We thank Viewpoint for their kind sponsorship of this manuscript. This work was funded by an Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC) Project Grant (APP1010110).

1. Dokunmatik uyarılmış Tepki Testi <ol><li> Dokunmatik uyarılmış Tepki Testi için Embriyolar dpf&#39;e 2 hazırlanması <ol><li> Etkinlik gün 17,18 boyunca önemli ölçüde değişebilir çünkü testi yapılır hangi günün hangi saati deneyler arasında tutarlı olduğundan emin olun. NOT: Deney kör gerçekleştirilen ve test sırası deneysel eserler en aza indirmek için randomize edilmelidir. </li><li> balık atama deneyi yürüten kişiye bilinmeyen bir numara suşları. serbestçe kullanılabilir online araçlar test sırasını belirleyen rastgele listesini oluşturmak kullanarak, bu aşağıdaki. </li><li> en az bir saat önce test, koryon bir delik kopyalama ve yavaşça ince cımbız çifti kullanılarak ayrı koryon çekerek dechorionate embriyolar. 28 ° C inkübatör dönmeden önce petri pislikleri temizleyin. </li></ol></li><li> Dokunmatik uyarılmış Tepki Testi Sahne <ol><li> Isı stage 28 ° C&#39;de en az 15 dakika için test başlamadan önce. Bu aşama sıcaklığı kontrol edilir ve 28 ° C&#39;de kalır: NOT &#160; Test süresince ° C. Sıcaklık aktivitesini etkileyecek ve sabit bir sıcaklıkta muhafaza etmek önemlidir. ısıtılmış aşamada mevcut değilse, o zaman, su sıcaklığının izlenmesi ve tüm deneyler aynı sıcaklıkta yürütülmelidir. </li><li> Embriyo orta (5 mM NaCl, 0.17mM KCI, 0.33 mM CaCl2, su içinde 0.33 mM MgSO 4) aydınlatılmış sahneye dolu bir petri yerleştirin ve petri üzerinde yüksek hızda kamera monte. </li><li> balık o kadar hızlı yüzme eylemi kaydedilir emin olmak için yakalama hızı olarak sn (1000 fps) 1.000 çerçevesini seçin (örneğin burada açıklanan izle Pix 5 gibi) ve &quot;çalışma alanı&quot; sekmesi altında video kamera kayıt yazılımı başlatın. </li><li> Bir seferde bir embriyo ile çalışan, Midd embriyo yerleştiringörüş alanında açıkça görülebilir zebrabalıkları sahip petri Le. NOT: Embriyo deney başlamadan recapturing ve embriyo konumlandırma bazı hastalık modellerinde kas zayıflığı teşvik edebilir uyaran ve tekrarlanan patlama yanıtları hissizleştirilmek neden olabileceğinden, başka bir ile değiştirin uzak öncesinde yüzer edin. </li><li> &quot;Rekor&quot; butonuna tıklayarak kaydetmeye başlayın ve başın üstünde bir künt iğne ile hafifçe dokunarak embriyo mechanosensory uyaran sunmak. </li><li> Embriyo görüş alanının dışında swum veya dinlenme döndüğünde Kaydı durdur. NOT: Mekanik uyaran aşağıdaki patlama kaçış tepkisi ilk 0,2 saniye içinde ivme zirveleri. Bu nedenle, balık görüş alanında bir kayıt çıkış tepkisinin ilk 0.2 saniye boyunca en az olduğundan emin olun. Adım 1.2.3 açıklanan yazılımı kullanarak, veriler otomatik olarak kaydedilirBir avi video dosyası olarak. Böyle indirmek için serbestçe kullanılabilir her ikisi de Bedava Video Capture veya Softonic, gibi alternatif video yakalama yazılımı da kullanılabilir. </li><li> Yeni bir petri embriyo dönün ve test için başka bir embriyo seçin. 15 balık az üzerinde test gerçekleştirin. </li></ol></li><li> Yüzme Davranış sayısallaştırılması <ol><li> Yüzme davranışı ölçmek için, yazılımı başlatmak ve Avi kaydedilen video dosyasını açmak için &quot;arka plan çıkarma olmadan Tek Larva Locomotion&quot; modülünü seçin. </li><li> &quot;Freehand&quot; ya da filmin menü çubuğu seçme alanlardan &quot;çokgen&quot; aracını kullanarak analiz için kullanılacak. Bölge balık orijinal pozisyonunu ve balık yüzmek olacağı bölgeyi hem de kapsar emin olun. prob analiz edilecek alanın dışında olduğundan emin olun. Yazılım otomatik olarak istenilen alanda balık yörüngesini takip edecektir. </li><li> t gerçekleştirmek içinO analiz, menü çubuğundan &quot;deney&quot; linkine tıklayın ve &quot;yürütme&quot; seçeneğini seçin. Istenen konumda ham veri analizi dosyası (.phr biçimi) kaydetmek isteyip istemediğiniz sorulduğunda. kaydettikten sonra, analiz başlamak için &quot;start&quot; tıklayın. &quot;Deney&quot; altında &quot;stop&quot; tıklayarak analizi End açılır menüsünden. sonuçlarını içeren bir pencere ekrana gelecektir. </li><li> &quot;Maksimum ivme&quot; değerini elde etmek için sağa kaydırın. İstenirse, sonuçlar pencereyi kapatmak ve &quot;sonuçları&quot; başlığı altında &quot;ihracat anlık sonuç&quot; butonuna tıklayarak bu verileri dışa açılır menüsünden. Uygun ham veri analizi dosyasını seçin ve açık tıklayın. bir elektronik tablo programında açılabilir bir metin dosyası hedef klasörde kaydedilir. </li><li> Her balık ve her bir suş için ortalama maksimum ivme elde etmek için ortalama bu işlemi tekrarlayın (Şekil 1). Not: Alternatif olarak usin içing Burada açıklanan yazılım, böyle serbestçe kullanılabilir ImageJ yazılım gibi benzer paketler ilgili hareket veri ayıklamak için kullanılabilir. 3D Parçacık Tracker eklentisi yüzme yörüngeleri izlemek için kullanılabilir. </li></ol></li></ol> 2. Hareket Testi - 10 dk Swim Testi <ol><li> Yüzme Analizi Embriyolar dpf&#39;e 6 Hazırlanması <ol><li> Gerekirse, sıralama embriyolar gerekli genotipi için, ayrı bir Petri kabı (tabak başına 25-30 embriyo) bir floresan protein veya fenotip ile ifade incelenmesi ve yerine göre örneğin. Seçenek olarak ise, genotip hareket tahlilin tamamlanmasından sonra belirlenebilir. </li><li> 3 dpf&#39;e, petri kapları yeniden incelemek ve herhangi bir çıkmamış embriyolar ve enkaz kaldırmak. 6 dpf&#39;e kadar 28 ° C inkübatör Petri yemekleri dönün. </li><li> Zebra balığı larvaları en aktif olduğu zamandır 9 am ve 12 saatleri arasında tüm suşların testini gerçekleştirin. p test ve pozisyonu sırası rastgelevahşi tip ve mutant örneklerin geç sirkadiyen farklılıklar ve diğer deneysel önyargı etkilerini en aza indirmek için. NOT: etkinlik gün boyunca önemli ölçüde değişebilir, çünkü test süresi deneyler arasında tutarlı olması önemlidir. </li><li> En az 30 dakika, oyuk başına bir larva ile 48 oyuklu plaka test yer larvalarına karşı önceden. Su yüzeyi sadece kuyunun üst altında olacak şekilde transferinden sonra hiçbir kabarcıkları vardır sağlanması, kuyu doldurun. 28 ° C inkübatör plakaları dönün. </li><li> kuluçka plakaları almak ve testten önce beş dakika ışığında iklime alıştırmak. </li></ol></li><li> Hareket tahlilin gerçekleştirilmesi <ol><li> Bu larvalar karanlıkta tespit edilebilir, böylece 60 kare / saniyeye kadar yakalayan, kızılötesi dijital kamera ile donatılmış kayıt odasına, içine 48 plaka yerleştirin. Kuyuların tüm lokomosyon yazılımına dairesel ızgara içine yerleştirilir emin olun ve tüm larvalar cle olduğunuarly saptanabilir. </li><li> yazılımı başlatmak ve &quot;izleme&quot; modülünü seçin. &quot;Dosyası&quot; altında &quot;oluşturmak yeni protokol&quot; üzerine tıklayın ve deney için kullanılan kuyuların numarayı düzenleyin. Deneme süresini ve &quot;parametreleri&quot; butonuna tıklayarak 10 dakika için entegrasyon süresini hem de set menü açılır ve &quot;protokol parametrelerini&quot; ve daha sonra &quot;zaman&quot; sekmesini seçerek. Aynı &quot;protokol parametreleri&quot; diyalog kutusunda &quot;seçenekler&quot; sekmesine tıklayın ve &quot;Numeriscope&quot; checkbox &quot;protokol parametreleri&quot; diyalog kutusu kapatılabilir, aşağıdaki tıklandığında emin olun. </li><li> kayıt alanları kuyulardan birinde tüm ızgara ve çift tıklayın vurgulamak ayarlayın. &quot;Çizmek alanlar&quot; butonuna tıklayın ve sol üst, sağ üst ve sol alt kuyuların etrafında çizmek ve yazılım otomatik olarak her bir konumunu belirlemek için izin verir &quot;build&quot;, tıklayın. Ayrıca bir ölçekte çizmekbar ve &quot;grubu için geçerli&quot; üzerine tıklayın. Tamamlandığında, &quot;alanlarını çizmek&quot; butonuna tıklayın. </li><li> Görme sadece balık hareketleri arka plan sinyalleri ile ortaya koyan bir seviyeye &quot;algılama eşiği&quot; çubuğunu kaydırarak algılama eşiğini belirler. NOT: algılama eşiği suşları ve böylece eşikleri, yeni bir suş test zaman belirlenmelidir arasında değişecektir. Örnek veriler 25 mm bir algılama eşiği sunulmaktadır / sn cinsinden kullanılmıştır. </li><li> test başlamadan önce hareketsizlik tespiti ve küçük ve büyük hareketler için hareket eşik girin. NOT: temsilci veriler 6 mm / sn bir hareketsizlik eşiğini ve 30 mm&#39;lik bir etkinlik patlama eşiğine sundu In / sn kullanılmıştır. eşikleri minimum hareket aktif dikkate alınması gereken belirlemek ve gerekli seviye patlama aktivitesini kabul ve (küçük aktif içine ancak patlama eylemlerinde altında faaliyet sınıflandırma izin edilecekty eşikleri) ve patlama aktivitesi eşiğinden daha büyük (büyük) hareketleri. eşikler incelendi özel balık türlerinin aktivitesine bağlı olarak değiştirilebilir. Not: Deney, ya açık ya da koyu koşullarda gerçekleştirilebilir, ancak zebra balığı larvası koyu 18 daha aktif olduğu gösterilmiştir. </li><li> &quot;Parametreleri&quot; altında &quot;ışık sürüş ayarları&quot; butonuna tıklayarak% 0 olması odasının içine ışık yoğunluğunu ayarlayın açılır menüsünden. Ortaya çıkan diyalog kutusunda, gerekli ışık ayarları ekleyin. NOT: odasının içine ışık yoğunluğu larva aktiviteyi teşvik etmek test süresinde ve kapatmak için tetiklenebilir </li><li> kayıt odasının kapısını kapatın ve video kaydını başlatmak. </li></ol></li><li> Yüzme Davranış sayısallaştırılması <ol><li> Deney tamamlandıktan sonra, &quot;deney&quot; altında &quot;stop&quot; linkine tıklayarak menüyü aşağı bırakın. Bir diyalog botüm sonuçlar x gösterilecektir. </li><li> &quot;Içeren açmak klasördeki&quot; konulu excel tıklamayla bu sonuçları erişebilir ve ortaya çıkan klasöründe görünür excel dosyasını açın. önemli parametreler &quot;smlct&quot; (küçük hareket sayımı), &quot;larct&quot; (büyük hareket sayımı), &quot;smldist&quot; (küçük hareketlerle balık tarafından katedilen toplam mesafe) ve &quot;lardist&quot; büyük hareketler balık kapsadığı (toplam mesafe vardır ). NOT: Kayıt sonrasında, yazılım da 10- sırasında hareketin bir görsel temsilini içeren ve bir .png resim dosyası ((10 dk kayıt video içeren) bir .avi dosyası biçiminde iki ek çıkış dosyaları döndürür dak deneyi; bakınız Şekil 2). </li><li> Lokomosyon değerleri hesaplanır kez doğru hesaplanmış lokomosyon değerleri balık yüzme hareketlerini tasvir edip, (bakınız Şekil yorumlayan .avi ve .png dosyalarını yeniden3). Not: Burada tarif edilen yazılım kullanılarak bir alternatif olarak, örneğin serbestçe kullanılabilir ImageJ yazılımı gibi paketler lokomotor davranışını izlemek için de kullanılabilir. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Bassett, D. I., Bryson-Richardson, R. J., Daggett, D. F., Gautier, P., Keenan, D. G., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophin+is+required+for+the+formation+of+stable+muscle+attachments+in+the+zebrafish+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dystrophin is required for the formation of stable muscle attachments in the zebrafish embryo.</a> Development. 130 (23), 5851-5860 (2003).</li>
<li>Gupta, V. A., Kawahara, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+splice+site+mutation+in+laminin-%CE%B12+results+in+a+severe+muscular+dystrophy+and+growth+abnormalities+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A splice site mutation in laminin-α2 results in a severe muscular dystrophy and growth abnormalities in zebrafish.</a> PLoS ONE. 7 (8), e43794(2012).</li>
<li>Gupta, V., Kawahara, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+dag1+mutant%3A+a+novel+genetic+model+for+dystroglycanopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">The zebrafish dag1 mutant: a novel genetic model for dystroglycanopathies.</a> Hum Mol Genet. 20 (9), 1712-1725 (2011).</li>
<li>Kawahara, G., Karpf, J. A., Myers, J. A., Alexander, M. S., Guyon, J. R., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+screening+in+a+zebrafish+model+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Drug screening in a zebrafish model of Duchenne muscular dystrophy.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (13), 5331-5336 (2011).</li>
<li>Telfer, W. R., Nelson, D. D., Waugh, T., Brooks, S. V., Dowling, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((neb%3A+a+zebrafish+model+of+nemaline+myopathy+due+to+nebulin+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+%26+Mech%22%5BJournal%5D)">neb: a zebrafish model of nemaline myopathy due to nebulin mutation.</a> Dis Model & Mech. 5 (3), 389-396 (2012).</li>
<li>Ruparelia, A. A., Oorschot, V., Vaz, R., Ramm, G., Bryson-Richardson, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+models+of+BAG3+myofibrillar+myopathy+suggest+a+toxic+gain+of+function+leading+to+BAG3+insufficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">Zebrafish models of BAG3 myofibrillar myopathy suggest a toxic gain of function leading to BAG3 insufficiency.</a> Acta Neuropathol. 128 (6), 821-833 (2014).</li>
<li>Sztal, T. E., Sonntag, C., Hall, T. E., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epistatic+dissection+of+laminin-receptor+interactions+in+dystrophic+zebrafish+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">Epistatic dissection of laminin-receptor interactions in dystrophic zebrafish muscle.</a> Hum Mol Genet. 21 (21), 4718-4731 (2012).</li>
<li>Sztal, T. E., Zhao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+models+for+nemaline+myopathy+reveal+a+spectrum+of+nemaline+bodies+contributing+to+reduced+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">Zebrafish models for nemaline myopathy reveal a spectrum of nemaline bodies contributing to reduced muscle function.</a> Acta Neuropathol. 130 (3), 389-406 (2015).</li>
<li>Pichler, F. B., Laurenson, S., Williams, L. C., Dodd, A., Copp, B. R., Love, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+discovery+and+global+gene+expression+analysis+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Chemical discovery and global gene expression analysis in zebrafish.</a> Nat Biotechnol. 21 (8), 879-883 (2003).</li>
<li>Peterson, R. T., Shaw, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+suppression+of+a+genetic+mutation+in+a+zebrafish+model+of+aortic+coarctation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Chemical suppression of a genetic mutation in a zebrafish model of aortic coarctation.</a> Nat Biotechnol. 22 (5), 595-599 (2004).</li>
<li>Kawahara, G., Serafini, P. R., Myers, J. A., Alexander, M. S., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+zebrafish+dysferlin+by+morpholino+knockdown%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Bioph+Res+Co%22%5BJournal%5D)">Characterization of zebrafish dysferlin by morpholino knockdown.</a> Biochem Bioph Res Co. 413 (2), 358-363 (2011).</li>
<li>Zon, L. I., Peterson, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+drug+discovery+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">In vivo drug discovery in the zebrafish.</a> Nat Rev Drug Discov. , (2005).</li>
<li>Smith, L. L., Beggs, A. H., Gupta, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+skeletal+muscle+defects+in+larval+zebrafish+by+birefringence+and+touch-evoke+escape+response+assays%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Analysis of skeletal muscle defects in larval zebrafish by birefringence and touch-evoke escape response assays.</a> J Vis Exp. (82), e50925(2013).</li>
<li>Sloboda, D. D., Claflin, D. R., Dowling, J. J., Brooks, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+measurement+during+contraction+to+assess+muscle+function+in+zebrafish+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Force measurement during contraction to assess muscle function in zebrafish larvae.</a> J Vis Exp. (77), (2013).</li>
<li>McDonald, C. M., Henricson, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+6-minute+walk+test+as+a+new+outcome+measure+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">The 6-minute walk test as a new outcome measure in Duchenne muscular dystrophy.</a> Muscle Nerve. 41 (4), 500-510 (2010).</li>
<li>McDonald, C. M., Henricson, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+6-minute+walk+test+and+other+clinical+endpoints+in+duchenne+muscular+dystrophy%3A+reliability%2C+concurrent+validity%2C+and+minimal+clinically+important+differences+from+a+multicenter+study%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">The 6-minute walk test and other clinical endpoints in duchenne muscular dystrophy: reliability, concurrent validity, and minimal clinically important differences from a multicenter study.</a> Muscle Nerve. 48 (3), 357-368 (2013).</li>
<li>Hurd, M. W., Debruyne, J., Straume, M., Cahill, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+rhythms+of+locomotor+activity+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Circadian rhythms of locomotor activity in zebrafish.</a> Physiol Behav. 65 (3), 465-472 (1998).</li>
<li>MacPhail, R. C., Brooks, J., Hunter, D. L., Padnos, B., Irons, T. D., Padilla, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locomotion+in+larval+zebrafish%3A+Influence+of+time+of+day%2C+lighting+and+ethanol%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotoxicology%22%5BJournal%5D)">Locomotion in larval zebrafish: Influence of time of day, lighting and ethanol.</a> Neurotoxicology. 30 (1), 52-58 (2009).</li>
<li>Berger, J., Berger, S., Jacoby, A. S., Wilton, S. D., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+exon-skipping+strategies+for+Duchenne+muscular+dystrophy+utilizing+dystrophin-deficient+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Evaluation of exon-skipping strategies for Duchenne muscular dystrophy utilizing dystrophin-deficient zebrafish.</a> J Cell Mol Med. 15 (12), 2643-2651 (2011).</li>
<li>Berger, J., Sztal, T., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+birefringence+readily+measures+the+level+of+muscle+damage+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Bioph+Res+Co%22%5BJournal%5D)">Quantification of birefringence readily measures the level of muscle damage in zebrafish.</a> Biochem Bioph Res Co. 423 (4), 785-788 (2012).</li>
<li>Ravenscroft, G., Jackaman, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+dominant+ACTA1+disease+recapitulate+human+disease+and+provide+insight+into+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Mouse models of dominant ACTA1 disease recapitulate human disease and provide insight into therapies.</a> Brain. 134 (4), 1101-1115 (2011).</li>
<li>Ravenscroft, G., Wilmshurst, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+ACTA1+mutation+resulting+in+a+severe+congenital+myopathy+with+nemaline+bodies%2C+intranuclear+rods+and+type+I+fibre+predominance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscular+Disord%22%5BJournal%5D)">A novel ACTA1 mutation resulting in a severe congenital myopathy with nemaline bodies, intranuclear rods and type I fibre predominance.</a> Neuromuscular Disord. 21 (1), 31-36 (2011).</li>
<li>Wolman, M. A., Jain, R. A., Liss, L., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+modulation+of+memory+formation+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Chemical modulation of memory formation in larval zebrafish.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (37), 15468-15473 (2011).</li>
<li>Müller, U. K., van Leeuwen, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swimming+of+larval+zebrafish%3A+ontogeny+of+body+waves+and+implications+for+locomotory+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Swimming of larval zebrafish: ontogeny of body waves and implications for locomotory development.</a> J Exp Biol. 207 (Pt 5), 853-868 (2004).</li>
<li>Cheng, W., Tian, J., Burgunder, J. M., Hunziker, W., Eng, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myotonia+congenita-associated+mutations+in+chloride+channel-1+affect+zebrafish+body+wave+swimming+kinematics%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Myotonia congenita-associated mutations in chloride channel-1 affect zebrafish body wave swimming kinematics.</a> PLoS ONE. 9 (8), e103445(2014).</li>
<li>Moggio, M., Colombo, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+disease+heterogeneity%3A+a+prognostic+challenge%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Myol%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial disease heterogeneity: a prognostic challenge.</a> Acta Myol. 33 (2), 86-93 (2014).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

fareler, köpekler, Zebra balığı, sinek ve solucanlar gibi birçok farklı hayvan modelleri kas hastalıklarının genetik ve moleküler temeli anlayışımız yolunda katkıda ve bunlarla mücadele etmek terapötik yaklaşımların geliştirilmesinde yardımcı olması. Zebra balığı kas hastalığı çalışmaları için çeşitli avantajlar sunuyor. Zebra balığı, in vitro kültür sistemlerinde mümkün değildir, uygun bir fizyolojik bir ortamda, karmaşık kas modelli değerlendirmek için genetik olarak manipüle edilebilir bir sistem sağlar. Diğer omurgalı hayvan modellerinde farklı olarak, hep birlikte optik berraklık üretilen balık sayıda, in vivo kimyasal ve genetik tarama hızlı, yüksek hacimli kolaylaştırır. Burada zebrabalıkları embriyogenez sırasında kas performansını değerlendirmek için yüksek verimlilik ve otomatik bir yöntem sağlamak için Zebra balığı hareket deneyleri gelişimini açıklar. Her iki tahliller için de kabul edilmesi gerektiğini sirkadiyen ritimler vedış çevresel uyaranlara anlamlı zebrabalıkları yüzme davranışı 17,18 etkileyecektir. Aynı zebrabalıkları Tekrarlanan test de 23 uyaran dokunsal yanıt olarak bir azalmaya neden alışkanlık yol açacaktır. Bu nedenle, deneyler arasında tekrarlanabilir sonuçlar her zebrabalıkları embriyo elde etmek için sadece bir gün ve aydınlatma koşulları zaman standardize edilmelidir kez test edilmiş ve su sıcaklığı sıkı regüle edilmesi gerekmektedir edilmelidir. doğrudan kas kuvveti ile orantılı bir patlama yüzme eylemi, maksimum ivme ölçebilir dpf&#39;e dokunma kullanarak 2&#39;de analiz uyarılmış. Zebra balığı Önceki teknikler ölçülür bir elektrik alanı ve kas 14 kuvvet üreten yeteneğini kullanarak uyarılan kas kasılması deneysel ekipman aşağıdakilere embriyoların her iki ucunu bağlayarak kas kuvveti inceledik. Bu yöntem, t üretim kapasitesi kuvvetini ölçer ikenO larva kas, bu yüzme sırasında larva kas tarafından üretilen gerçek gücü ölçmez. Bu nedenle dolaylı olarak kas sağlığının genel bir ölçü sağlamak için, normal larva yüzme hareketi sırasında oluşan kuvveti değerlendirmek için bir yöntem geliştirdi. 1000 kare hızında bireysel zebrabalıkları hareketleri kayıt yeteneğine yüksek hızlı video sistemi, / sn gözle doğrudan ayırt edilemez kas fonksiyonlarının küçük ama anlamlı farklılıklar tespit etmek için kullanılabilir. Bu elektriksel olarak uyarılmış kuvvet nesil değişiklikleri yüzme performansında değişiklikler ile ilişkili bildirilen ne kadar önceden görmek için ilgi olacaktır. Ek olarak dokunmatik yanıt deneyler ayrıca lokomotor davranışlar nicel bir ölçümünü elde etmek için, yüzme hareketi 24 boyunca vücut dalga şekli ve hız gibi yüzme kinematik değerlendirmek için kullanılabilir uyarılmış. Nedeniyle zebraf spontan hareketineish larvalar 3 dpf&#39;e sonra, biz kas fonksiyonunu ölçmek için dokunmatik uyandırmak deneyleri gerçekleştirmek mümkün değildi. Tersine, biz 6 dpf&#39;e Zebra balığı larvalarının mesafe swum belirleyerek daha uzun bir süre boyunca kas performansını ölçtük. Bu test, kas fonksiyonunun dolaylı ölçüm de, balık bozulmuş kas performansının 8 veya nörodejenerasyonu 25,26 görüntülendiği belirlemek için kullanılabilir. Bu test 6 dakika yürüme testine benzer bir ölçüm sağlar ama aynı zamanda in vivo ilaç ya da mutagenez ekranlarında otomatik yüksek verimlilik için uygun değil sadece.

Geçtiğimiz on yıl zebrabalıkları üzerinde giderek kas hücre biyolojisi ve hastalık incelemek için kullanılır olmuştur. optik netlik ile birleştiğinde zebrafish embriyo, hızlı dış gelişme, kas oluşumu, büyüme ve fonksiyon doğrudan görselleştirme izin verir. Kas geliştirme süreci son derece zebrabalıkları muhafaza edilir ve bu müsküler distrofi ve konjenital miyopatiler 1-8 da dahil olmak üzere kas hastalıklarının bir dizi başarılı modelleme izin verdi. Zebra balığı modellerin detaylı olarak incelenmesi ancak bu koşulların patobiyolojisi yeni bakış açıları sağlanan değil, aynı zamanda uygun tedavilerin 6,9-13 test için bir platform sağlamadı. kas hastalıklarının zebrabalıkları modellerinin analizi kas performansını ölçmek için güvenilir ve tekrarlanabilir deneyleri dayanır. Önceki çalışmalar başarıyla tarafından DPF 3 ila 7 arasında balık Zebra balığı gövde kas kuvveti üreten yeteneği ölçülür varelektriksel bir güç iletim sistemi 14 bağlı bir hareketsizleştirilmiş balık kasılmasını stimüle eder. Bu kuvvet detaylı ölçümler sağlayabilir ancak ideal yüksek verim deneyleri için uygun değildir ve yüzme sırasında kas performansını ölçmek için avantajları vardır. Zebra balığı kas dpf 2&#39;de tamamen işlevseldir ve balık uyaranlara yanıt olarak patlama yüzme hareketleri ortaya çıkarabilir. dokunmatik uyandırmak çıkış yanıt deney kasılma gücünün bir ölçüsü olarak kullanılabilir bir darbe yüzme hareketi sırasında ivme ölçümü için kullanılır. Miyopati hastalarda kas fonksiyonlarının en çok kullanılan önlemlerden biri toplam mesafe sert ve düz bir yüzeye 15,16 yürüdü kaydeden 6 dk yürüme testidir. Biz toplam mesafe yapılırsa yapılsın izlemek ve böylece, zebra balığı larvası dpf 6 kas fonksiyonu ölçmek için kıyaslanabilir bir test uygulanmış ve 10 dakikalık bir süre boyunca, her bir larvaya yapılan hareketlerin sayısı var. Bu gerçekleştirilirkas performansı, güvenilir ve yüksek verimli ölçümleri sağlayan otomatik bir izleme sistemi kullanılarak. Her iki kas testleri yüksek oranda tekrarlanabilir ve Zebra balığı miyopati modellerde 8 kas performansında farklılıklar ölçmek için kullanılmıştır.

<table><tbody><tr><td>21 G x 1&#039; Blunt Needle</td><td>Terumo/Admiral Medical Supplies</td><td>TE2125</td><td></td></tr><tr><td>48-well plates</td><td>Sigma</td><td>M8937</td><td></td></tr><tr><td>90 mm Petri Dishes</td><td>Pacific Laboratory Products PT</td><td>S90001</td><td></td></tr><tr><td>High Speed Camera</td><td>Baumer</td><td>HXC20</td><td></td></tr><tr><td>http://www.randomization.com</td><td>N/A</td><td></td><td>Steps 1.1.2, 2.1.3</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Thermoline Scientific</td><td>TEI-43L</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Pipette</td><td>VWR</td><td>16001-188</td><td></td></tr><tr><td>StreamPix5</td><td>NorPix</td><td></td><td>Step 1.2.3</td></tr><tr><td>Temperature Control Unit</td><td>Viewpoint</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tweezers, style 8</td><td>ProSciTech</td><td>T04-821</td><td></td></tr><tr><td>Zebrabox System</td><td>Viewpoint</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zebralab</td><td>Viewpoint</td><td></td><td>Steps 1.3.1, 2.2.1</td></tr></tbody></table>

using touch-evoked response and locomotion assays to assess muscle performance and function in zebrafish

Zebra balığı kas gelişimi son derece onlara kas fonksiyonu ve hastalık incelemek için mükemmel bir model yapma memeli sistemlerle muhafaza edilir. iskelet kas fonksiyonunu etkileyen birçok miyopatiler hızlı ve kolay bir embriyogenez ilk birkaç gün içinde zebrafish değerlendirilebilir. 24 saat sonrası fertilizasyon (hpf) tarafından, wild tip zebrabalıkları kendiliğinden kuyruk kasları sözleşme ve 48 hpf, Zebra balığı sergi kontrollü yüzme davranışlarıyla. sıklığında azalma, ya da diğer değişiklikler, bu hareketler bir iskelet kas disfonksiyonu gösterebilir. yüzme davranışlarını analiz ve erken Zebra balığı gelişiminde kas performansını değerlendirmek için, biz de dokunmatik uyarılmış kaçış tepkisi ve hareket analizleri kullanmaktadır. Dokunmatik uyarılmış kaçış tepki deneyleri hızlı kasılan kas liflerinin kasılmasıyla ortaya çıkan kısa patlama hareketleri sırasında kas performansını değerlendirmek için kullanılabilir. Bu durumda, bir dokunun bir dış etmenin etkisi, yanıt olarak,Baş, sonrası fertilizasyon (dpf) 2 gün wild tip Zebra balığı genellikle keskin dönüşler eşliğinde güçlü bir patlama yüzmek, sergilerler. Bizim yöntemi ivme kas kasılması tarafından üretilen kuvvet ile doğru orantılı olarak, bir patlama yüzme hareketi sırasında maksimum ivmeyi ölçerek iskelet kası fonksiyonunu rakamlarla. Buna karşılık, erken zebra balığı larva gelişimi sırasında hareket yeteneği deneyler, kas aktivitesinin devam dönemlerde kas performansının değerlendirilmesi için kullanılır. yüzme davranışlarını izlemek için bir izleme sistemi kullanarak, biz onların iskelet kas fonksiyonlarının yansıtıcı 6 gün eski Zebra balığı faaliyet ve mesafe sıklığı otomatik hesaplama, edinin. yüzme performansı ölçümleri hastalık modelleri ve iskelet kas fonksiyonunu etkileyen mutasyonlar veya kimyasal tedavilerin yüksek verimli tarama fenotipik değerlendirme için değerlidir.

Dokunun yanıt deney Kas gücünün orantılı ölçüsüdür hızı ve yüzme hareketlerinin ivmesini belirlemek için kullanılabilir uyarılmış. Mekanik bir uyarana tepki olarak böyle vahşi tip Zebra balığı sergi hızlı bir yüzme eylem dpf&#39;e kafasına 2 küçük musluk gibi. Video yakalanır ve iki farklı zebra balığı miyopati modellerde analiz edilmiştir: Tg (ACTA1 D286G -eGFP), önemli bir kas güçsüzlüğü gösterilmiştir nemaline miyopati modeli ve şiddetli kas kusurları tarif edildiği Duchenne kas distrofisi modeli 19,20 dpf&#39;e 5 de. Tipik bir dokunuş bir videodan Görüntüler Şekil 1A temsil edilmektedir tahlil uyarılmış. Zebra balığı hızlandırılması incelenmiş ve patlama yüzme kaçış tepkisi (Şekil 1B) ilk 0,2 saniye içinde zirveye bulunmuştur. Bu zirve maksimum ivme kuvveti g orantılı bir önlem sağlariskelet kası kapasitesini enerating. Tg (ACTA1 D286G -eGFP): ortalama 276,0 ± 28,8 m / s 2, n = 3 bağımsız tekrarlı deneyin içeren = maksimum ivme değerleri her bir suş için bir ortalama maksimum ivme değeri (ortalama ± standart hata) elde etmek üzere ortalaması alınmıştır 15 ayrı balık; Vahşi tipli kontrolü: Ortalama = 500,8 ± 50,28 m / sn 2, n = 15 ayrı balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; dmd pc2 - / - mutant: Ortalama = 249,9 ± 19,1 m / sn 2, n = 12-19 bireysel balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; dmd pc2 +/- heterozigot: Ortalama = 235,9 ± 8.7 m / sn 2, n = 16-27 bireysel balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; dmd pc2 + / + wild tip homozigot: Ortalama = 230,9 ± 8.7 m / sn 2, n = 8-27 bireysel balık (Şekil 1C) içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri. Beklendiği gibi, Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Balık fare modelleri ve hasta verileri 8,21,22 ile tutarlıdır azalmış kas fonksiyonunu gösteren maksimum ivmelenme önemli bir azalma olduğu görüldü. Dmd pc2 - / - mutant balık, ancak 20 (Şekil 1D) dpf&#39;e 3 ila kas kusurları tespit tutarlı, 2 dpf&#39;e, maksimum ivme hiçbir fark olmadığını göstermiştir. Hareket deneyleri kas performansında bir gösterge olarak zebra balığı suşlarının aktivitesi ve uzaklık swum belirlemek için 6 dpf yapıldı. Test sonrasında on dakikalık test süresi boyunca yüzme hareketleri şematik bir gösterimi sırasıyla yavaş ve hızlı hareket dönemleri temsil eden kırmızı ve yeşil çizgiler ve hareketsizlik dönemleri (Şekil 2) temsil eden siyah çizgilerle, üretilmiştir. oppos olarak hareketsizlik nispeten hiçbir dönemleri ile Bireysel yabanıl tip zebrabalıkları gösteri yüksek etkinlikEd test süresi (Şekil 2B) içinde daha az aktif olan Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Balık e. Yüzme davranışı her balık (Şekil 3) ile hareketi sayısı ve uzaklık swum münferit değerlerin ortalaması alınarak belirlendi. Her ikisi de, Tg (ACTA1 D286G -eGFP) balık (Şekil 3A ve 3B) ve DMD, PC2 - / - Mutant balık (Şekil 3C ve 3D), ilgili göre swum hareketleri ve mesafe ortalama sayısında belirgin bir azalma olduğu bulunmuştur kontroller: Tg (ACTA1 D286G -eGFP) balık: hareketlerin ortalama sayısı = 94.3 ± 13.6, ortalama mesafe yapılırsa yapılsın = 112.9 ± 18.4 mm, n = 45 balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; vahşi tip kontrolleri: hareketlerin sayısını = 177.4 ± 14.0 ile ortalama mesafe yapılırsa yapılsın = 300.2 ± 22.8 mm, n = 3 bağımsız r45 balık içeren eplicate deneyler; dmd pc2 - / - mutant: mesafe swum ortalama hareketlerinin sayısını = 163.3 ± 30.0 ortalama: 298.4 ± 60,37 mm, n = 12-20 balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; dmd pc2 +/- heterozigot: hareketlerin sayısı ortalama = ± 38,8 362,3, mesafe swum ortalama: 660,3 ± 86.1mm n = 17-27 balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri; dmd pc2 + / + vahşi tip homozigot: hareketlerin sayısını = 341.9 ± 91.6 ortalama = 574,3 ± 170.9mm n = 8-25 balık içeren 3 bağımsız çoğaltmak deneyleri mesafe swum anlamına gelir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54431/54431fig1.jpg" /> Şekil 1:. Kantitasyonu Zebra balığı embriyolarının dpf&#39;e için 2 yanıt deneyi dokunmatik-uyandırmak kontrol zebrabalıkları (A) Anlık görüntüleri sırasında 2 dpf&#39;e deneyleri dokunmatik-uyandırmak. (B) ilk 0.2 saniye Hızlanma eğrisiTek Tg (ACTA1 D286G -eGFP) (kırmızı) ve dokunmatik uyarıcının uygulanması, aşağıdaki tek bir kontrol (mavi) zebra balığı. maksimum ivme noktalı çizgilerle temsil edilmektedir. (C, D) (C) Tg (ACTA1 D286G -eGFP) zebrabalıkları dokunmatik uyarılmış müdahale deneyleri kaydedilen maksimum ivmelenme (m / sn2) miktarının ve (D) dmd pc2 - / - mutant balık 2 dpf&#39;e zebrafish kontrol grubuna göre. Hata çubukları, 3 suret deneyler için ortalama ± SEM temsil * p &lt;0.05. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/54431/54431fig2.jpg" /> Şekil 2:. Zebra balığı embriyolarının için lokomosyon tahlillerin Temsil (A) balığı embriyolar 48 oyuklu plakalara yerleştirilir ve hareket kızılötesi sayısal kamera kullanılarak yukarıda kaydedilir. Kırmızı çizgiler yavaş hareketler ve (yazılım girilen algılama eşikleri ile belirlendiği gibi) hareketsizlik gösteren siyah çizgiler gösteren hızlı hareketler, yeşil çizgiler tasvir ile test döneminde Zebra balığı hareket (B) şematik. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig2large.jpg" target="_blank">Tıklayınız daha büyük bir versiyonunu görmek için bu figür.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/54431/54431fig3.jpg" /> Şekil 3:. Zebra balığı larvalarının dpf&#39;e için 6 lokomosyon tahlillerin Kantitasyonu hareketlerinin (A) sayısının Kantitasyonu ve (B) Tg 6 dpf&#39;e zebrafish kontrol grubuna göre (ACTA1 D286G -eGFP) zebrafish mesafe T./ - - 6 dpf&#39;e zebrafish kontrol grubuna göre mutant balık hareketleri (C) sayısı ve (D) miktarının belirlenmesi dmd PC2 izlediği mesafe. Hata çubukları, 3 suret deneyler için ortalama ± SEM temsil * p &lt;0.05, ** p &lt;0.01. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish at JoVE.com

Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Zebrafish are an excellent model to study muscle function and disease. During early embryogenesis zebrafish begin regular muscle contractions producing rhythmic swimming behavior, which is altered when the muscle is disrupted. Here we describe a touch-evoked response and locomotion assay to examine swimming performance as a measure of muscle function.

Dokunmatik uyarılmış Yanıt ve Hareket Deneyleri kullanarak Zebra balığı kas Performans ve fonksiyonunu değerlendirmek için

Zebrafish muscle development is highly conserved with mammalian systems making them an excellent model to study muscle function and disease. Many ...

using-touch-evoked-response-locomotion-assays-to-assess-muscle

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.9K Görüntüleme.  Monash University. Zebrafish are an excellent model to study muscle function and disease. During early embryogenesis zebrafish begin regular muscle contractions producing rhythmic swimming behavior, which is altered when the muscle is disrupted. Here we describe a touch-evoked response and locomotion assay to examine swimming performance as a measure of muscle function. 

Video: Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

Evans Blue Dye ile Zebra balığı Larva İskelet Kası Bütünlüğü Analizi

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Gelişim Biyolojisi

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

Işık Parlaklıkları değişiklikler Zebra balığı, Duyarlılık Tedbir Davranış Testi

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

Biyoloji

Examining Muscle Regeneration in Zebrafish Models of Muscle Disease

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, the muscle stem cell is activated and undergoes cell proliferation to generate a pool of myoblasts, which subsequently differentiate to form new muscle fibers. In many muscle wasting conditions, including muscular dystrophy and ageing, this process is impaired resulting in the inability of muscle to regenerate. The process of muscle regeneration in zebrafish is highly conserved with mammalian systems providing an excellent system to study muscle stem cell function and regeneration, in muscle wasting conditions such as muscular dystrophy. Here, we present a method to examine muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease. The first step involves the use of a genotyping platform that allows the determination of the genotype of the larvae prior to eliciting an injury. Having determined the genotype, the muscle is injured using a needle stab, following which polarizing light microscopy is used to determine the extent of muscle regeneration. We therefore provide a high throughput pipeline which allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Skeletal muscle regeneration is driven by tissue resident muscle stem cells, which are impaired in many muscle diseases such as muscular dystrophy, and this results in the inability of muscle to regenerate. Here, we describe a protocol that allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Kas Hastalığının Zebra Balığı Modellerinde Kas Yenilenmesinin İncelenmesi

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, ...

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish with fluorescently-marked plasma membranes can be scanned in a confocal laser scanning microscope in order to determine the volume of muscle tissue and the number of muscle fibers present. Efficient approaches for the measurement of cell number and size in live animals over time are described and validated against more arduous segmentation methods. Methods are described that permit the control of muscle electrical, and thus contractile, activity. Loss of skeletal muscle contractile activity greatly reduced muscle growth. In larvae, a protocol is described that allows reintroduction of patterned electrical-evoked contractile activity. The described methods minimize the effect of inter-individual variability and will permit analysis of the effect of electrical, genetic, drug, or environmental stimuli on a variety of cellular and physiological growth parameters in the context of the living organism. Long-term follow-up of the measured effects of a defined early-life intervention on individuals can subsequently be performed.

Optical clarity is a major advantage for cell biological and physiological work in zebrafish. Robust methods for measurement of cell growth in individual animals are described that permit novel insights into how growth of skeletal muscle and neighboring tissues are integrated with whole body growth.

Değiştirilmiş elektriksel aktiviteye maruz kalan bireysel canlı zebra balıklarında iskelet kası büyümesinin gerçek zamanlı ve tekrarlanan ölçümü

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

Analysis of Embryonic and Larval Zebrafish Skeletal Myofibers from Dissociated Preparations

The zebrafish has proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and for studying human muscle diseases. Despite the many advantages offered by in vivo analysis of skeletal muscle in the zebrafish, visualizing the complex and finely structured protein milieu responsible for muscle function, especially in whole embryos, can be problematic. This hindrance stems from the small size of zebrafish skeletal muscle (60 &mu;m) and the even smaller size of the sarcomere. Here we describe and demonstrate a simple and rapid method for isolating skeletal myofibers from zebrafish embryos and larvae. We also include protocols that illustrate post preparation techniques useful for analyzing muscle structure and function. Specifically, we detail the subsequent immunocytochemical localization of skeletal muscle proteins and the qualitative analysis of stimulated calcium release via live cell calcium imaging. Overall, this video article provides a straight-forward and efficient method for the isolation and characterization of zebrafish skeletal myofibers, a technique which provides a conduit for myriad subsequent studies of muscle structure and function.

Zebrafish are an emerging system for modeling human disorders of the skeletal muscle. We describe a fast and efficient method to isolate skeletal muscle myofibers from embryonic and larval zebrafish. This method yields a high-density myofiber preparation suitable for study of single skeletal muscle fiber morphology, protein subcellular localization, and muscle physiology.

Disosiye Müstahzarlar gelen Embriyonik ve larval Zebra balığı İskelet myofibers Analizi

The zebrafish has  proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and  for studying human muscle diseases. Despite  the many ...

Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional measures of muscle health. In this video article, we demonstrate a method to measure force generation during contraction of zebrafish larval trunk muscle. Force measurements are accomplished by placing an anesthetized larva into a chamber filled with a salt solution. The anterior end of the larva is tied to a force transducer and the posterior end of the larva is tied to a length controller. An isometric twitch contraction is elicited by electric field stimulation and the force response is recorded for analysis. Force generation during contraction provides a measure of overall muscle health and specifically provides a measure of muscle function. Although we describe this technique for use with wild-type larvae, this method can be used with genetically modified larvae or with larvae treated with drugs or toxicants, to characterize muscle disease models and evaluate treatments, or to study muscle development, injury, or chemical toxicity.

Force measurements can be used to demonstrate changes in muscle function due to development, injury, disease, treatment or chemical toxicity. In this video, we demonstrate a method to measure force during a maximal contraction of zebrafish larval trunk muscle.

Zebra balığı Larva kas fonksiyonu değerlendirmek için daralma sırasında Kuvvet Ölçümü

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional ...

Analysis of Skeletal Muscle Defects in Larval Zebrafish by Birefringence and Touch-evoke Escape Response Assays

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular dystrophies1-3, congenital myopathies4,5, and disruptions in sarcomeric assembly6,7, due to high genomic and structural conservation with mammals8. Muscular disorganization and locomotive impairment can be quickly assessed in the zebrafish over the first few days post-fertilization. Two assays to help characterize skeletal muscle defects in zebrafish are birefringence (structural) and touch-evoked escape response (behavioral).
Birefringence is a physical property in which light is rotated as it passes through ordered matter, such as the pseudo-crystalline array of muscle sarcomeres9. It is a simple, noninvasive approach to assess muscle integrity in translucent zebrafish larvae early in development. Wild-type zebrafish with highly organized skeletal muscle appear very bright amidst a dark background when visualized between two polarized light filters, whereas muscle mutants have birefringence patterns specific to the primary muscular disorder they model. Zebrafish modeling muscular dystrophies, diseases characterized by myofiber degeneration followed by repeated rounds of regeneration, exhibit degenerative dark patches in skeletal muscle under polarized light. Nondystrophic myopathies are not associated with necrosis or regenerative changes, but result in disorganized myofibers and skeletal muscle weakness. Myopathic zebrafish typically show an overall reduction in birefringence, reflecting the disorganization of sarcomeres.
The touch-evoked escape assay involves observing an embryo&#39;s swimming behavior in response to tactile stimulation10-12. In comparison to wild-type larvae, mutant larvae frequently display a weak escape contraction, followed by slow swimming or other type of impaired motion that fails to propel the larvae more than a short distance12. The advantage of these assays is that disease progression in the same fish type can be monitored in vivo for several days, and that large numbers of fish can be analyzed in a short time relative to higher vertebrates.

The zebrafish is now an established and powerful tool for modeling muscular dystrophies, congenital myopathies, and related neuromuscular diseases. Birefringence and touch-evoked escape behavior are two common noninvasive assays used to determine the degree of muscular disorganization and locomotive impairment of zebrafish embryos during early development.

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular ...

Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. Following complete transection of their spinal cord, zebrafish extend glial and axonal bridges across severed tissue, regenerate neurons proximal to the lesion, and regain their swim capacities within 8 weeks of injury. Recovery of swim function is thus a central readout for functional spinal cord repair. Here, we describe a set of behavioral assays to quantify zebrafish motor capacity inside an enclosed swim tunnel. The goal of these methods is to provide quantifiable measurements of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish. For swim endurance, zebrafish are subjected to a constantly increasing water current velocity until exhaustion, and time at exhaustion is reported. For swim behavior assessment, zebrafish are subjected to low current velocities and swim videos are captured with a dorsal view of the fish. Percent activity, burst frequency, and time spent against the water current provide quantifiable readouts of swim behavior. We quantified swim endurance and swim behavior in wild-type zebrafish before injury and after spinal cord transection. We found that zebrafish lose swim function after spinal cord transection and gradually regain that capacity between 2 and 6 weeks post-injury. The methods described in this study could be applied to neurobehavioral, musculoskeletal, skeletal muscle regeneration, and neural regeneration studies in adult zebrafish.

Capable of functional recovery after spinal cord injury, adult zebrafish is a premier model system to elucidate innate mechanisms of neural regeneration. Here, we describe swim endurance and swim behavior assays as functional readouts of spinal cord regeneration.

Yetişkin Zebra Balıklarında Yüzme Dayanıklılığı ve Yüzme Davranışının Değerlendirilmesi

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...

Nörobilim

Zebra Balığı Embriyosunda Toksisite Değerlendirmesi için Startle Testi

Evaluating Toxicity of Chemicals using a Zebrafish Vibration Startle Response Screening System

We developed a simple screening system for the evaluation of neuromuscular and general toxicity in zebrafish embryos. The modular system consists of electrodynamic transducers above which tissue culture dishes with embryos can be placed. Multiple such loudspeaker-tissue culture dish pairs can be combined. Vibrational stimuli generated by the electrodynamic transducers induce a characteristic startle and escape response in the embryos. A belt-driven linear drive sequentially positions a camera above each loudspeaker to record the movement of the embryos. In this way, alterations to the startle response due to lethality or neuromuscular toxicity of chemical compounds can be visualized and quantified. We present an example of the workflow for chemical compound screening using this system, including the preparation of embryos and treatment solutions, operation of the recording system, and data analysis to calculate benchmark concentration values of compounds active in the assay. The modular assembly based on commercially available simple components makes this system both economical and flexibly adaptable to the needs of particular laboratory setups and screening purposes.

Yazar Spotlight: Zebra Balığı Embriyo İrkilme Tepkisi Testi Kullanılarak Yüksek Verimli Toksisite Taraması

We describe a screening system's workflow and data analysis for evaluating chemical compound toxicity based on the zebrafish embryo vibration startle response. The system records the movements of zebrafish embryos upon exposure to a vibration stimulus and allows for an integrated evaluation of general toxicity/lethality and neuromuscular toxicity.

Zebra Balığı Titreşim İrkilme Tepkisi Tarama Sistemi Kullanılarak Kimyasalların Toksisitesinin Değerlendirilmesi

We developed a simple screening system for the evaluation of neuromuscular and general toxicity in zebrafish embryos. The modular system consists of ...

Dokunmatik uyarılmış Yanıt ve Hareket Deneyleri kullanarak Zebra balığı kas Performans ve fonksiyonunu değerlendirmek için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Evans Blue Dye ile Zebra balığı Larva İskelet Kası Bütünlüğü Analizi

Işık Parlaklıkları değişiklikler Zebra balığı, Duyarlılık Tedbir Davranış Testi

Kas Hastalığının Zebra Balığı Modellerinde Kas Yenilenmesinin İncelenmesi

Değiştirilmiş elektriksel aktiviteye maruz kalan bireysel canlı zebra balıklarında iskelet kası büyümesinin gerçek zamanlı ve tekrarlanan ölçümü

Disosiye Müstahzarlar gelen Embriyonik ve larval Zebra balığı İskelet myofibers Analizi

Zebra balığı Larva kas fonksiyonu değerlendirmek için daralma sırasında Kuvvet Ölçümü

Analysis of Skeletal Muscle Defects in Larval Zebrafish by Birefringence and Touch-evoke Escape Response Assays

Yetişkin Zebra Balıklarında Yüzme Dayanıklılığı ve Yüzme Davranışının Değerlendirilmesi

Zebra Balığı Titreşim İrkilme Tepkisi Tarama Sistemi Kullanılarak Kimyasalların Toksisitesinin Değerlendirilmesi

Zebra Balığı Titreşim İrkilme Tepkisi Tarama Sistemi Kullanılarak Kimyasalların Toksisitesinin Değerlendirilmesi