We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. CAFE Deneyi NOT: Bir deney şişesi, belirli bir kapak ve mikro kılcal: deney üç bileşenden oluşur. kapaklı bir plastik kutu hazırlanan şişeleri taşımak için daha verimli bir şekilde nem kontrol etmek için kullanılır. <ol><li> Tahlil için bir tüp gibi Drosophila melanogaster kültürü plastik şişe (isteğe 8 cm yükseklik, 3.3 cm çapında) kullanın. </li><li> O-halkası (Şekil 1A, 1B) ihtiva eden bir imal pleksiglas kapaklı şişe contasına. Yük dokunarak veya ayrıca hava sirkülasyonu ve su temini sağlayan kapağın merkezi açıklık (0.9 cm çapında), üzerinden bir blowpipe ile uçar ve bir sünger tapa deliği kapatın. Altı küçük konik açıklıkları (0.4 cm üst çapı, 0.3 cm iç çapı) merkezi deliği çevreleyen ve 2 pipet uçları uygun - yerinde kılcal tutmak için 20 uL hacmi. (Kapağın teknik detaylar için ek şekillere bakınız.) NOT: kullanımbunun yerine Metinde kullanılan ölçüye kapak kılcal açıklıklar ile bir sünger durdurucunun mümkündür. Bizim özel kapak capillaries düşme riskini en aza indirmek hazırlanan şişeleri güvenli kullanım sağlar. </li><li> Sıvı gıdalar sunmak için, 1 uL işaretleri ile 5 uL mikrokapilerler kullanın. Delik (kırmızı kenarı ile işaretlenmiş Şekil 1B) içine ucu 20 uL pipet ve ekleme - 2 üst keserek kapağındaki konik açıklıklar kılcal yerleştirin. Aynı ağzına 20 uL pipet - kaçmasını sinekler önlemek için, bir kesilmemiş 2 yerleştirin. </li><li> Güvenli, çoklu hazırlanan şişeleri ele bir ızgarah kakma (Şekil 2A) ile bir plastik kutu içine koyun. </li></ol> Sineklerin 2. Hazırlık <ol><li> 25 ° C,% 60 bağıl nem ve 12 saat / 12 saatlik aydınlık ve karanlık döngüsü standart gıda sinekler tutun. </li><li> , Üreme koşullarını kontrol 35 bakire kadın tanıtmak için bir50 mL içeren plastik kültür şişenin içine her bir deney grubu d 15 erkek (9.8 cm yükseklik, 4.8 cm çapında) gıda sinek. sinekler sonra yetişkin taze gıda şişeleri uçar aktarmak ve onları iki gün daha yumurtalarını izin ilk 3 gün yumurtalarını bırakmak için izin verin. Bundan sonra tekrar transferi tekrarlayın. Iskarta yetişkin 2 gün daha sonra uçar. </li><li> Gıda alımı uçucu büyüklüğüne bağlıdır gibi, 3 günlük bir yetişkine 2- anestezi 100 sinekler grubunun ağırlığını belirlemek CO2 uçucu takımını kullanarak ve bir 1.5 mL&#39;lik bir plastik tüp içine toplanması ve standart ölçme sinekler laboratuar ölçekli. Seks (Tablo 1) olanlar en az dört bağımsız sinek gruplarının ıslak ağırlığını belirlemek; mg sinek başına uL gıda tüketimi hesaplamak için ağırlık kullanın. Tek bir sinek deney başına besleyen gıda miktarını belirlemek ve besleyerek kılcal damarların boşaltılmasını önlemek için buna göre gıda dolu kılcal damarların sayısını ayarlamak için değeri kullanın. <ol><li> 3 saatlik deney, kullanım için20 sinek ve iki dolu kapilerlere. uzun vadeli bir deney (&gt; 3 saat ve en fazla 9 güne kadar) için, (güvenilir sonuçlar anlatılan koşullarda az sekiz sinekler elde edilemez) dört doldurulmuş kılcal damarların bir kaynağı ile sekiz sinekler bir grup kullanın. </li></ol></li><li> CO 2 maruz altında ağırlıkları ölçüldükten sonra gruplar (8 veya 20 sinekler) içine ayrı sinekler. CO2 sedasyon 48 saat deney öncesinde geri dönüşüne verecek şekilde (15 mL standart gıda ihtiva eden) yeni bir gıda şişeye grubu aktarın. CAFE tahlil için 4 ila 6 günlük bir sinekler kullanın. </li><li> Olmayan aç vahşi tip sinekleri sadece marjinal besleme olarak 19, 21, ön açlıktan 3H beslenme deneyleri için gider. Gıda tüketimi birkaç gün içinde takip edildiğinde hiçbir açlık gereklidir. açlık transfer yavaşça ~ 0.5 mL GKD&#39;li nemlendirilmiş sadece 45 mm çaplı filtre kağıdından ihtiva eden bir şişe içine dokunarak testten önce 16 ila 20 saat uçan2 O (distile su-double) ve bir takılı CAFE tahlil kapaklı yakın. </li></ol> Sıvı Gıda 3. hazırlanması <ol><li> 100 mL GKD 2 O Pipet 3 uL, 33 uL, 333 uL, 3.3 mL ve 6.6 mL 102.6 gr sakaroz (Cı 12H 22 o 11) doldurarak (ağ / hac% 10), sakroz stok çözeltisi, 3 M hazırlanması 15 ml plastik tüp içine stok çözeltisi; 2 mL Gıda renk eklemek (kırmızı için: Cochineal [E124]; mavi: Indigo karmin [E132]) ve GKD 2 O. ile 10 ml doldurmak sonuçlanan konsantrasyonları 0.001, 0.01, 0.1, 1, ve 2 M sukroz vardır . NOT: gıda boyası daha kolay menisküs görselleştirme sağlar. Ancak boya gıda alımı üzerinde bir etkiye sahip olabilir. boya, gıda boyası dağıtmak veya deney ve gruplar sırasında gıda numunelerine boyaların kullanımını randomize nedeniyle önyargı önlemek için. </li><li> Alkol tercih pipet için bir 15 ml plastik bir tüp içinde 3 M sukroz stok çözeltisi 333 uL test etmek için.% 100 EtOH (etanol), 1.5 mL (2.3 mL) ilave edilir ve% 15 (0.25 mM) ve% 23 (0.39 mM) çalışma çözeltileri neden 10 mL&#39;ye GKD 2 O ekleyin. </li><li> 4 ° C&#39;de stok -20 ° C&#39;de çözüm ve çalışma çözümleri tutun; 1 hafta içinde kullanın. </li><li> kılcal zorla, renkli bir gıda solüsyonu ile aynı anda 10 kılcal doldurun. sakaroz çözeltisini (çözelti 45 ° açıyla kılcal tutarak) içine kılcal damarların uçlarını takın. Sıvı üst kılcal (5 uL) işareti ulaşırsa durdurun ve kağıt mendil ile dış ve iç aşırı çözüm kaldırmak. </li></ol> 4. Montaj ve kapiller Besleyici Testi Sahne <ol><li> oruç gerekli değilse, dokunarak ya da darbe-borusu ile tahlil deneysel sinekler aktarın. buharlaşmasını ölçmek için sinekler olmadan üç kontrol şişeleri dahil ettiğinizden emin olun. </li><li> Dış openin birini kapatıyor - (20 uL hacmi 2) dikkatli bir pipet kaldırmakgs ve ilk bir dolu cam kapiller, dip-ucunu. geri ileri kılcal pipet koyarak kılcal sabitleyin. çeşitli gıda çözümleri test ediliyor ise, buna göre bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Yerleştirin kılcal besin kaynakları farklı yüksekliklerde bulunan sanki oluşabilir önyargı önlemek için aynı düzeydeki tüm şişeleri içinde biter (3 - kapaktan 4 cm); kaza filtre kağıtları veya gıda kaynaklarının farklı viskozitelere dokunarak sızmasını kılcal önlemek için filtre kağıdı için mesafe tutun. </li><li> Bir işaretleyici kalem (başlangıç işareti) kullanarak renkli sıvının üst ucunu Etiket. Onları tek tek bir renk veya çizgili kodunu kullanarak etiket, farklı kılcal damarlar tespit edilebilir sağlamak. </li><li> Gridlenmiş kakma bir plastik kutu içinde birden hazırlanan CAFE deneyleri yerleştirin ve laboratuar koşullarında veya ısıya, ışığa ve nem kontrollü clim güvenli bir konuma (Şekil 2A) kutusunu transferiDeney süresi (örneğin 3 saat veya gün): odacık (25 ° C,% 60 bağıl nem, 12 saat / 12 saat ışık-karanlık döngüsü parametreleri) yedi. </li><li> Tahlil birkaç gün içinde yapılırsa alt filtre kağıdı kurur gibi, sünger tapa (100 uL) üzerinden 24 saatte tahlil içindeki nem sabit tutmak için tatlı su uygulayın. Nem cihazları gibi 30 ml GKD 2 O ile dolu dört ayrı şişeleri (8 cm yükseklik, 3.3 cm çapında) kullanın ve plastik kutu CAFE deneyleri yanında koyun. Deney (Şekil 2A) sırasında nem kontrollü bir ortam oluşturmak için plastik kutu için bir kapak kullanın. NOT: Geniş değişkenlik laboratuar şartlarında oluşur; ancak, (bir sınıfta, örneğin.), oda sıcaklığında CAFE tahlil gerçekleştirmek için mümkündür. (Plastik kutu su şişeleri ve kapağı dolu ya da ıslak bir sünger tapa olmadan filtre kağıdı,) bir nemlendirme cihazının kullanımı son derece (buharlaşmayı azaltmak için teşvik edilmektedir <stRong&gt; Şekil 2B). </li><li> Uzun süreli deneylerde her 24 saat için taze doldurulmuş olanlarla kılcal değiştirin. Her 24 saat arayla önce ölü sinekler not edin ve bir sonraki dönem için sinek başına tüketimi hesaplamak için canlı sineklerin numarasını kullanabilirsiniz. menisküsün düşüş (5.1 bakınız) ölçüldükten sonra eski kılcal atın. NOT: biz neredeyse hiç ölü sinekler bkz 3 saat Deney sırasında. 3 ölü sinekler - 4 gün çalışma sırasında biz genellikle 1 bulabilirsiniz. </li><li> CAFE tahlil dik konumda iken bu testin veya kılcal değiştirmeden önce sonunda, bir marker kalem ile kılcal (işareti sonu) alt menisküs işaretleyin. Işareti sonu (başlangıç işareti) ilk işaretinin altında değilse veri atın. Bu menisküs değişebilir olarak, kapağını çıkarmayın. </li><li> Dikkatle testte kılcal damarları kaldırmak ve veri toplama için saklayın. Discar değilse kılcal içindeki sıvı alt ucunu ulaştı olmadığını kontrol edind veriler, gıda sinekler için erişilebilir değildi. Bir grup olarak şişe başına tüm kılcal toplayın. kaçmasını sinekler önlemek için tüm açıklıklar içine kesilmemiş pipet uçları takın. setup dağıtın ve daha sonra kullanılmak üzere oda sıcaklığında sabun banyosu kuru gece boyunca şişe, kapakları ve sünger tapalar yıkayın. NOT: Sinekler ayrıca tahlil sonra analiz edilebilir. gözle veya bir diseksiyon mikroskobu altında gıda alımını onaylayın. </li><li> en az üç farklı günlerde aynı genotipleri ile tekrarlayın deneyler. </li></ol> 5. Veri Toplama ve Analizi <ol><li> Bir kumpas veya cetvel kullanarak kapiller işareti başında ve işareti sonu arasındaki mesafeyi ölçün. Bir e-tabloya doğrudan veri aktarmak için, dijital kumpas (Şekil 1E) bağlı bir USB (Universal Serial Bus) kullanın. ölçümden sonra kılcal atın. </li><li> kılcal boyutu için hesap gıda alımını veya buharlaşma hesaplamak için. Örneğin, bir kap dikkateUzun 73 mm ve gıda çözüm 5 mcL içeren Illary. menisküs bir 14.6 mm azalarak 1 uL solüsyonu alımını yansıtmaktadır. Aşağıdaki formülü kullanarak gıda alımını hesaplayın: Gıda alımı (uL) = ölçülen mesafe (mm) / 14.6 mm </li><li> gıda alımı üzerindeki buharlaşma etkisini dışlamak için, sinekler olmadan üç (en azından) kontrol şişelerini buharlaşma ortalama hesaplamak. sinekler tarafından gıda tüketimi için elde edilen değerden bu ortalama değeri çıkartın. </li><li> sinek başına toplam tüketim belirlemek için aşağıdaki formülü kullanın: Gıda tüketimi (uL) = (Gıda alımı [ul] - Evaporatif kayıp [ul]) / flakon sineklerin toplam sayısı. uzun vadede deneyler 24 saat aralığının başlamadan önce canlı sineklerin numarasını kullanabilirsiniz. </li><li> Böyle erkek ve dişi sinekler arasında olduğu gibi vücut büyüklüğü farklılıkları, hesaba katılması için, vücut ağırlığı gıda tüketimi (ul yiyecek / mg sinek) normalleştirmek. </li><li> Veri analizi için istatistiksel yazılım kullanın. normmüttefiki dağıtık veri, kullanım öğrencinin T-test, iki sinek gruplar arasındaki farklılıkları belirlemek ve ikiden fazla gruplar için post hoc Tukey Cramer testleri ile ANOVA (varyans analizi) kullanın. Bir seçim durumda, bir parametrik olmayan tek örnek işareti testi kullanılarak rastgele seçim farklılıkları analiz. </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Raporda, teknik kurulum ve laboratuvarda başarılı performansına odaklanarak, bir adım-adım moda CAFE deneyi açıklamaktadır. Kolaylığından dolayı, bu deney aynı zamanda bir okul deney olarak eğitimsel kullanılabilir. Örnekler tahlil kısa ve uzun süreler (gün saat) üzerinde Drosophila melanogaster gıda algılama, tercih ve tüketim soruşturma izin verdiğini göstermektedir. CAFE tahlil gıda ve ilaç tüketimi, madde bağımlılığı, enerji dengesini ve beslenme 16</sup...

Yeme gereklidir; Bununla birlikte, bulimia, anoreksia ve kıldığını aşın yemesine genel eğilim gibi yeme bozuklukları ile sonuçlanır gıda alımının deregülasyonu bireyler ve toplum, 1, 2, 3 maliyeti. Bu araştırmanın amacı, gıda alımının düzenleyici mekanizmaların ortaya çıkarmak ve bozukluk oluşumunu engellemeyi için bir strateji sağlamaktır. Memeli model organizmalar kullanarak çok sayıda çalışmalar bozuklukları 4, 5, 6 yeme devresi ve sinyal sistemlerinin rolünün yeni anlayışlar sağladı. Bununla birlikte, bu bozuklukların altında yatan nöronal ve moleküler üsleri bilgimiz tam uzaktır. Son yıllarda, meyve Drosophila melanogaster metabolis düzenlenmesi, temel mekanik anlayışlar çözülüyor için değerli bir model sistem haline gelmiştir uçmakm 7, 8, 9. Drosophila melanogaster için kılcal besleyici (CAFE) deneyi blowfly 10, 11 DETHIER tarafından daha önceki bir çalışmadan esinlenerek 2007 yılında Seymour Benzer&#39;in laboratuarda kurulmuştur. CAFE tahlil mümkün doğrudan Drosophila melanogaster gıda alımını ölçmek için yapılan. Bu davranışsal test sistemi, sinekler, bir şişeye içine yerleştirilen kademeli cam kılcal sağlanan sıvı gıdalarla beslenmesidir. Kılcal menisküsün düşüş buharlaşma ve gıda tüketimi yoluyla gıda çözümünün kaybını gösterir. sinekler olmadan şişeleri ile buharlaşma hızının belirlenmesi gıda alımının doğru ölçümü sağlar. CAFE tahlil Drosophila melanogaster beslenme ölçmek için kullanılan çeşitli davranışsal paradigmalar biridir ve araştırmacılar kendi özel için en uygun olanı seçmek zorundasoru. Aşağıdaki noktaları göz önünde belirli bir tahlil kullanma kararı: sağlanan gıda doğasını; beslenme durumu; alımı veya besin alımı ve soruşturma gıda tüketimi veya gıda tepki ölçümü. Bu raporda açıklanan şekilde CAFE tahlil dik besleme koşullarında bir sıvı gıda kaynağının gıda alımını takip için idealdir. Seçenek olarak gıda alımı, bir şişe içinde ya da plaka üzerinde renkli bir besin kaynağı bir uçucu grup için ölçülebilir. Sinekler normalde öldürülmüş ya da anestezi beslendikten sonra ve yutulur boya miktarı spektrometresi veya lekeli karın görsel muayene ile belirlenir edilir. Sinekler sadece 30 dk alımından sonra yutulur gıda salgılanmasını başlatmak, bu nedenle bu yaklaşım, sürekli uzun beslenme analizi için kullanımının zor 13, 12 davranışlar. Buna karşılık sinekler zaman emilebilir boya bozulmadan tutulurRadyoaktif işaretleyicilerle s kullanılmış ve radyoizotopun tüketim bir parıldama sayacı 14, 15 puanlanmıştır. sinek sindirim sistemi tarafından radyoaktif emilimi uzun vadeli gıda alımı ölçümü mümkün kılan, ancak çünkü olmayan emilir ve atılır izleyici moleküllerinin tüketim küçümsemeye yol açabilir. Başka bir yaklaşım melanogaster normalde gıda alımının 16 oluşur hortum uzatma yanıtı (PER) &#39;dir Drosophilia&#39;daki gıda tepkisini ölçmek için. Bu zarif yöntem bir gıda uyarana ilk tepkiyi ölçen ama alımının miktarını yazmaz. Gıda alımı dinamik besleme 17, 18 düzenlenmesi için önemli olan birkaç post-sindirim geribildirim sinyallerini kullanarak beslenme sırasında ayarlanır. Birçok deneme başına deneyinde yarı otomatikleştirmek veri toplama son yıllarda yapılmış <sclass = &quot;xref&quot;&gt; 19, 20 kadar. Başına elektrik ped ya da elektrotların bir kombinasyonu ile tespit edilir ve bilgisayar aracılığı ile sayılır. Radyoizotop alımı ile PER tahlil birleştiren bu testte miktar beslenme farklılıklarını 18 tespit düşük hassasiyet ile sınırlı olduğunu ortaya çıkardı. Sinek cam kılcal el ile beslendiği elle besleme deneyi (MAFE) 21, en son tek hareketsiz sinek gıda alınmasının ölçümü için geliştirilmiştir. MAFE tahlil başlamanın toplayıcı ve beslenme müdahaleleri ortadan kaldırır ve PER bir zaman saniye çözünürlük ve inisiyasyon sahiptir ve gıda tüketimi deneyinde bağımsız izlenebilir. Ancak, yol hangi sineğin immobilizasyon (örneğin hareket, motivasyon) hala araştırılması gereken beslenme davranışının bazı yönlerini etkiler. Drosophila beni yiyecek tüketiminin ölçülmesi için farklı testlerin mükemmel karşılaştırmalı değerlendirme içinlanogaster ve en uygun olanı bulmakta araştırmacılara yardımcı Deshpande ve Marx tarafından raporlarını görmek için 13, 22. CAFE deneyi, yukarıda tarif edilen diğer deneylerden dezavantajlarının bazılarının önler ve gıda alımının güvenilir ölçümler ile kullanım sadeliği birleştirir. Burada, CAFE tahlilinde ayrıntılı bir açıklaması temin edilmiştir ve buharlaşmayı azaltmak için basit bir ayar değişikliği göstermektedir. İki gıda seçimi deneyi (kısa ve uzun vadeli) ve sineklerin sakaroz alımı da dahil olmak üzere Temsilcisi sonuçlar gösterilmiştir. tartışmada biz CAFE tahlil gerçekleştirmek ve potansiyel sınırlamaları vurgulamak için alternatif yollar ile tarif edilen yöntem karşılaştırın.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

W 1118 genotip sinekler test yapılır göstermek için kullanılır. W 1118 mutantlan genellikle transjenik çizgiler üretmek ve transgenlerin genetik arka planı beyaz gen ile işaretlenmiş kontrol etmek için kullanılır. Normal olarak, davranış deneyler için, bütün transjenik soylarda deneysel kontrol olarak kullanılan aynı ağırlık 1118 stoklar, beş kuşaktır backcrossed edilir. Biz farklı deneyler g...

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Kılcal Besleyici Testi Gıda Alımını içinde Tedbirler<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K Görüntüleme.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Video: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Kullanarak Bileşiklerin Biyoaktivite için eşli Nanoinjection ve Ekran için Elektrofizyoloji Testi Drosophila melanogaster Dev Elyaf Sistemi

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Merkez Sinir Sistemi Tek Hücreler Etiketleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Olarak spontan lokomotor aktivitenin belirlenmesi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Sosyal Kaçınma Niceleme için Basit Testi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Sosyal Space Etkileyen Koşullar<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Arasında Mechanosensation için bir davranış tahlilinde klonlarda MARCM tabanlı<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

Yüksek Verimli Testi Bireyin Yumurta Yumurtlayan Tercihler incelemek için<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Kullanımı Ödül arayan davranış değişiklikleri Tedbir Basit Yolu<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...