Yazarlar Zebra balığı yetiştiriciliği ile yardım için Angela Busta teşekkür ederim. Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri (AG-020.591 için SVB ve JJD için 1K08AR054835) tarafından desteklenmiştir.

Not: Zebra balığı ile ilgili tüm işlemleri ilgili kurallar, düzenlemeler ve düzenleyici kurumlar uygun olarak yapılmalıdır. Bu makalede gösterilen tüm hayvan kullanım prosedürleri Hayvanlar Kullanımı ve Bakım Michigan Komitesi Üniversitesi (UCUCA) tarafından onaylanmıştır. 1. Dikiş Döngüler olun <ol><li> Üç teller içine steril olmayan dikiş (USP 10/0 monofilament naylon, 3 kat) ayırmak için forseps kullanın. </li><li> Teller birinde bir çift yukarıdan aşağı düğüm başlar. Yerine bir düğüm küçük bir (~ 1 mm çapında) döngü yapmak için tamamen düğüm sıkmadan önce durdurun. </li><li> Döngü kuyrukları aşırı dikiş kesmek için makas kullanın. Bitmiş bir döngünün bir örneği Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. </li><li> Bu post-daha sonra kullanmak için not a yapışkan tarafı üzerinde döngü yerleştirin. Dikiş döngüler güç testi sırasında yerinde larva tutmak için kullanılacaktır. </li><li> Tekrar gerektiğinde 1.1-1.4 adımları. Maktest edilecek her bir larva için e iki dikiş döngüler. </li></ol> 2. Test Çözüm olun <ol><li> 1.000 ml 7.977 g sodyum klorür, potasyum klorür, 0.373 g, 0.265 g kalsiyum klorür dihidrat, 0.102 gr magnezyum klorür hekzahidrat, 0.048 gr sodyum fosfat monobazik, 1.000 g sodyum bikarbonat ve 0.037 gr etilendiamintetraasetik asit disodyum tuzu dihidrat eklenerek Tyrodes solüsyonu yapmak arıtılmış su. </li><li> Tuzlar tamamen eriyene kadar çözelti karıştırılır. Bu çözelti, 4 ° C de bir ay boyunca saklanabilir </li><li> 47.9 ml Tyrodes solüsyonu ve karışım ila 4 mg / ml &#39;Tricaine 2.1 mi, balığı ayırt 24&#39;e göre hazırlanmıştır, ekleyin. Karanlık bir cam şişe veya alüminyum folyo kaplı bir cam şişe içinde saklayarak ışıktan bu çözüm koruyun. Bu çözelti, oda sıcaklığında depolanır ve her gün taze olarak yapılmalıdır. </li></ol> 3. Deneysel Odası içine Aanesthetized Larva kravat <ol> &lt;li&gt; Yeri stereo mikroskop sahnede test cihazları (Şekil 2). </li><li> Test cihazları için güç dönüştürücü ve süresini kontrol kablolarını bağlayın. Kuvvet dönüştürücü açın. Bu sert kalır, böylece uzunluğu kontrol açın. (Not:.. Uzunluğu kontrolör kasılması sırasında bir kas hazırlanması uzatmak ya da kısaltmak olanağı sağlar Ancak, uzunluğu, bu kontrolör özelliği, burada tarif edilen yöntem içinde kullanılan değildir Bu nedenle, uzunluğu kontrol katı bir eki olarak da düşünülebilir noktası) bir XYZ konumlandırma sistemi monte. </li><li> Tek kullanımlık bir transfer pipeti ile, test çözeltisi ile deney bölmesine doldurun. </li><li> Kuyrukları biri tarafından bir dikiş döngü almak ve kuvvet dönüştürücü tüp asmak için forseps kullanın. Uzunluğu denetleyiciye bağlı tüp ikinci bir dikiş döngü asın. (Not: kavisli parçası üzerinde dikiş döngü sürükleyici dikiş ve cau kıvırmayın olabilirbu) sonraki adımları sırasında kırmak için se. </li><li> Bir tek transferi pipet ile, test çözümü ile dolu küçük bir Petri kabı bir Zebra balığı larva transferi. Etkisi (~ 1 dk) almak için test solüsyonu (tricaine) olarak anestezi bekleyin. Bir forseps ile yavaşça kuyruk dürtmek ve larva dokunmatik uyarılmış yüzme eksikliği ile anestezi olduğundan emin olun. </li><li> Deney bölmesine larva transferi için bir cam pipet kullanın. </li><li> Hafifçe kapalı forseps ile larva dürtmek tarafından, kuvvet dönüştürücü tüp dikiş döngü içinde larva ön kısmı yol. Tüp dikiş döngü içinde larva ön kısmı yol. Forseps ile dikiş döngü kuyrukları hem tutun ve yolk kesesi veya swimbladder (Şekil 3A) için arka dikiş döngü sıkmak için aynı anda onları çekin. </li><li> Bir forseps ile bir dikiş döngü kuyruk tutun ve çekin, larva yüzün yan tarafında kadar tüp etrafında 90 ° döndürmek için larva nedens kadar (Şekil 3B). Döngü yeterince sıkılır ise, çekme bazı direnç olacak, larva kolayca döner olmamalıdır. Döngü çok fazla sıkılır ise, larva tüp etrafında döner olmayacaktır. </li><li> Uzunluğu denetleyiciye bağlı XYZ konumlandırma cihazı kullanarak, X ekseni (Şekil 2A ekseni tanımlar) boyunca ve larva gövde ve kuyruk altında süresini kontrol tüpü hareket. Uzunluğu kontrol tüpün uçları ve kuvvet dönüştürücü tüp arasında boşluk bırakın. </li><li> Larva kuyruğu üzerinde dikiş döngü kılavuzu ve daha önce (Şekil 3C) tarif edildiği gibi dikiş döngü sıkın. Sen yan tarafı yukarı bakacak şekilde larva arka kısmı döner gerekebilir. Dikiş döngü kuyrukları (Şekil 3D) kesin. </li></ol> 4. Deneysel Odası pozisyonu Larva <ol><li> Larva w sağlamak için oda alttan uygun bir mesafe için larva harekethasta sonraki adımları sırasında ters bir mikroskop amacı &quot;çalışma mesafesi&quot; içinde olması. Bunun için, tüpler sadece odasının alt dokunmak kadar yavaşça Z ekseni boyunca tüpleri (ekli larva ile) düşürmek için XYZ konumlandırma cihazları kullanın. Larva odasının alt (~ 100 mikron) uygun bir mesafe kadar sonra, tüpler yükseltmek. </li><li> Uzunluğu kontrolöre bağlı XYZ yerleştirme cihazı kullanarak, kuvvet dönüştürücü borusunun uzun ekseni ile larva uzun eksenine hizalamak için Y ekseni boyunca uzunluğunu kontrol tüpü ayarlayın. </li></ol> 5. Bir Maksimum Twitch daralma sırasında kayıt Gücü <ol><li> Ters bir mikroskop aşamasına test cihazları taşıyın. </li><li> Bir istenen değere oda sıcaklığını ayarlamak. Öncelikle, su banyosu sirkülatör, termometre, ve test cihazı için sıcaklık kontrol bağlanabilir. Gerekli bileşenleri açın ve sıcaklık Contr üzerinde Ayarıtermometre kadar oller istediğiniz değeri bildirir. Bu makalede bulunan veriler 25 ° C&#39;de elde edilmiştir, fakat aynı zamanda ölçümler oda sıcaklığında ya da 28.5 yapılabilir ° C </li><li> Test cihazları için stimülatörü kabloları bağlayın. Stimülatörü için güç açın ama adım 5.6 kadar larva teşvik etmemektedir. </li><li> Larva odasına alt paralel olduğundan emin olun. 40X objektif ile, borular, bunların uçları arasında larva görürler. Dibine paralel olarak ise, larva her iki ucu odak noktası olacaktır. Gerekirse her iki odak kadar, Z ekseni boyunca kuvvet dönüştürücü tüp ayarlayın. </li><li> Larva boyu en uygun daha kısa olduğundan emin olun. Video sarkomer uzunluğunu sistemi açın ve izlerse video karesinin kenarlarına paralel olduğu video kamera gibi döndürün. Bu sistem ilgi kullanıcı tanımlı bir bölge içinde her piksel yatay satır boyunca piksel yoğunluğu değişimleri analiz ederek çizgi çizgi boşluğu izler(ROI). ROI içindeki tüm satırlar için sonuçlar ortalama ve video kare hızı (≥ 80 sn -1) eşdeğer bir frekans ile rapor edilmiştir. Çizgi çizgi aralık sarkomer uzunlukta bir göstergesi olarak kullanılır. </li><li> Mikroskop periferik lifler odaklanmak ve belirtilen sarkomer uzunluğunu not ayarlayın. Gerekirse, sarkomerinde uzunluğu (örneğin, 1.90 mm) daha az uygun olduğu kadar larva uzunluğunu ayarlamak için kontrol uzunluğu (X-ekseni) eklenmiş XYZ konumlandırma cihazı kullanın. </li><li> Seğirme gücü optimize etmek için mevcut uyarı ayarlayın. Başlamak için, düşük büyüklüğü (örneğin 100 mA) stimülatörü üzerinde çıkış akımını ayarlayın. Uyarıcı el ile veya özel bir LabVIEW programı çalıştıran bir bilgisayar tarafından tetiklenebilir. Süresi 0.2 msn güncel bir darbe ile larva kasların bir seğirme ortaya çıkarmak. </li><li> Kuvvet çıkış kayıt ve osiloskobun imleçler kullanarak zirve seğirme kuvvetini ölçmek için bir osiloskop kullanın. Mevcut artırın50 mA adımlarla ve her geçerli düzeyde tepe seğirme gücü ölçmek. Yorgunluğu önlemek için seyirmesi arasında 30 saniye bekleyin. Uyarım akımı arttıkça, en yüksek kasılma gücü tipik olarak en fazla artar ve daha sonra yavaş yavaş azalır. Larva en büyük gücü üretir hangi mevcut en uygun stimülasyon akımdır. Stimülasyonu akıma akım genliği ayarlayın. </li><li> XYZ konumlandırma cihazı kullanarak, maksimum seğirme gücü ortaya çıkarmak için larva (ve dolayısıyla, sarkomer uzunluk) uzunluğunu ayarlayın. Yabani tip Zebra balığı larvaları (3-7 dpf) 2.10 mm veya 2.15 mikron sarkomer uzunlukları maksimum seğirme gücü oluşturmak. Ancak, sarkomer uzunluğu larva aşırı gerilimleri önlemek için 2.08 mikron olarak ayarlanabilir. </li><li> Larva kas seğirme ortaya çıkarmak. Kuvvet yanıt kaydetmek ve sonraki analiz için kayıt kaydetmek için osiloskop kullanın. </li></ol> 6. Optimal Length Larva ile Kas sistemi Boyutlar ölçün <ol&gt; <li> Stereo mikroskop geri test cihazları taşıyın. </li><li> Mercek ölçek kullanarak, yan bakıldığında kas yüksekliğini ölçmek. Daha sonra, larva uzunluğunu değiştirmek için özen, 90 larva döner ° alttan larva görmek için dikiş döngü kuyrukları kullanarak. Alttan bakıldığında kas genişliğini ölçmek. Anatomik bir dönüm noktası (örneğin ürogenital açılış) (Şekil 4) de ölçümler. </li><li> Test ekipmanları gelen larva serbest bırakmak için bir MicroBlade ile dikiş döngüler kesin. </li></ol>

<ol>
	<li>Bassett, D. I., Bryson-Richardson, R. J., Daggett, D. F., Gautier, P., Keenan, D. G., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+is+required+for+the+formation+of+stable+muscle+attachments+in+the+zebrafish+embryo.">Dystrophin is required for the formation of stable muscle attachments in the zebrafish embryo.</a> Development. 130 (23), 5851-5860 (2003).</li><li>Nixon, S. J., Wegner, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+as+a+model+for+caveolin-associated+muscle+disease;+caveolin-3+is+required+for+myofibril+organization+and+muscle+cell+patterning.">Zebrafish as a model for caveolin-associated muscle disease; caveolin-3 is required for myofibril organization and muscle cell patterning.</a> Hum. Mol. Genet. 14 (13), 1727-1743 (2005).</li><li>Hall, T. E., Bryson-Richardson, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+candyfloss+mutant+implicates+extracellular+matrix+adhesion+failure+in+laminin+&#945;2-deficient+congenital+muscular+dystrophy.">The zebrafish candyfloss mutant implicates extracellular matrix adhesion failure in laminin &#945;2-deficient congenital muscular dystrophy.</a> PNAS. 104 (17), 7092-7097 (2007).</li><li>Hirata, H., Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+relatively+relaxed+mutants+have+a+ryanodine+receptor+defect,+show+slow+swimming+and+provide+a+model+of+multi-minicore+disease.">Zebrafish relatively relaxed mutants have a ryanodine receptor defect, show slow swimming and provide a model of multi-minicore disease.</a> Development. 134, 2771-2781 (2007).</li><li>Dowling, J. J., Vreede, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+myotubularin+function+results+in+t-tubule+disorganization+in+zebrafish+and+human+myotubular+myopathy.">Loss of myotubularin function results in t-tubule disorganization in zebrafish and human myotubular myopathy.</a> PLoS Genet. 5 (2), e1000372 (2009).</li><li>Berger, J., Berger, S., Hall, T. E., Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin-deficient+zebrafish+feature+aspects+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+pathology.">Dystrophin-deficient zebrafish feature aspects of the Duchenne muscular dystrophy pathology.</a> Neuromuscul. Disord. 20 (12), 826-832 (2010).</li><li>Kawahara, G., Guyon, J. R., Nakamura, Y., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+models+for+human+FKRP+muscular+dystrophies.">Zebrafish models for human FKRP muscular dystrophies.</a> Hum. Mol. Genet. 19 (4), 623-633 (2010).</li><li>Wallace, L. M., Garwick, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DUX4,+a+candidate+gene+for+facioscapulohumeral+muscular+dystrophy,+causes+p53-dependent+myopathy+in+vivo.">DUX4, a candidate gene for facioscapulohumeral muscular dystrophy, causes p53-dependent myopathy in vivo.</a> Ann. Neurol. 69, 540-552 (2011).</li><li>Sztal, T. E., Sonntag, C., Hall, T. E., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epistatic+dissection+of+laminin-receptor+interactions+in+dystrophic+zebrafish+muscle.">Epistatic dissection of laminin-receptor interactions in dystrophic zebrafish muscle.</a> Hum. Mol. Genet. , (1093).</li><li>Kawahara, G., Karpf, J. A., Myers, J. A., Alexander, M. S., Guyon, J. R., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+screening+in+a+zebrafish+model+of+Duchenne+muscular+dystrophy.">Drug screening in a zebrafish model of Duchenne muscular dystrophy.</a> PNAS. 108 (13), 5331-5336 (2011).</li><li>Berger, J., Berger, S., Jacoby, A. S., Wilton, S. D., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+exon-skipping+strategies+for+Duchenne+muscular+dystrophy+utilizing+dystrophin-deficient+zebrafish.">Evaluation of exon-skipping strategies for Duchenne muscular dystrophy utilizing dystrophin-deficient zebrafish.</a> J. Cell Mol. Med. 15 (12), 2643-2651 (2011).</li><li>Seger, C., Hargrave, M., Wang, X., Chai, R. J., Elworthy, S., Ingham, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Pax7+expressing+myogenic+cells+in+zebrafish+muscle+development,+injury,+and+models+of+disease.">Analysis of Pax7 expressing myogenic cells in zebrafish muscle development, injury, and models of disease.</a> Dev. Dyn. 240, 2440-2451 (2011).</li><li>Postel, R., Vakeel, P., Topczewski, J., Kn&#246;ll, R., Bakkers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+integrin-linked+kinase+is+required+in+skeletal+muscles+for+strengthening+the+integrin-ECM+adhesion+complex.">Zebrafish integrin-linked kinase is required in skeletal muscles for strengthening the integrin-ECM adhesion complex.</a> Dev. Biol. 318 (1), 92-101 (2008).</li><li>Zoeller, J. J., McQuillan, A., Whitelock, J., Ho, S. Y., Iozzo, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+central+function+for+perlecan+in+skeletal+muscle+and+cardiovascular+development.">A central function for perlecan in skeletal muscle and cardiovascular development.</a> J. Cell Biol. 181 (2), 381-394 (2008).</li><li>Kim, H. R., Ingham, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+extracellular+matrix+protein+TGFBI+promotes+myofibril+bundling+and+muscle+fibre+growth+in+the+zebrafish+embryo.">The extracellular matrix protein TGFBI promotes myofibril bundling and muscle fibre growth in the zebrafish embryo.</a> Dev. Dyn. 238, 56-65 (2009).</li><li>Beqqali, A., Monshouwer-Kloots, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CHAP+is+a+newly+identified+Z-disc+protein+essential+for+heart+and+skeletal+muscle+function.">CHAP is a newly identified Z-disc protein essential for heart and skeletal muscle function.</a> J. Cell Sci. 123 (7), 1141-1150 (2010).</li><li>Huang, H., Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxicity,+uptake+kinetics+and+behavior+assessment+in+zebrafish+embryos+following+exposure+to+perfluorooctanesulphonicacid+(PFOS).">Toxicity, uptake kinetics and behavior assessment in zebrafish embryos following exposure to perfluorooctanesulphonicacid (PFOS).</a> Aquat. Toxicol. 98 (2), 139-147 (2010).</li><li>Sylvain, N. J., Brewster, D. L., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+embryos+exposed+to+alcohol+undergo+abnormal+development+of+motor+neurons+and+muscle+fibers.">Zebrafish embryos exposed to alcohol undergo abnormal development of motor neurons and muscle fibers.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32 (4), 472-480 (2010).</li><li>Chandrasekar, G., Arner, A., Kitambi, S. S., Dahlman-Wright, K., Andersson-Lendahl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+toxicity+of+the+environmental+pollutant+4-nonylphenol+in+zebrafish.">Developmental toxicity of the environmental pollutant 4-nonylphenol in zebrafish.</a> Neurotoxicol. Teratol. 33 (6), 752-764 (2011).</li><li>Buss, R. R., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+embryonic+red+and+white+muscle+fibers+during+fictive+swimming+in+the+developing+zebrafish.">Activation of embryonic red and white muscle fibers during fictive swimming in the developing zebrafish.</a> J. Neurophysiol. 87 (3), 1244-1251 (2002).</li><li>Telfer, W. R., Nelson, D. D., Waugh, T., Brooks, S. V., Dowling, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=neb:+a+zebrafish+model+of+nemaline+myopathy+due+to+nebulin+mutation.">neb: a zebrafish model of nemaline myopathy due to nebulin mutation.</a> Dis Model Mech. 5, 389-396 (2012).</li><li>Dowling, J. J., Arbogast, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidative+stress+and+successful+antioxidant+treatment+in+models+of+RYR1-related+myopathy.">Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy.</a> Brain. 135 (4), 1115-1127 (2012).</li><li>Dou, Y., Andersson-Lendahl, M., Arner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+function+of+skeletal+muscle+in+zebrafish+early+larvae.">Structure and function of skeletal muscle in zebrafish early larvae.</a> J. Gen. Physiol. 131, 445-453 (2008).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The zebrafish book: a guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2000).</li><li>Herr, V. D., Sonnenburg, D. C., Courogen, P. M., Fiamengo, S. A., Downes, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+weakness+during+tricaine+anesthesia.">Muscle weakness during tricaine anesthesia.</a> Comp Biochem Physiol Part C. 110 (3), 289-296 (1995).</li><li>Frazier, D. T., Narahashi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tricaine+(MS-222):+effects+of+ionic+conductances+of+squid+axon+membranes.">Tricaine (MS-222): effects of ionic conductances of squid axon membranes.</a> Eur. J. Pharmacol. 33 (2), 313-317 (1975).</li><li>Saint-Amant, L., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+the+development+of+motor+behaviors+in+the+zebrafish+embryo.">Time course of the development of motor behaviors in the zebrafish embryo.</a> J. Neurobiol. 37 (4), 622-632 (1998).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Bu yöntem, Zebra balığı larvalarının gövde kaslarının kas fonksiyonunu değerlendirmek için bir seğirme sırasında kuvvet oluşturma ölçer. Tetanik kasılmaları (0.2 sn bir süre için 200 stimülasyon darbe / sn gibi) Zebra balığı larvaları ortaya çıkardı olmasına rağmen, en fazla tetanik gücü maksimum seğirme gücü göre sadece% 10-15 daha fazladır. Bu nedenle, bir seğirme sırasında üretilen kuvvet kuvvet üreten özelliği makul bir ölçüsüdür. Tiki programı ya da dikiş bağları da kayma neden daha az olasıdır çünkü seyirmesi tetanik kasılmaları tercih edilir. Bu teknik ile anlamlı veriler elde etmek için, en seğirme kuvvet her bir larva için elde edilmelidir ve deney grupları arasında değişkenliği en aza indirilmelidir. Akılda bu hedefleri ile, aşağıdaki önerileri sunuyoruz. Kuvvet dönüştürücü ve uzunluğu kontrol tüplerine larva bağlama zaman önce, dikkat edin. Dikiş döngüler çok sıkılırsaçok, dikiş kas dokusu ile kesecek. Dikiş döngüler yeterince sıkılır değilseniz, larva tarafından üretilen kuvvet tam kuvvet dönüştürücü iletilir olmayacaktır. Her iki durum da, ama özellikle ikinci, maksimum seğirme gücü hafife. Larva test döneminde geliştirmeye devam edecektir çünkü İkincisi, birden fazla deney grupları test yana gruplar arasında alternatif birkaç saat (20-30 dk / larva), alabilir. Bahsedilen ürün, bazı maksimum seğirme kuvveti ölçümü (örneğin güç dönüştürücü, akımlı uyarıcı) için gerekli olsa da, diğer öğeleri mutlaka gerekli değildir. Video sarkomer boyu sistemi arzu ancak gerekli değildir. Bir alternatif olarak, tikler bir dizi maksimum seğirme kuvveti elde edilene kadar larva uzunluğu ayarlanır sırasında optimal uzunlukta, bulmak için de kullanılabilir. Bir sıcaklık kontrol sistemi de zorunlu olarak gerekli değildir. Sıcaklık kontrolü zaman mea önemlidirmaksimum kuvvet seğirme az miktarda sıcaklık değişimlerine özellikle hassas değildir ve oda sıcaklığında ölçülen olabilir, oysa sıcaklığına kadar son derece duyarlı olan bilyenin seğirme kinetiği. Bağımsız olarak kuvvet test sırasında odasının sıcaklığı arasında, larvaların ° C&#39;de 24 önceden zorlamaya 28.5 arasında optimum büyüme sıcaklıkta muhafaza edilmesi gerektiğine dikkat ediniz doğru evreleme için test. Larvalar tricaine içeren Tyrodes çözeltisi içinde test edilmiştir. Bu sinir sistemi tarafından uyarılan kasılmaları kendiliğinden ortadan kaldırmak ve böylece kuvvet test sırasında yorgunluğu önlemek için (w / v) tricaine, anestezi 24 için tavsiye edilen konsantrasyonu,% 0.02 kullanın. Tricaine de tie-adım kolaylaştırır ve genel test süresini azaltır. Bununla birlikte, test çözeltisi tricaine dahil olmak üzere sürekli olarak yaklaşık% 30 ile en fazla seğirme gücünü azalttığı görüyoruz. Benzer bir etki, aynı zamanda tricai burada, tetra kuyruk kas gözlenmiştirnöromüsküler iletim bloke sonra ne tricaine kas 25 üzerinde doğrudan etkisi olduğunu düşündüren, kuvvet oluşturma azalır. Bu sinir hücreleri 26&#39;da olduğu gibi Tricaine, hücre zarından sodyum iletkenlik azaltarak kas hücre uyarılabilirliğinin azaltabilir. Motor nöronlar tarafından aktivasyonu bloke edilmesi için diğer seçenekler D-tübokurarin ve α-bungarotoxin ancak, tricaine farklı olarak, bu bileşikler, deri geçirgen değildir ve kafa, omurilik, kalp ya da 27 içine doğrudan enjekte edilmesi gerekir. Bireysel araştırmacılar tricaine kendi özel uygulama için arzu edilir olup olmadığını değerlendirmek gerekir. Tricaine test çözümü dahil edilirse tricaine etkisini deney grupları arasında farklılık olmadığını doğrulamanız gerekir, konsantrasyon deneyler ve araştırmacılar arasında tutarlı olmalıdır. Biz 3 dpf&#39;e gibi genç ve 7 dpf kadar eski olarak larva için bu yöntem açıklanmaktadır. Kas lifleri fu gibi görünse de3 dpf&#39;e test ekipmanları için larva bağlama engelleyen önce kendiliğinden kuyruk hareketleri 27, kuyruk kısa boy başlar 17 saat sonrası döllenme, gibi erken nctional. Birçok hastalık modelleri bu kez çok daha uzun hayatta olmadığı için biz genellikle 7 dpf&#39;e sonra larva testi yok. 5 dpf ötesinde larva test durumunda, larvaların beslenmelidir. Biz beslenmemiş larva olasılıkla beslenen larvalar, azalan yolk kesesi nedeniyle daha küçük kasları ve daha az maksimum seğirme güç üreten gözlemledim. Bu nedenle, dış besleme ek değişken önlemek için, 3-5 dpf arasındaki larvaları test etmek için arzu edilebilir. Özet olarak, Zebra balığı larva gövde kas maksimal seğirme kasılma sırasında kuvvet oluşturma ölçmek için bir nicel ve güvenilir bir yöntem açıklanmaktadır. Bu yöntem, Zebra balığı larva kas genel sağlık değerlendirmek için kullanılan ve özellikle kas fonksiyonu hakkında bilgi sağlar edilebilir. Hakkında bilgi vermenin yanı sırakuvvet kuşak büyüklüğü, bu teknik, kuvvet kuşak kinetiğini incelemek için 22 ya da kas yorgunluğu çalışmaya adapte edilebilir kullanılabilir. , Vahşi-tip larva ile kullanılmak için bu tekniğin tarif olmasına rağmen, bu yöntem, kas hastalık modelleri karakterize eden ve tedavilerini ya da kas gelişimi, kas yaralanma veya çalışma için, genetik olarak modifiye edilmiş ya da larvalar için ilaçlar veya toksik maddeler ile tedavi edilen larvalar için kullanılabilir kas ile ilgili kimyasal toksisite.

Genç Zebra balığı (Br.rerio) larvaları, 3-7 gün sonrası fertilizasyon (DPF), giderek iskelet kas araştırmalar için yararlı bir organizma olarak kabul edilmektedir. Genç larva modeli insan kas hastalığı 1-9 için kullanılır, ilaç ve tedavi stratejileri 10-11, çalışma kas yaralanması 12 değerlendirmek gelişimi 13-16 kas anlamak ve kas ile ilgili kimyasal toksisite 17-19 araştırmak. Bu alanlarda tipik çalışmalar sağlıklı kas genetik manipülasyon veya toksik maruz anormal hale olduğu derecesini incelemek ve bazı çalışmalar anormal kas tedaviye yanıt verir derecesi inceleyin. Bu çalışmaların başarısı için kritik doğru kas sağlığını değerlendirmek için yeteneğidir. Zebra balığı larvaları kas sağlığını değerlendirmek için mevcut çeşitli yöntemler olmakla birlikte, birkaç kas fonksiyonu hakkında doğrudan bilgi sağlar. Kas sağlık genellikle appearanc tarafından değerlendirilirolarak 9,15,16,18 immün histolojik boyama 6,8,11,, ışık mikroskobu 3,13, elektron mikroskobu 3,4,14,16 veya çift kırılma 7,9,11 ile değerlendirilen e,, ancak bu teknikleri sağlamak morfolojik bilgiler sadece. Gövde ve kuyruk değiştirmeler ve hız 4,17 motor fonksiyon değerlendirmek, ama onlar da nöral giriş, enerji metabolizması, ve diğer işlemler yansıtan bu yana bu kas fonksiyonlarının doğrudan tedbirler değildir yüzme. Buna karşılık, kasılma sırasında kuvvet oluşturma ölçüm kas fonksiyonu doğrudan bir değerlendirme sağlar ve genel kas sağlık iyi bir göstergesidir. Bu yaklaşımın da yarar basit veri analizi ve kantitatif sonuçlarını içerir. Bu video makalede, daha araştırmacı araştırmalarında kas sağlık mevcut önlemleri tamamlamak için bu yöntemi kullanacağı umuduyla, larva kaslar tarafından kuvvet oluşturma ölçmek için ayrıntılı bir prosedür sağlar. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Bu yöntemin genel amacı Zebra balığı larva gövde kas kasılması sırasında kuvvet oluşturma ölçmektir. Bu amacı gerçekleştirmek için, bir Zebra balığı larva anestezi ve bir tuz çözeltisi ile dolu bir odasına yerleştirilir. Larva ön sonunda bir güç dönüştürücü bağlıdır ve larva arka sonunda uzunluğu kontrol bağlıdır. Kas aktivasyonu elektrik alanı stimülasyonu ile gerçekleştirilir, ve uyarım akımı ve larva uzunluğu maksimum seğirme kuvveti üretmek için ayarlanır. Izometrik bir seğirme kasılma ortaya çıkardı ve kuvvet tepki analizi için kaydedilir. Açık olmak gerekirse, bu teknik yüzme sırasında larva kasları tarafından oluşturulan kuvvetlerin ölçmez. Larva her iki ucunda ekipman bağlı ve larva anestezi kaldığından, bu test sırasında hareket başlatmak çünkü. Dahası, alan uyarımı bir bil sebep olmak için aynı anda tüm kas lifleri aktivedoğal olarak 20 ne olacağı değil ateral daralma,. Bu nedenle, daha çok yüzme sırasında oluşturulan gerçek kuvvetlerinin ölçülmesi yerine, bu teknik larva kaslarının kuvvetini üreten yeteneği belirler. Biz kas nemaline miyopati 21 bir Zebra balığı modelinde zayıflık, hem de çok MiniCore hastalığı 22 bir Zebra balığı modelinde kas fonksiyonu üzerine antioksidan tedavinin etkisini değerlendirmek için göstermek için bu tekniği kullandık. Diğer kas fonksiyonu 19 bir çevre kirletici etkilerini incelemek için benzer bir teknik 23 kullandık.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Tricaine powder</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Calcium chloride dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>223506</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Magnesium chloride hexahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M2670</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0751</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6297</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E5134</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Nonsterile-suture</td>
			<td>Ashaway Line &amp; Twine</td>
			<td>S30002</td>
			<td>USP 10/0 monofilament nylon (3 ply)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td>Dumont #5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>Vannas</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>MZ8</td>
			<td>Illuminated with Fostec EKE ACE I light source</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Force transducer</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>400A</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Length controller</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>318B</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>XYZ positioning devices</td>
			<td>Parker Hannifin</td>
			<td>3936M</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Physitemp</td>
			<td>BAT-12</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Disposable transfer pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-711-9AM</td>
			<td>Cut end to widen opening and facilitate larva transfer</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-757-11YZ </td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-678-8B</td>
			<td>Cut end (and fire-polish) to widen opening and facilitate larva transfer</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Carl Zeiss Microscopy</td>
			<td>Axiovert 100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Water bath circulator</td>
			<td>Neslab Instruments</td>
			<td>RTE-111</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Alpha Omega Instruments</td>
			<td>Series 800</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stimulator</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>701C</td>
			<td>High-power, follow stimulator</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Video sarcomere length system</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>900B-5A</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>LabVIEW software</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Nicolet Technologies</td>
			<td>ACCURA 100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microblade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10050-00</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microblade holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10053-13</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Data analysis software (Signo)</td>
			<td>Alameda Applied Sciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

force measurement during contraction to assess muscle function in zebrafish larvae

Zebra balığı larvaları kas gelişimi, kas hastalığı ve kas ile ilgili kimyasal toksisite modeller sunmak, ancak ilgili çalışmalar genellikle kas sağlık işlevsel önlemler eksikliği. Bu video makalede, biz Zebra balığı larva gövde kas kasılması sırasında kuvvet oluşturma ölçmek için bir yöntem ortaya koymaktadır. Kuvvet ölçümleri, bir tuz çözeltisi ile doldurulmuş bir bölme içine bir anestezi larva yerleştirerek gerçekleştirilir. Larva ön sonunda bir güç dönüştürücü bağlıdır ve larva arka sonunda uzunluğu kontrol bağlıdır. Izometrik bir seğirme kasılma elektrik alanı stimülasyonu tarafından ortaya çıkarılan ve kuvvet tepki analizi için kaydedilir. Kasılma sırasında kuvvet oluşturma genel kas sağlık bir ölçü sağlar ve özellikle kas fonksiyonu bir ölçü sağlar. , Vahşi-tip larva ile kullanılmak için bu tekniğin tarif rağmen, bu yöntem, genetik olarak değiştirilmiş larvaları ile uyuşturucu ya da toksik maddeler ile tedavi larvaları ile kullanılabilirkas hastalık modelleri karakterize ve tedavileri değerlendirmek, ya da kas gelişimi, yaralanma veya kimyasal toksisite çalışma için.

Sağlıklı Yabani tip Zebra balığı larvaları, kas lifleri bir aralarında büyük boşluklar olmadan başka paralel olmalı ve belirgin çizgiler (Şekil 5A) olmalıdır. Bu özellikler sergileyen, veya müstakil lifler (Şekil 5B), belirgin olarak hasar yok, vahşi tip zebrabalıkları larvaları atılmalıdır. Pik seğirme kuvvet karşısında tek zebrabalıkları larva için mevcut stimülasyon arasında temsili bir grafiği Şekil 6&#39;da gösterilmektedir. 3-7 dpf&#39;e arasında yabani tip Zebra balığı larvaları için en uygun stimülasyon mevcut 3 dpf&#39;e larvalar genellikle 6-7 dpf&#39;e larva daha güncel daha fazla uyarılması gerektiren, 400-600 mA arasında tipik olarak. Ham güç verileri (adım 5.8 sırasında toplanan) işlenmiş ve veri analiz yazılımı ile analiz edilmelidir. İlk olarak, güç kaydın temel sıfır olarak ayarlanır. İkinci olarak, kuvvet dönüştürücünün voltaj çıkışı (m zorlamak için dönüştürülürN) (kuvvet dönüştürücü için bir kalibrasyon eğrisi oluşturmak için üreticinin yönergelerine bakın). Tek bir larva bir maksimal seğirme kasılma sırasında toplanan bir temsilci gücü yanıt Şekil 7&#39;de gösterilmiştir. Veri analizi yazılımı tepe kuvveti ve kuvvet yanıtın diğer özellikleri ölçmek için kullanılabilir. Maksimal seğirme kasılmaları tepe kuvveti verilerin temsil edici bir grubu Şekil 8A&#39;da gösterilmiştir. Tipik tepe seğirme gücü yaşlı larva genç larvalar daha fazla güç üreten ile 0.9 &#39;dan 1.7 mN için vahşi tip 3-7 dpf&#39;e larva aralığı, değerleri. Pik seğirme yürürlükte farklar büyüme ve gelişme gibi normal süreçler (Şekil 8) ya da gen mutasyonu ile ilgili patoloji 21,22 olarak anormal süreçler nedeniyle olabilir. Kas kesit alanı (CSA) tarafından Normalleştirme tepe seğirme kuvvet farklılıklar Ayırıcı bağlı basitçe derecesini belirlemek için kullanılabilir<html> kas 21,22 büyüklüğünde nces. Kas CSA formül kullanılarak tahmin edilebilir: CSA (B / 2) (A / 2) = π, bir taraftan bakıldığında kas yüksekliği olduğu, B, alttan bakıldığında kas genişliği ve kesiti eliptik varsayılır. 0.027 3-4 dpf&#39;e larva genellikle 5-7 dpf&#39;e larva daha küçük CSA değerleri gösteren 0.034 mm 2, vahşi tip 3-7 dpf&#39;e larva aralığı için tipik CSA değerleri. Maksimal seğirme kasılmaları normalize maksimum kuvvet verinin temsili bir dizi Şekil 8B&#39;de gösterilmiştir. 4-7 dpf&#39;e larva genellikle 3 dpf&#39;e larvaları daha büyük değerleri gösteren 34 51 mN / mm 2 vahşi tip 3-7 dpf&#39;e larva aralığı, tipik normalize pik seğirme güç değerleri. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig1.jpg" /> Şekil 1. Dikiş döngü kuyrukları için dikiş döngü. Oklar noktası. ve_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; her zaman &quot;&gt; <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig2.jpg" /> Şekil 2. Etiketli bileşenleri ile (A) Test cihazı. Deneysel odasının (B) Yakın çekim manzarası. Şeffaf alt ile (a) Deneysel odası. (B) Kuvvet dönüştürücü. (C) Uzunluk kontrol. (D) XYZ konumlandırma cihazları. X, Y ve Z eksenleri sağ üst köşesinde tanımlanır. Termoelektrik modülleri kullanan (e) Sıcaklık kontrol sistemi. Boru termoelektrik modüllerin soğutma için su akışı barındırır. (F) Paslanmaz çelik boru dönüştürücü zorlamak bağlı. (G) Paslanmaz çelik boru uzunluğunu denetleyiciye bağlı. (H) Termometre mikroprob. (I) Platinum paralel plaka elektrotlar, uzunluğu kapsayanodası. Platin levhalar yüksek 2.5 mm ve kalın 0,255 mm. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig3.jpg" /> Şekil 3,. Deneysel odasına larva bağlama. (A) Larva ön sonunda bağlanmış ancak henüz 90 ° döndürülebilir değil. (B) Larva hareket ettirilebilr 90 ancak henüz döndürülebilir değil arka sonunda bağlanmış °. (C) Larva sonra. (D) Larva sonra hareket ettirilebilr ve dikiş döngü kuyrukları kesilmiş. <img alt="Şekil 4," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig4.jpg" /> Şekil 4. Kesit alanı tahmini için ölçümler. Kas sistemi olarak (A), yandan bakıldığında, (B) </strong&gt; alt. Kırmızı bar yerleştirme ürogenital açılış yerini gösterir. Kırmızı çubukların uzunluğu sırasıyla yan ve alt bakıldığında kas yüksekliğini ve genişliğini belirtir. <img alt="Şekil 5," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig5.jpg" /> Şekil 5,. Zebra balığı larvaları gövde kas Yanal görünümü. Belirgin hasar ile (A) Sağlıklı doku. (B) Doku. Lif müfrezeleri kaynaklanan kontraktür yıldız ile işaretlenmiştir. <img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/50539/50539fig6.jpg" /> 6 Şekil. Pik seğirme kuvvet karşı uyarılması Temsilcisi arsa mevcut. Stimülasyon akımı 500 mA. Şekil 7. Tek bir seğirme daralma Temsilcisi güç kaydı. Bu daralma 0 msn de bir uyarıcı darbe ile elde edilemedi. Maksimum kuvvet 1.56 mN olduğunu. <img alt="Şekil 8," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig8highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig8.jpg" /> Şekil 8. 3-7 dpf&#39;e larva. Temsilcisi kuvveti veri (A) maksimum seğirme kasılmaları gelen Maksimum kuvvet veri. (B) maksimum seğirme kasılmaları gelen Maksimum kuvvet veri CSA normalize. Eski larva (6-7 dpf) 5 dpf&#39;e başlayan Spirulina ile beslenen Hatchfry Encapsulon Sınıf 0 (Argent Laboratories) idi. Araçlar + standart sapma her grupta N = 5 ile rapor edilir. 3 dpf larvaları (*) ve 4 dpf larvaları (#) önemli ölçüde farklı grupları (ANOVA, p &lt;0.05 belirtilir.) 4 ve 6-7 dpf (A) arasında yürürlükte artış hiçbir dayalı büyüme atfedilir ise 3 ve 4 dpf (B) arasında normalize yürürlükte artış, bu dönemde içsel güç üreten yeteneği bir artış gösterir normalize yürürlükte 4 ila 7 dpf&#39;e değiştirmek.

Watch this Scientific Journal Video about Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae at JoVE.com

Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

Kuvvet ölçümleri geliştirme, yaralanma, hastalık, tedavi ya da kimyasal toksisite nedeniyle kas fonksiyonu değişiklikleri göstermek için kullanılabilir. Bu video, Zebra balığı larva gövde kas bir maksimal kasılma sırasında güç ölçmek için bir yöntem ortaya koymaktadır.

Zebra balığı Larva kas fonksiyonu değerlendirmek için daralma sırasında Kuvvet Ölçümü

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional ...

force-measurement-during-contraction-to-assess-muscle-function

Research

JoVE Journal

Biology

15.5K Görüntüleme.  University of Michigan. Kuvvet ölçümleri geliştirme, yaralanma, hastalık, tedavi ya da kimyasal toksisite nedeniyle kas fonksiyonu değişiklikleri göstermek için kullanılabilir. Bu video, Zebra balığı larva gövde kas bir maksimal kasılma sırasında güç ölçmek için bir yöntem ortaya koymaktadır.

Video: Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biyoloji

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Gen Fonksiyon Analiz Zebra balığı Embriyolar Mikroenjeksiyon

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Using the optokinetic response to study visual function of zebrafish

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish1-5. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adult zabrafish. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish with our simple custom-built apparatus using a new protocol which is established in our lab. Both our apparatus and step-by-step procedure of OKR in adult zebrafish are illustrated in this video. In addition, the measurements of the larval OKR, as well as the optomotor response (OMR) test of adult zebrafish, are also demonstrated in this video. This OKR assay of adult zebrafish in our experiment may last for up to 4 hours. Such OKR test applied in adult fish will benefit to visual function investigation more efficiently when the adult fish vision system is manipulated.
Su-Qi Zou and Wu Yin contributed equally to this paper.

Optokinetic response has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adults1-5. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish using a new protocol which is established in our lab.

Zebrafish görme fonksiyonu çalışma optokinetik yanıt

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the ...

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections on 2 dpf zebrafish. This technique represents an efficient and rapid method to deliver soluble substances into the bloodstream of zebrafish larvae, allowing for the injection of 15-20 fish per hour. In addition to AKI studies, this microinjection technique can also be used for other types of experimental studies such as angiography.  We provide a detailed protocol of the technique from equipment required to visual measures of decreased kidney function. In addition, we also demonstrate the process of fixation, whole mount immunohistochemistry with a kidney tubule marker, plastic embedding and sectioning of the larval zebrafish. We demonstrate that zebrafish larvae injected with gentamicin show morphological features consistent with AKI: edema, loss of cell polarity in proximal tubular epithelial cells, and morphological disruption of the tubule.

We describe a technique of microinjecting the aminoglycoside, gentamicin, into 2 days post-fetilization (dpf) zebrafish larvae to induce acute kidney injury (AKI). We also describe a method for whole mount immunohistochemistry, plastic embedding and sectioning of zebrafish larvae to visualize the AKI mediated damage.

Akut Böbrek Sakatlık Eğitim Zebra balığı Larva İntravenöz Microinjections

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

Canlı hücreler Mağaza çalışan Kalsiyum Giriş Floresans tabanlı Ölçümü: Kültür Kanseri Hücre gelen İskelet Kası Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Microgavage of Zebrafish Larvae

The zebrafish has emerged as a powerful model organism for studying intestinal development1-5, physiology6-11, disease12-16, and host-microbe interactions17-25. Experimental approaches for studying intestinal biology often require the in vivo introduction of selected materials into the lumen of the intestine. In the larval zebrafish model, this is typically accomplished by immersing fish in a solution of the selected material, or by injection through the abdominal wall. Using the immersion method, it is difficult to accurately monitor or control the route or timing of material delivery to the intestine. For this reason, immersion exposure can cause unintended toxicity and other effects on extraintestinal tissues, limiting the potential range of material amounts that can be delivered into the intestine. Also, the amount of material ingested during immersion exposure can vary significantly between individual larvae26. Although these problems are not encountered during direct injection through the abdominal wall, proper injection is difficult and causes tissue damage which could influence experimental results. We introduce a method for microgavage of zebrafish larvae. The goal of this method is to provide a safe, effective, and consistent way to deliver material directly to the lumen of the anterior intestine in larval zebrafish with controlled timing. Microgavage utilizes standard embryo microinjection and stereomicroscopy equipment common to most laboratories that perform zebrafish research. Once fish are properly positioned in methylcellulose, gavage can be performed quickly at a rate of approximately 7-10 fish/ min, and post-gavage survival approaches 100% depending on the gavaged material. We also show that microgavage can permit loading of the intestinal lumen with high concentrations of materials that are lethal to fish when exposed by immersion. To demonstrate the utility of this method, we present a fluorescent dextran microgavage assay that can be used to quantify transit from the intestinal lumen to extraintestinal spaces. This test can be used to verify proper execution of the microgavage procedure, and also provides a novel zebrafish assay to examine intestinal epithelial barrier integrity under different experimental conditions (e.g. genetic manipulation, drug treatment, or exposure to environmental factors). Furthermore, we show how gavage can be used to evaluate intestinal motility by gavaging fluorescent microspheres and monitoring their subsequent transit. Microgavage can be applied to deliver diverse materials such as live microorganisms, secreted microbial factors/toxins, pharmacological agents, and physiological probes. With these capabilities, the larval zebrafish microgavage method has the potential to enhance a broad range of research fields using the zebrafish model system.

We present a novel method for microgavage of larval zebrafish utilizing standard embryo microinjection and stereomicroscopy equipment. We demonstrate that microgavage is a safe and efficient technique useful for delivering controlled amounts of diverse materials specifically into the larval zebrafish intestinal lumen.

Zebra balığı larvalarının Microgavage

The zebrafish has emerged as a powerful model organism for studying intestinal development1-5, physiology6-11, disease12-16, and host-microbe ...

Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

Muscle is a dynamic tissue that responds to changes in nutrition, exercise, and disease state. The loss of muscle mass and function with disease and age are significant public health burdens. We currently understand little about the genetic regulation of muscle health with disease or age. The nematode C. elegans is an established model for understanding the genomic regulation of biological processes of interest. This worm&#8217;s body wall muscles display a large degree of homology with the muscles of higher metazoan species. Since C. elegans is a transparent organism, the localization of GFP to mitochondria and sarcomeres allows visualization of these structures in vivo. Similarly, feeding animals cationic dyes, which accumulate based on the existence of a mitochondrial membrane potential, allows the assessment of mitochondrial function in vivo. These methods, as well as assessment of muscle protein homeostasis, are combined with assessment of whole animal muscle function, in the form of movement assays, to allow correlation of sub-cellular defects with functional measures of muscle performance. Thus, C. elegans provides a powerful platform with which to assess the impact of mutations, gene knockdown, and/or chemical compounds upon muscle structure and function. Lastly, as GFP, cationic dyes, and movement assays are assessed non-invasively, prospective studies of muscle structure and function can be conducted across the whole life course and this at present cannot be easily investigated in vivo in any other organism.

Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

Skeletal muscle is essential for locomotion and is the bodies&#8217; main protein store. Muscle health measurements within C. elegans are described. Prospective changes to muscle structure and function are assessed using localized GFP and cationic dyes.

Yöntemler içinde Muscle hücrealtı Kompartmanları DeğerlendirecekÜSKÜP<em&gt; ° C. elegans</em

Muscle is a dynamic tissue that responds to changes in nutrition, exercise, and disease state. The loss of muscle mass and function with disease and age ...

Measurement of Smooth Muscle Function in the Isolated Tissue Bath-applications to Pharmacology Research

Isolated tissue bath assays are a classical pharmacological tool for evaluating concentration-response relationships in a myriad of contractile tissues. While this technique has been implemented for over 100 years, the versatility, simplicity and reproducibility of this assay helps it to remain an indispensable tool for pharmacologists and physiologists alike. Tissue bath systems are available in a wide array of shapes and sizes, allowing a scientist to evaluate samples as small as murine mesenteric arteries and as large as porcine ileum &#8211; if not larger. Central to the isolated tissue bath assay is the ability to measure concentration-dependent changes to isometric contraction, and how the efficacy and potency of contractile agonists can be manipulated by increasing concentrations of antagonists or inhibitors. Even though the general principles remain relatively similar, recent technological advances allow even more versatility to the tissue bath assay by incorporating computer-based data recording and analysis software. This video will demonstrate the function of the isolated tissue bath to measure the isometric contraction of an isolated smooth muscle (in this case rat thoracic aorta rings), and share the types of knowledge that can be created with this technique. Included are detailed descriptions of aortic tissue dissection and preparation, placement of aortic rings in the tissue bath and proper tissue equilibration prior to experimentation, tests of tissue viability, experimental design and implementation, and data quantitation. Aorta will be connected to isometric force transducers, the data from which will be captured using a commercially available analog-to-digital converter and bridge amplifier specifically designed for use in these experiments. The accompanying software to this system will be used to visualize the experiment and analyze captured data.

This protocol describes the measurement of isometric contraction in an isolated smooth muscle preparation, using an isolated tissue bath system and computer-based data acquisition.

Farmakoloji Araştırma İzole Doku Banyo-uygulamalarda Düz Kas Fonksiyon Ölçümü

Isolated tissue bath assays are a classical pharmacological tool for evaluating concentration-response relationships in a myriad of contractile tissues.  ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Zebra balığı Nephrotoxin Mikroenjeksiyon Akut Böbrek Yaralanması Model

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

High-resolution Respirometry to Assess Mitochondrial Function in Permeabilized and Intact Cells

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in biological samples (intact and permeabilized cells, tissues or isolated mitochondria). The high-resolution oxygraph device is equipped with two chambers and uses polarographic oxygen sensors to measure oxygen concentration and calculate oxygen consumption within each chamber. Oxygen consumption rates are calculated using software and expressed as picomoles per second per number of cells. Each high-resolution oxygraph chamber contains a stopper with injection ports, which makes it ideal for substrate-uncoupler-inhibitor titrations or detergent titration protocols for determining effective and optimum concentrations for plasma membrane permeabilization. The technique can be applied to measure respiration in a wide range of cell types and also provides information on mitochondrial quality and integrity, and maximal mitochondrial respiratory electron transport system capacity.

High-resolution respirometry is used to determine mitochondrial oxygen consumption. This is a straightforward technique to determine mitochondrial respiratory chain complexes&#39; (I-IV) respiratory rates, maximal mitochondrial electron transport system capacity, and mitochondrial outer membrane integrity.

Yüksek çözünürlüklü Solunum permeabilize ve bozulmamış Hücreleri Mitokondrial fonksiyonu değerlendirmek için

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in ...