tubing for air delivery</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Mesh tube</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">RT444X</td>
			<td style="width:264px;">Mesh tube support for floss filter</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Rotifer Floss</td>
			<td style="width:135px;">Reed Mariculture</td>
			<td style="width:119px;">Rotifer floss 12&#8221; x 42&#8221;</td>
			<td style="width:264px;">Particulate waste trap</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD</td>
			<td style="width:135px;">Grainger</td>
			<td style="width:119px;">38M003&#160;</td>
			<td style="width:264px;">Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture)</td>
			<td style="width:135px;">Coral Vue</td>
			<td style="width:119px;">SKU: IC-LQD-DSR</td>
			<td style="width:264px;">Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Silicone Tubing&#160;</td>
			<td style="width:135px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;">Tubing for algae delivery to rotifer vessel</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Rigid Clear Tubing &#34; O.D.,36&#8221;</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">16025</td>
			<td style="width:264px;">Rigid clear tubing for air delivery to algae paste</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Rigid Clear Tubing O.D., 36&#8221;</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">16025</td>
			<td style="width:264px;">Rigid clear tubing for algae delivery</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Rotifers</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L</td>
			<td style="width:135px;">Reed Mariculture</td>
			<td style="width:119px;">Type L 5 million</td>
			<td style="width:264px;">Rotifer stock culture for system startup</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Rotifer Feed</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:45px;width:305px;">Sodium hydroxymethylsulfonate</td>
			<td style="width:135px;">Reed Mariculture</td>
			<td style="width:119px;">ClorAm-X&#174; 1lb tub</td>
			<td style="width:264px;">Ammonia reducer for algae feed mix</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Sodium Bicarbonate</td>
			<td style="width:135px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">S25533B</td>
			<td style="width:264px;">pH buffer for algae feed mix</td>
		</tr>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:45px;width:305px;">Microalgae concentrate</td>
			<td style="width:135px;">Reed Mariculture</td>
			<td style="width:119px;">Rotigrow Plus&#174; 1 liter bag</td>
			<td style="width:264px;">Nutritionally optimized rotifer feed</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Water Preparation</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="96">
			<td height="96" style="height:96px;width:305px;">&#160;Reef Crystals Reef Salt</td>
			<td style="width:135px;">That Fish Place</td>
			<td style="width:119px;">198210</td>
			<td style="width:264px;">Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used).&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Refractometer</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">SR6</td>
			<td style="width:264px;">measuring salinity</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Rotifer Culture Equipment</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Plankton Collectors 12&#34; Dia, 53 microns</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">BBPC20</td>
			<td style="width:264px;">Mesh screen for collecting rotifers</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Scrub Pads</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">SCR-58</td>
			<td style="width:264px;">Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Scrub Brush</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:264px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Bucket</td>
			<td style="width:135px;">Grainger Supply&#160;</td>
			<td style="width:119px;">43Y530</td>
			<td style="width:264px;">Graduated bucket for mixing culture water</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Hatching Jar</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Ecosystems</td>
			<td style="width:119px;">J30</td>
			<td style="width:264px;">Storage of algae feed mix</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Lugol&#8217;s Solution, Dilute</td>
			<td style="width:135px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">S99481</td>
			<td style="width:264px;">Agent used to immobilize live rotifers for counting</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid&#160;</td>
			<td style="width:135px;">Pentair Aquatic Eco-Systems</td>
			<td style="width:119px;">M415</td>
			<td style="width:264px;">Counting rotifers</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:305px;">Miscelleneous</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:305px;">Tea Strainer</td>
			<td style="width:135px;">Kitchenworks</td>
			<td style="width:119px;">971972</td>
			<td style="width:264px;">Used for collecting zebrafish embryos after spawning</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the complete and updated "rotifer polyculture method" for rearing first feeding zebrafish

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an "on-demand", nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.

Burada açıklanan sürekli rotifer kültürü sistemi dinamik ve günlük beslenme ve hasat oranlarında farklılıklar varsa rotifer numaraları zamanla küçük bir ölçüde dalgalanması için normaldir. Boston Çocuk Hastanesi su tesislerinde aktif kültürlerin bir rotiferler nüfusu, yukarıda tarif edilen şekilde hazırlanmış, 30 gün (Şekil 3) izlendi. Bu süre içinde ortalama kültür yoğunluğu 1.330 rotiferler / ml&#39;lik bir maksimum...

Watch this Scientific Journal Video about The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish at JoVE.com

The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Yetiştirme İlk Besleme Zebra balığı için komple ve Güncelleme &quot;Rotifer Polikültür Metodu&quot;

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science.  One of the most demanding technical aspects of ...

the-complete-updated-rotifer-polyculture-method-for-rearing-first

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

15.3K Görüntüleme.  Boston Children's Hospital. Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Video: The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS expression system1 in zebrafish larvae, and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells. The KalTA4-ERT2/UAS system is both inducible and reversible which allows us to induce cell transformation with precise temporal/spatial resolution in vivo. This provides us with a unique opportunity to live image how individual preneoplastic cells interact with host tissues as soon as they emerge, then follow their progression as well as regression. Recent studies in zebrafish larvae have shown a trophic function of innate immunity in the earliest stages of tumorigenesis2,3. Our inducible system would allow us to live image the onset of cellular transformation and the subsequent host response, which may lead to important insights on the underlying mechanisms for the regulation of oncogenic trophic inflammatory responses. We also discuss how one might adapt our protocol to achieve temporal and spatial control of ectopic gene expression in any tissue of interest.

Studying the earliest events of preneoplastic cell progression and innate immune cell interaction is pivotal to understand and treat cancer. Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformations and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells in zebrafish larvae.

Larva Zebra balığı Skin bir İndüklenebilir Gal4 / UAS İfade Sisteminin Kullanılması doğuştan gelen bağışıklık ve preneoplastik Hücre Etkileşimleri Canlı Görüntüleme

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Gelişim Biyolojisi

Use of the TetON System to Study Molecular Mechanisms of Zebrafish Regeneration

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough understanding of the molecular and cellular mechanisms involved requires experimental tools that allow for inducible, tissue-specific manipulation of gene expression or signaling pathways. Therefore, we and others have recently adapted the TetON system for use in zebrafish. The TetON system facilitates temporally and spatially-controlled gene expression and we have recently used this tool to probe for tissue-specific functions of Wnt/beta&#8211;catenin signaling during zebrafish tail fin regeneration. Here we describe the workflow for using the TetON system to achieve inducible, tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin. This includes the generation of stable transgenic TetActivator and TetResponder lines, transgene induction and techniques for verification of tissue-specific gene expression in the fin regenerate. Thus, this protocol serves as blueprint for setting up a functional TetON system in zebrafish and its subsequent use, in particular for studying fin regeneration.

Here we outline the workflow for using the TetON system to achieve tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin.

Teton Sisteminin Kullanımı Moleküler Mekanizmalar Zebra balığı Yenilenme Eğitim için

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough ...

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

Evans Blue Dye ile Zebra balığı Larva İskelet Kası Bütünlüğü Analizi

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

Yaşayan Zebra balığı Embriyo Hücre alt yapıları görüntüleme

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

Meyve Fly Yetiştirme<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Aksenik ve gnotobiyotik Koşullarında

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched modern biological inquiry through the work of Trembley more than 250 years ago. Presently the study of regeneration has seen a resurgence using both &#34;classic&#34; regenerative organisms, such as the Hydra, planaria and Urodeles, as well as a widening spectrum of species spanning the range of metazoa, from sponges through mammals. Besides its intrinsic interest as a biological phenomenon, understanding how regeneration works in a variety of species will inform us about whether regenerative processes share common features and/or species or context-specific cellular and molecular mechanisms. The starlet sea anemone, Nematostella vectensis, is an emerging model organism for regeneration. Like Hydra, Nematostella is a member of the ancient phylum, cnidaria, but within the class anthozoa, a sister clade to the hydrozoa that is evolutionarily more basal. Thus aspects of regeneration in Nematostella will be interesting to compare and contrast with those of Hydra and other cnidarians. In this article, we present a method to bisect, observe and classify regeneration of the aboral end of the Nematostella adult, which is called the physa. The physa naturally undergoes fission as a means of asexual reproduction, and either natural fission or manual amputation of the physa triggers re-growth and reformation of complex morphologies. Here we have codified these simple morphological changes in a Nematostella Regeneration Staging System (the NRSS). We use the NRSS to test the effects of chloroquine, an inhibitor of lysosomal function that blocks autophagy. The results show that the regeneration of polyp structures, particularly the mesenteries, is abnormal when autophagy is inhibited.

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Here we demonstrate how to induce and monitor regeneration in the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis, a model cnidarian anthozoan. We demonstrate how to amputate and categorize regeneration using a morphological staging system, and we use this system to reveal a requirement for autophagy in regenerating polyp structures.

Starlet Deniz Anemone Aboral physa Tam Polip Regeneration uyaran<em&gt; Nematostella vectensis</em

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched ...

In Vitro Growth of Mouse Preantral Follicles Under Simulated Microgravity

14 day-old mouse ovarian tissue and preantral follicles isolated from same-aged mice were incubated in a simulated microgravity culture system. We quantitatively assessed follicle survival, measured follicle and oocyte diameters, and examined ultrastructure of the oocytes produced from the system. We observed decreased follicle survival, downregulation of expressions of proliferating cell nuclear antigen and growth differentiation factor 9, as indicators for the development of granulosa cells and oocytes, respectively, and oocyte ultrastructural abnormalities under the simulated microgravity condition. The simulated microgravity experimental setup needs to be optimized to provide a model for investigation of the mechanisms involved in the oocyte/follicle in vitro development.

In Vitro Growth of Mouse Preantral Follicles Under Simulated Microgravity

A highly promising technique to generate tissue constructs without using matrix is to culture cells in a simulated microgravity condition. Using a rotary culture system, we examined ovarian follicle growth and oocyte maturation in terms of follicle survival, morphology, growth, and oocyte function under the simulated microgravity condition.

Vitro Simüle mikrogravite altında fare Preantral follikül gelişimi

14 day-old mouse ovarian tissue and preantral follicles isolated from same-aged mice were incubated in a simulated microgravity culture system. We ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. Various propositions claim to have been important contributions to the understanding of the mechanical properties of cells and tissues in their spatiotemporal organization in different developmental and morphogenetic processes. However, due to the lack of reliable and accessible tools to measure material properties and tensional parameters in vivo, validating these hypotheses has been difficult. Here we present methods employing atomic force microscopy (AFM) and particle tracking with the aim of quantifying the mechanical properties of the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. Epiboly is an early conserved developmental process whose study is facilitated by the transparency of the embryo. These methods are simple to implement, reliable, and widely applicable since they overcome intrusive interventions that could affect tissue mechanics. A simple strategy was applied for the mounting of specimens, AFM recording, and nanoparticle injections and tracking. This approach makes these methods easily adaptable to other developmental times or organisms.

The lack of tools to measure material properties and tensional parameters in vivo prevents validating their roles during development. We employed atomic force microscopy (AFM) and nanoparticle-tracking to quantify mechanical features on the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. These methods are reliable and widely applicable avoiding intrusive interventions.

AFM ve Zebra balığı embriyo sarısı hücre Microrheology

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Visualization of Cellular Electrical Activity in Zebrafish Early Embryos and Tumors

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling processes of excitable neuronal and muscular cells and many other biological processes, such as embryonic developmental patterning. However, there is a need for in vivo electrical activity monitoring in vertebrate embryogenesis. The advances of genetically encoded fluorescent voltage indicators (GEVIs) have made it possible to provide a solution for this challenge. Here, we describe how to create a transgenic voltage indicator zebrafish using the established voltage indicator, ASAP1 (Accelerated Sensor of Action Potentials 1), as an example. The Tol2 kit and a ubiquitous zebrafish promoter, ubi, were chosen in this study. We also explain&#160;the processes of Gateway site-specific cloning, Tol2 transposon-based zebrafish transgenesis, and the imaging process for early-stage fish embryos and fish tumors using regular epifluorescent microscopes. Using this fish line, we found that there are cellular electric voltage changes during zebrafish embryogenesis, and fish larval movement. Furthermore, it was observed that in a few zebrafish malignant peripheral nerve sheath tumors, the tumor cells were generally polarized compared to the surrounding normal tissues.

Here, we show the process of creating a cellular electric voltage reporter zebrafish line to visualize embryonic development, movement, and fish tumor cells in vivo.

Zebra balığı erken embriyo ve tümör hücresel elektrik aktivitesinin görselleştirme

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling ...

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by Sertoli cell junctions at the blood-testis barrier (BTB), which is the tightest tissue barrier in the mammalian body and segregates the seminiferous epithelium into two compartments, a basal and an adluminal. The BTB creates a unique microenvironment for germ cells in meiosis I/II and for the development of postmeiotic spermatids into spermatozoa via spermiogenesis. Here, we describe a reliable assay to monitor BTB integrity of mouse testis in vivo. An intact BTB blocks the diffusion of FITC-conjugated inulin from the basal to the apical compartment of the seminiferous tubules. This technique is suitable for studying gene candidates, viruses, or environmental toxicants that may affect BTB function or integrity, with an easy procedure and a minimal requirement of surgical skills compared to alternative methods.

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Here, we present a protocol to assess the blood-testis barrier integrity by injecting inulin-FITC into testes. This is an efficient in vivo method to study blood-testis barrier integrity that can be compromised by genetic and environmental elements.

Fare kan-Testis bariyeri bütünlük çalışma için In Vivo yöntemi

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by ...