Name: the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. CAFEアッセイ注：実験バイアル、特定の蓋とマイクロキャピラリ：アッセイは3つのコンポーネントで構成されています。カバー付きプラスチック箱は、準備されたバイアルを輸送するために、より効率的に湿度を制御するために使用されます。 <ol><li> キイロショウジョウバエ培養プラスチックバイアル（オプション8センチメートル高さ3.3センチ直径）アッセイ用チューブとして使用します。 </li><li> Oリング（ 図1A、1B）を含む製造プレキシガラス蓋付きバイアルを密封します。負荷が軽くたたくことによって、または、空気の循環と水の供給を可能にし、スポンジ栓に穴を塞ぐ蓋の中央開口部（1.5センチ径）を通じて吹管、と飛びます。シックス小さい円錐状の開口部（0.4センチメートル上部直径、0.3センチメートル内径）は中央の穴を囲むと2のピペットチップフィット - 代わりに毛細血管を保持するために、20μLのボリュームを。 （蓋の技術的な詳細については、補足図を参照してください。） 注：使用代わりに、私たちの原稿に使用されるカスタムメイドの蓋の毛細血管のための開口部を有するスポンジストッパー可能です。私達のカスタマイズされた蓋が落ちて毛細血管のリスクを最小限に準備されたバイアルの安全な取り扱いを可能にします。 </li><li>液体食品を提示するために、1μLのマークを5μLのマイクロキャピラリーを使用しています。穴（赤い縁の付いた図1B）に先端を20μLピペットチップと挿入- 2の上部を切断することにより、蓋で円錐形の開口部で毛細血管を置きます。同じ開口部に20μLピペットチップ - 逃げるのハエを防ぐために、ノーカット2を挿入します。 </li><li>安全に複数準備されたバイアルを処理するには、グリッドインレイ（ 図2A）とプラスチック製の箱に入れます。 </li></ol>ハエの調製<ol><li> 25℃、相対湿度60％、12時間/ 12時間の明暗サイクルで、標準的な食べ物にハエを保管してください。 </li><li> 、飼育条件を制御する35処女雌を導入するために、AN50 mLを含むプラスチック培養瓶（9.8センチメートル高さ4.8センチ、直径）にD各実験群のための15人の男性が食べ物を飛びます。ハエは、最初の3日間、卵を産むその後、生鮮食品バイアルに大人のハエを転送し、それらをさらに2日間卵を産むせることができます。この後、再び転送を繰り返します。さらに2日後に成虫を捨てます。 </li><li>食物摂取は、フライサイズに依存しているように、2〜3日齢の大人がCO 2フライパッドを使用して飛ぶと1.5 mLのプラスチックチューブにそれらを収集し、標準で測定麻酔により100ハエ群の重量を求めます実験室規模。性別（ 表1）でソートされる少なくとも4つの独立したハエ群の湿重量を決定します。 mgのフライあたりμL食品の消費量を計算するために重みを使用しています。単一のハエは、実験ごとにフィード食物の量を決定し、供給することによって毛細血管の排出を避けるために、それに応じて食品が充填された毛細血管の数を調整するには、値を使用します。 <ol><li> 3時間アッセイの使用のため20ハエや2充填した毛細血管。長期実験（&gt; 3時間および9日まで）については、4満たさ毛細血管（信頼性の高い結果が記載された条件の下でより少ない8ハエで得ることができない）の供給に8ハエのグループを使用します。 </li></ol></li><li> CO 2の暴露下重量を測定した後グループに別々のハエ（8または20ハエ）。 CO 2鎮静から48時間、実験前に、リカバリを可能にするために（15 mLの標準食品を含む）新しい食品バイアルにグループを転送します。 CAFEアッセイのために4〜6日齢のハエを使用してください。 </li><li>非飢えた野生型のハエは、わずか3時間の供給実験のための19、21、事前に飢えたハエを養うように。食料消費が数日間にわたって監視されているときに断食は必要ありません。断食のために、転送が優しく〜0.5 mLののddHで湿らせた唯一の45ミリメートルの直径折り畳んだろ紙を含むバイアルにそれらをタップして、試験前に16〜20時間を飛びます2 O（二重蒸留水）、およびプラグインCAFEアッセイ蓋との緊密な。 </li></ol>液体食品の調製<ol><li> 102.6グラムのスクロースを充填することによって3 M（10％、w / v）のスクロースストック溶液を準備します（C 12 H 22 O 11）を100mLのddH 2 Oピペット3μL、33μL、333μL、3.3 mLおよび6.6 mLまで15mLのプラスチックチューブ中にストック溶液。 （：;：インディゴカルミン[E132]青用のコチニール[E124]赤のため）で処理し、得られた濃度は0.001、0.01、0.1、1、および2 MスクロースあるのddH 2 Oで10mLに記入食品の色の2 mLを加え。 注：食用色素がより容易にメニスカスを可視化することができます。しかし、染料は、食物摂取に影響を与える可能性があります。色素に食用色素を分配または実験とグループの間に食品試料への染料の使用量を無作為化によるバイアスを避けるために。 </li><li> 15 mLのプラスチックチューブで3 Mショ糖ストック溶液のアルコール嗜好ピペット333μLをテストします。100％のEtOH（エタノール）の1.5 mLの（2.3 ml）を加え、15％（0.25ミリモル）及び23％（0.39 mM）の作業溶液をもたらすことを10mLまでのddH 2 Oを追加します。 </li><li> -20℃でストック溶液を維持し、4℃でのソリューションの作業。 1週間以内に使用します。 </li><li>毛管力により、着色された食品の溶液と同時に10キャピラリを埋めます。ショ糖液（溶液に対して45°の角度で毛細血管を保持）に毛細血管の端を挿入します。液体が毛細管のトップ（5μL）マークに達した場合に停止し、ティッシュペーパーで外側に、内部に余分な溶液を除去します。 </li></ol> 4.アセンブリおよび毛細血管フィーダーアッセイを行います<ol><li>断食が必要とされていない場合は、タップすることで、またはブローパイプによってアッセイの実験的なハエを転送します。蒸発を定量化するためにハエずに3つの制御バイアルを含めるようにしていることを確認します。 </li><li>外openinの1を閉じている - （20μLのボリューム2）慎重にピペットチップを削除GSと、第1充填されたガラスキャピラリー、ボトムエンドを挿入します。戻って次のキャピラリーにピペットの先端を配置することにより、キャピラリを固定します。いくつかの食品ソリューションがテストされている場合は、それに応じてこの手順を繰り返します。 </li><li>置き、毛細管は、食料源が異なる高さに配置された場合に発生する可能性バイアスを避けるために、同じレベルのすべてのバイアルの中で終わる（3 - ふた〜4センチ）。誤っ濾紙または食物源の異なる粘度をタッチして漏れる毛細管を防止するために、濾紙の距離を保ちます。 </li><li>マーカーペン（マーク始まる）を使用して着色液の上端部にラベルを付けます。別の毛細血管が識別することができることを確認するには、色やストライプのコードを使用して個別にラベルを付けます。 </li><li>グリッドインレイとプラスチックの箱の内側に複数用意CAFEアッセイを置き、実験室条件下で、または、温度、光-及び湿度制御CLIMに安全な位置に（ 図2A）ボックスを転送実験期間（ 例えば、3 Hまたは日間）：室（25℃、相対湿度60％、12時間/ 12時間の明暗サイクルパラメータ）を食べました。 </li><li>アッセイは、数日間にわたって行われた場合に底ろ紙が乾燥したように、アッセイの内部の湿度を一定に保つためにスポンジ栓（100μL） を経由して 24時間毎に新鮮な水を適用します。湿度デバイスとして30ミリリットルのddH 2 Oを充填した4つの別々のバイアル（8センチ、高さ3.3センチ直径）を使用し、プラスチック製のボックス内のCAFEアッセイの隣に配置します。実験（ 図2A）の間、湿度制御された環境を作成するために、プラスチック製のボックスのカバーを使用してください。 注：より広範な変動は実験室条件下で発生します。しかし、室温（ 例えば 、教室内）でCAFEアッセイを実行することが可能です。加湿装置（プラスチックの箱のための水のバイアルとカバーを埋め濡れたスポンジの栓を伴うまたは伴わないろ紙、、）を使用することは非常に蒸発を減少することが奨励されています（ <st栄&gt;図2B）。 </li><li>長期間の実験ごとに24時間、新鮮に満たされたものと毛細血管を交換してください。各24時間間隔の前に死んだハエをメモして、次の期間にフライあたりの消費量を計算するために生きたハエの数を使用します。 （5.1を参照）メニスカスの低下を測定した後、古い毛細血管を捨てます。 注：私たちはほとんど任意の死んだハエを見ない3時間の実験中。 3死んだハエ - 4日の研究の間、私たちは通常1を見つけます。 </li><li> CAFEアッセイは直立位置にある間に、アッセイの終わりに、またはキャピラリーを交換する前に、マーカーペンでキャピラリー（マーク端 ）の下メニスカスをマーク。マークの端が最初のマーク（マークが始まる ）以下でない場合はデータを破棄します。これは、メニスカスを変更する可能性があるため、蓋を削除しないでください。 </li><li>慎重に分析から毛細血管を削除し、データ収集のためにそれらを格納します。 discarない場合は、キャピラリー内部の液体が下端に達しているかどうかを確認Dデータ、食品はハエにアクセスできなかったとして。グループとして1バイアル当たりすべての毛細血管を収集します。逃げるのハエを防ぐために、すべての開口部に切断されていないピペットチップを挿入します。セットアップを解体し、更なる使用のために室温で石鹸バス、一晩乾燥にバイアル、蓋とスポンジ栓を洗います。 注：ハエは、さらに分析した後に分析することができます。目によって、または解剖顕微鏡下で食品の摂取量を確認してください。 </li><li>少なくとも三つの異なる日に同じ遺伝子型を有する繰り返し実験。 </li></ol> 5.データの収集と分析<ol><li>キャリパーや定規を使用して、キャピラリー上のマークの始まりとマークの端部との間の距離を測定します。スプレッドシートに直接データを転送するには、デジタルキャリパー（ 図1E）接続されたUSB（ユニバーサル・シリアル・バス）を使用します。測定後の毛細血管を捨てます。 </li><li>毛管サイズのアカウントは、食物摂取または蒸発を計算します。例えば、キャップを考えますそのillary 73ミリメートルの長さであり、食品溶液5μLが含まれています。メニスカスで14.6ミリメートルの減少は、1μL液の取り込みを反映しています。以下の式を使用して食物摂取を計算します。 食品摂取量（μL）=測定距離（mm）の/ 14.6ミリメートル</li><li>食物摂取に対する蒸発の影響を排除するために、ハエのない3（最低でも）制御バイアル中の蒸発を意味計算します。ハエによって食料消費のために得られた値から、この平均値を減算します。 </li><li>フライあたりの総消費量を決定するには、次の式を使用します。 食品の消費量（μL）=（食品摂取[μL] - 蒸発損失[μL]）/バイアル中のハエの総数。長期的な実験のために、24時間間隔の開始前に、生きたハエの数を使用します。 </li><li>そのような男性と女性のハエの間のような体の大きさの違いを考慮して、体重（μL食品/ mgでハエ）に摂餌量を正規化します。 </li><li>データ分析のための統計ソフトウェアを使用してください。ノルムのための味方分散データは、2フライ群間の差を決定し、二つ以上のグループのための事後テューキークレーマー検定でANOVA（分散分析）を使用するスチューデントのt -testsを使用しています。選択肢の状況では、ノンパラメトリック1標本符号検定を用いてランダムに選択との違いを分析します。 </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

報告書は、技術的なセットアップと実験室での成功のパフォーマンスに焦点を当て、ステップ・バイ・ステップ方式でCAFEアッセイを説明します。 、その単純さのために、このアッセイはまた、学校の実験として、教育的に使用することができます。例としては、アッセイが短く、より長い期間（数時間から数日）にわたってキイロショウジョウバエにおける食物センシング、好みや?...

食べるが不可欠です。しかし、このような過食症、拒食症または課しを過食する一般的な傾向として、摂食障害の結果食物摂取量の規制緩和は、個人と社会1、2、3にかかります。本研究の目的は、食物摂取の調節機構を明らかにし、障害の形成を回避するための戦略を提供することにあります。哺乳類のモデル生物を用いて、多数の研究が障害4、5、6を食べに回路及び信号システムの役割の新たな洞察を提供してきました。それにもかかわらず、これらの疾患の根底にある神経細胞および分子基盤の我々の知識は、完成には程遠いまま。近年では、果実はフライキイロショウジョウバエは metabolisの規制に基本的なメカニズムの洞察を解明するための貴重なモデルシステムとなっていますM 7、8、9。 キイロショウジョウバエのためのキャピラリーフィーダー（CAFE）アッセイはクロバエ10、11にデティアーによって以前の仕事に触発され、2007年にシーモア・ベンザーのラボに設立されました。 CAFEアッセイは直接キイロショウジョウバエにおいて食物摂取を測定することが可能となります。この行動試験システムでは、ハエがバイアル内部に配置された段階的なガラスキャピラリー内に設けられた液体食品を食べます。毛管メニスカスの減少は蒸発し、食料消費を経て食品液の損失を示しています。ハエなしでバイアルによって蒸発速度を決定することは、食物摂取量の正確な定量化を可能にします。 CAFEアッセイは、 キイロショウジョウバエで摂食を測定するために使用されるいくつかの行動パラダイムの一つであり、研究者が、特定のために最も適切なものを選択する必要があります質問。特定のアッセイを使用するという決定は、次の点を考慮する必要があります提供食品の性質を。摂食状態;吸気口や栄養素の摂取と調査の食料消費や食品への応答の測定。 このレポートに記載されているようCAFEアッセイは、直立の給電条件で液体食料源の食物摂取量を、以下のに最適です。あるいは食物摂取量をバイアル中またはプレート上の着色された食物源のフライグループに対して測定することができます。ハエは通常、殺されたり麻酔給餌後と摂取色素の量は、分析法または染色された腹部の目視検査によって決定されています。ハエは、摂取後わずか30分で摂取された食物を排出し始め、したがって、この方法は、連続的なより長い摂食行動の解析12、13のために使用することは困難です。 これとは対照的にハエがするとき、吸収性色素そのまま保持されています放射性トレーサーでsが使用され、放射性同位体の消費は、シンチレーションカウンター14,15で採点されます。フライ消化器系による放射性標識の吸収は、長期的な食品摂取の測定が可能になりますが、ために非吸収と排泄トレーサー分子の消費量の過小評価につながる可能性があります。 キイロショウジョウバエの食物に対する応答を測定するための別のアプローチは、通常、食物摂取16で発生口先拡張応答（PER）です。このエレガントな方法は、食品の刺激に対する初期応答を測定するが、摂取量を記録しません。食物摂取は、動的に給電17,18の調節に重要である、いくつかの後の消化フィードバック信号を使用して、供給中に調整されます。いくつかの試みがPERアッセイで半自動化データ収集に近年なされています<sクラス= &quot;外部参照&quot;&gt; 19、20アップ。 PERは、電気パッドまたは電極の組み合わせによって検出され、コンピュータを介してカウントされます。放射性同位元素の取り込みとPERアッセイを組み合わせることにより、このアッセイは違い18の供給量を検出する低感度によって制限されることを明らかにしました。ハエは、ガラスキャピラリーを用いて手動で供給された手差しアッセイ（MAFE）21は 、最近単固定化されたハエの食物摂取量を測定するために開発されました。 MAFEアッセイは、採餌給電開始の干渉を排除し、秒の時間分解能を有し、PERおよび食物摂取の開始は、アッセイにおいて独立して監視することができます。しかし、摂食行動の特定の側面（ 例えば運動、モチベーション）に影響を与えるハエのどの固定化方法はまだ調査する必要があります。 ショウジョウバエ私の中で食物消費を測定するための異なるアッセイの優れた比較レビュー用lanogasterとデシュパンデとマルクスの報告を参照して、最も適切なものを見つけるの研究者を支援します 13、22。 CAFEアッセイは、上述の他のアッセイの欠点の一部を回避し、食物摂取の信頼できる測定を使用するシンプルさを兼ね備えました。ここで、CAFEアッセイの詳細な説明が提供され、我々は、蒸発を減少させるための簡単な設定の変更を示します。 2食品の選択アッセイ（短期・長期）とハエのショ糖の取り込みを含む代表的な結果が示されています。議論では、CAFEアッセイを実行するための別の方法で私たちの説明した方法を比較し、潜在的な限界を強調表示します。

<table><tbody><tr><td>Vials (breeding)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Vials (breeding)</td><td></td><td></td><td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td></td><td></td><td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td></td><td></td><td>Produced in university workshop, technical drawing supplied&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;Please click here to download this file.&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td></td><td></td><td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td></td><td></td><td>Dimensions (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 norm,&amp;nbsp; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td></td><td></td><td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td></td><td></td><td>Not harmful</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td></td><td></td><td>Highly flammable liquid and vapor</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Odor neutral soap</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td></td><td></td><td>(for 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>Molasses</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

ワット1118の遺伝子型のハエは、アッセイが行われる方法を示すために使用されています。 W 1118変異体は、一般的にトランスジェニック系統を生成し、導入遺伝子の遺伝的背景が白の遺伝子でマーク制御するために使用されます。通常、行動実験のために、すべてのトランスジェニック系統は、実験対照として使用されているのと...

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

キャピラリーフィーダーアッセイにおいて食物摂取を測定します<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.6K ビュー.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

ビデオ: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

定量的食物摂取の試金を組み合わせると強制的にショウジョウバエの食欲を勉強するニューロンを活性化

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

行動学

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

での採餌行動のためのシングル·フライアッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

ショウジョウバエの消費定量化のための高スループットマイクロプレートフィーダアッセイ

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

大人のための味の好みアッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

ショウジョウバエ幼虫を用いた熱遺伝学的神経細胞スクリーンにおけるマクロ栄養素摂取量の定量化

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

ショウジョウバエにおける急速な食品嗜好アッセイ

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Feeding Test: Assessment of Feeding Preferences in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay for fruit flies in which colored food is used to monitor feeding and the effect added compounds may have on feeding activity. The example protocol tests the effects of several endocrine disrupting chemicals (EDC).

摂食試験:ショウジョウバエの摂食嗜好の評価

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

生物学

Drosophila melanogaster（ショウジョウバエ）

成虫

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www.jove.com/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

Taste Preference Assay:ショウジョウバエの摂食行動を測定する方法

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

The CApillary FEeder (CAFE) Assay: A Method to Track Food Consumption and Preference in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55024/" target="_blank">The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the CApillary FEeder, or CAFE, assay, a behavioral method that measures food intake and preference of unrestrained fruit flies. The featured protocol shows how to perform the assay with minimal evaporation from the liquid-filled capillaries used to deliver the food and track its intake.

キャピラリーFEeder(CAFE)アッセイ:ショウジョウバエの食物消費と好みを追跡する方法

Source: Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the ...

キャピラリーフィーダーアッセイにおいて食物摂取を測定します

要約

さらに動画を探す

この動画の章

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ