We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. CAFEアッセイ注：実験バイアル、特定の蓋とマイクロキャピラリ：アッセイは3つのコンポーネントで構成されています。カバー付きプラスチック箱は、準備されたバイアルを輸送するために、より効率的に湿度を制御するために使用されます。 <ol><li> キイロショウジョウバエ培養プラスチックバイアル（オプション8センチメートル高さ3.3センチ直径）アッセイ用チューブとして使用します。 </li><li> Oリング（ 図1A、1B）を含む製造プレキシガラス蓋付きバイアルを密封します。負荷が軽くたたくことによって、または、空気の循環と水の供給を可能にし、スポンジ栓に穴を塞ぐ蓋の中央開口部（1.5センチ径）を通じて吹管、と飛びます。シックス小さい円錐状の開口部（0.4センチメートル上部直径、0.3センチメートル内径）は中央の穴を囲むと2のピペットチップフィット - 代わりに毛細血管を保持するために、20μLのボリュームを。 （蓋の技術的な詳細については、補足図を参照してください。） 注：使用代わりに、私たちの原稿に使用されるカスタムメイドの蓋の毛細血管のための開口部を有するスポンジストッパー可能です。私達のカスタマイズされた蓋が落ちて毛細血管のリスクを最小限に準備されたバイアルの安全な取り扱いを可能にします。 </li><li>液体食品を提示するために、1μLのマークを5μLのマイクロキャピラリーを使用しています。穴（赤い縁の付いた図1B）に先端を20μLピペットチップと挿入- 2の上部を切断することにより、蓋で円錐形の開口部で毛細血管を置きます。同じ開口部に20μLピペットチップ - 逃げるのハエを防ぐために、ノーカット2を挿入します。 </li><li>安全に複数準備されたバイアルを処理するには、グリッドインレイ（ 図2A）とプラスチック製の箱に入れます。 </li></ol>ハエの調製<ol><li> 25℃、相対湿度60％、12時間/ 12時間の明暗サイクルで、標準的な食べ物にハエを保管してください。 </li><li> 、飼育条件を制御する35処女雌を導入するために、AN50 mLを含むプラスチック培養瓶（9.8センチメートル高さ4.8センチ、直径）にD各実験群のための15人の男性が食べ物を飛びます。ハエは、最初の3日間、卵を産むその後、生鮮食品バイアルに大人のハエを転送し、それらをさらに2日間卵を産むせることができます。この後、再び転送を繰り返します。さらに2日後に成虫を捨てます。 </li><li>食物摂取は、フライサイズに依存しているように、2〜3日齢の大人がCO 2フライパッドを使用して飛ぶと1.5 mLのプラスチックチューブにそれらを収集し、標準で測定麻酔により100ハエ群の重量を求めます実験室規模。性別（ 表1）でソートされる少なくとも4つの独立したハエ群の湿重量を決定します。 mgのフライあたりμL食品の消費量を計算するために重みを使用しています。単一のハエは、実験ごとにフィード食物の量を決定し、供給することによって毛細血管の排出を避けるために、それに応じて食品が充填された毛細血管の数を調整するには、値を使用します。 <ol><li> 3時間アッセイの使用のため20ハエや2充填した毛細血管。長期実験（&gt; 3時間および9日まで）については、4満たさ毛細血管（信頼性の高い結果が記載された条件の下でより少ない8ハエで得ることができない）の供給に8ハエのグループを使用します。 </li></ol></li><li> CO 2の暴露下重量を測定した後グループに別々のハエ（8または20ハエ）。 CO 2鎮静から48時間、実験前に、リカバリを可能にするために（15 mLの標準食品を含む）新しい食品バイアルにグループを転送します。 CAFEアッセイのために4〜6日齢のハエを使用してください。 </li><li>非飢えた野生型のハエは、わずか3時間の供給実験のための19、21、事前に飢えたハエを養うように。食料消費が数日間にわたって監視されているときに断食は必要ありません。断食のために、転送が優しく〜0.5 mLののddHで湿らせた唯一の45ミリメートルの直径折り畳んだろ紙を含むバイアルにそれらをタップして、試験前に16〜20時間を飛びます2 O（二重蒸留水）、およびプラグインCAFEアッセイ蓋との緊密な。 </li></ol>液体食品の調製<ol><li> 102.6グラムのスクロースを充填することによって3 M（10％、w / v）のスクロースストック溶液を準備します（C 12 H 22 O 11）を100mLのddH 2 Oピペット3μL、33μL、333μL、3.3 mLおよび6.6 mLまで15mLのプラスチックチューブ中にストック溶液。 （：;：インディゴカルミン[E132]青用のコチニール[E124]赤のため）で処理し、得られた濃度は0.001、0.01、0.1、1、および2 MスクロースあるのddH 2 Oで10mLに記入食品の色の2 mLを加え。 注：食用色素がより容易にメニスカスを可視化することができます。しかし、染料は、食物摂取に影響を与える可能性があります。色素に食用色素を分配または実験とグループの間に食品試料への染料の使用量を無作為化によるバイアスを避けるために。 </li><li> 15 mLのプラスチックチューブで3 Mショ糖ストック溶液のアルコール嗜好ピペット333μLをテストします。100％のEtOH（エタノール）の1.5 mLの（2.3 ml）を加え、15％（0.25ミリモル）及び23％（0.39 mM）の作業溶液をもたらすことを10mLまでのddH 2 Oを追加します。 </li><li> -20℃でストック溶液を維持し、4℃でのソリューションの作業。 1週間以内に使用します。 </li><li>毛管力により、着色された食品の溶液と同時に10キャピラリを埋めます。ショ糖液（溶液に対して45°の角度で毛細血管を保持）に毛細血管の端を挿入します。液体が毛細管のトップ（5μL）マークに達した場合に停止し、ティッシュペーパーで外側に、内部に余分な溶液を除去します。 </li></ol> 4.アセンブリおよび毛細血管フィーダーアッセイを行います<ol><li>断食が必要とされていない場合は、タップすることで、またはブローパイプによってアッセイの実験的なハエを転送します。蒸発を定量化するためにハエずに3つの制御バイアルを含めるようにしていることを確認します。 </li><li>外openinの1を閉じている - （20μLのボリューム2）慎重にピペットチップを削除GSと、第1充填されたガラスキャピラリー、ボトムエンドを挿入します。戻って次のキャピラリーにピペットの先端を配置することにより、キャピラリを固定します。いくつかの食品ソリューションがテストされている場合は、それに応じてこの手順を繰り返します。 </li><li>置き、毛細管は、食料源が異なる高さに配置された場合に発生する可能性バイアスを避けるために、同じレベルのすべてのバイアルの中で終わる（3 - ふた〜4センチ）。誤っ濾紙または食物源の異なる粘度をタッチして漏れる毛細管を防止するために、濾紙の距離を保ちます。 </li><li>マーカーペン（マーク始まる）を使用して着色液の上端部にラベルを付けます。別の毛細血管が識別することができることを確認するには、色やストライプのコードを使用して個別にラベルを付けます。 </li><li>グリッドインレイとプラスチックの箱の内側に複数用意CAFEアッセイを置き、実験室条件下で、または、温度、光-及び湿度制御CLIMに安全な位置に（ 図2A）ボックスを転送実験期間（ 例えば、3 Hまたは日間）：室（25℃、相対湿度60％、12時間/ 12時間の明暗サイクルパラメータ）を食べました。 </li><li>アッセイは、数日間にわたって行われた場合に底ろ紙が乾燥したように、アッセイの内部の湿度を一定に保つためにスポンジ栓（100μL） を経由して 24時間毎に新鮮な水を適用します。湿度デバイスとして30ミリリットルのddH 2 Oを充填した4つの別々のバイアル（8センチ、高さ3.3センチ直径）を使用し、プラスチック製のボックス内のCAFEアッセイの隣に配置します。実験（ 図2A）の間、湿度制御された環境を作成するために、プラスチック製のボックスのカバーを使用してください。 注：より広範な変動は実験室条件下で発生します。しかし、室温（ 例えば 、教室内）でCAFEアッセイを実行することが可能です。加湿装置（プラスチックの箱のための水のバイアルとカバーを埋め濡れたスポンジの栓を伴うまたは伴わないろ紙、、）を使用することは非常に蒸発を減少することが奨励されています（ <st栄&gt;図2B）。 </li><li>長期間の実験ごとに24時間、新鮮に満たされたものと毛細血管を交換してください。各24時間間隔の前に死んだハエをメモして、次の期間にフライあたりの消費量を計算するために生きたハエの数を使用します。 （5.1を参照）メニスカスの低下を測定した後、古い毛細血管を捨てます。 注：私たちはほとんど任意の死んだハエを見ない3時間の実験中。 3死んだハエ - 4日の研究の間、私たちは通常1を見つけます。 </li><li> CAFEアッセイは直立位置にある間に、アッセイの終わりに、またはキャピラリーを交換する前に、マーカーペンでキャピラリー（マーク端 ）の下メニスカスをマーク。マークの端が最初のマーク（マークが始まる ）以下でない場合はデータを破棄します。これは、メニスカスを変更する可能性があるため、蓋を削除しないでください。 </li><li>慎重に分析から毛細血管を削除し、データ収集のためにそれらを格納します。 discarない場合は、キャピラリー内部の液体が下端に達しているかどうかを確認Dデータ、食品はハエにアクセスできなかったとして。グループとして1バイアル当たりすべての毛細血管を収集します。逃げるのハエを防ぐために、すべての開口部に切断されていないピペットチップを挿入します。セットアップを解体し、更なる使用のために室温で石鹸バス、一晩乾燥にバイアル、蓋とスポンジ栓を洗います。 注：ハエは、さらに分析した後に分析することができます。目によって、または解剖顕微鏡下で食品の摂取量を確認してください。 </li><li>少なくとも三つの異なる日に同じ遺伝子型を有する繰り返し実験。 </li></ol> 5.データの収集と分析<ol><li>キャリパーや定規を使用して、キャピラリー上のマークの始まりとマークの端部との間の距離を測定します。スプレッドシートに直接データを転送するには、デジタルキャリパー（ 図1E）接続されたUSB（ユニバーサル・シリアル・バス）を使用します。測定後の毛細血管を捨てます。 </li><li>毛管サイズのアカウントは、食物摂取または蒸発を計算します。例えば、キャップを考えますそのillary 73ミリメートルの長さであり、食品溶液5μLが含まれています。メニスカスで14.6ミリメートルの減少は、1μL液の取り込みを反映しています。以下の式を使用して食物摂取を計算します。 食品摂取量（μL）=測定距離（mm）の/ 14.6ミリメートル</li><li>食物摂取に対する蒸発の影響を排除するために、ハエのない3（最低でも）制御バイアル中の蒸発を意味計算します。ハエによって食料消費のために得られた値から、この平均値を減算します。 </li><li>フライあたりの総消費量を決定するには、次の式を使用します。 食品の消費量（μL）=（食品摂取[μL] - 蒸発損失[μL]）/バイアル中のハエの総数。長期的な実験のために、24時間間隔の開始前に、生きたハエの数を使用します。 </li><li>そのような男性と女性のハエの間のような体の大きさの違いを考慮して、体重（μL食品/ mgでハエ）に摂餌量を正規化します。 </li><li>データ分析のための統計ソフトウェアを使用してください。ノルムのための味方分散データは、2フライ群間の差を決定し、二つ以上のグループのための事後テューキークレーマー検定でANOVA（分散分析）を使用するスチューデントのt -testsを使用しています。選択肢の状況では、ノンパラメトリック1標本符号検定を用いてランダムに選択との違いを分析します。 </li></ol>

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著者らは、開示することは何もありません。

報告書は、技術的なセットアップと実験室での成功のパフォーマンスに焦点を当て、ステップ・バイ・ステップ方式でCAFEアッセイを説明します。 、その単純さのために、このアッセイはまた、学校の実験として、教育的に使用することができます。例としては、アッセイが短く、より長い期間（数時間から数日）にわたってキイロショウジョウバエにおける食物センシング、好みや?...

食べるが不可欠です。しかし、このような過食症、拒食症または課しを過食する一般的な傾向として、摂食障害の結果食物摂取量の規制緩和は、個人と社会1、2、3にかかります。本研究の目的は、食物摂取の調節機構を明らかにし、障害の形成を回避するための戦略を提供することにあります。哺乳類のモデル生物を用いて、多数の研究が障害4、5、6を食べに回路及び信号システムの役割の新たな洞察を提供してきました。それにもかかわらず、これらの疾患の根底にある神経細胞および分子基盤の我々の知識は、完成には程遠いまま。近年では、果実はフライキイロショウジョウバエは metabolisの規制に基本的なメカニズムの洞察を解明するための貴重なモデルシステムとなっていますM 7、8、9。 キイロショウジョウバエのためのキャピラリーフィーダー（CAFE）アッセイはクロバエ10、11にデティアーによって以前の仕事に触発され、2007年にシーモア・ベンザーのラボに設立されました。 CAFEアッセイは直接キイロショウジョウバエにおいて食物摂取を測定することが可能となります。この行動試験システムでは、ハエがバイアル内部に配置された段階的なガラスキャピラリー内に設けられた液体食品を食べます。毛管メニスカスの減少は蒸発し、食料消費を経て食品液の損失を示しています。ハエなしでバイアルによって蒸発速度を決定することは、食物摂取量の正確な定量化を可能にします。 CAFEアッセイは、 キイロショウジョウバエで摂食を測定するために使用されるいくつかの行動パラダイムの一つであり、研究者が、特定のために最も適切なものを選択する必要があります質問。特定のアッセイを使用するという決定は、次の点を考慮する必要があります提供食品の性質を。摂食状態;吸気口や栄養素の摂取と調査の食料消費や食品への応答の測定。 このレポートに記載されているようCAFEアッセイは、直立の給電条件で液体食料源の食物摂取量を、以下のに最適です。あるいは食物摂取量をバイアル中またはプレート上の着色された食物源のフライグループに対して測定することができます。ハエは通常、殺されたり麻酔給餌後と摂取色素の量は、分析法または染色された腹部の目視検査によって決定されています。ハエは、摂取後わずか30分で摂取された食物を排出し始め、したがって、この方法は、連続的なより長い摂食行動の解析12、13のために使用することは困難です。 これとは対照的にハエがするとき、吸収性色素そのまま保持されています放射性トレーサーでsが使用され、放射性同位体の消費は、シンチレーションカウンター14,15で採点されます。フライ消化器系による放射性標識の吸収は、長期的な食品摂取の測定が可能になりますが、ために非吸収と排泄トレーサー分子の消費量の過小評価につながる可能性があります。 キイロショウジョウバエの食物に対する応答を測定するための別のアプローチは、通常、食物摂取16で発生口先拡張応答（PER）です。このエレガントな方法は、食品の刺激に対する初期応答を測定するが、摂取量を記録しません。食物摂取は、動的に給電17,18の調節に重要である、いくつかの後の消化フィードバック信号を使用して、供給中に調整されます。いくつかの試みがPERアッセイで半自動化データ収集に近年なされています<sクラス= &quot;外部参照&quot;&gt; 19、20アップ。 PERは、電気パッドまたは電極の組み合わせによって検出され、コンピュータを介してカウントされます。放射性同位元素の取り込みとPERアッセイを組み合わせることにより、このアッセイは違い18の供給量を検出する低感度によって制限されることを明らかにしました。ハエは、ガラスキャピラリーを用いて手動で供給された手差しアッセイ（MAFE）21は 、最近単固定化されたハエの食物摂取量を測定するために開発されました。 MAFEアッセイは、採餌給電開始の干渉を排除し、秒の時間分解能を有し、PERおよび食物摂取の開始は、アッセイにおいて独立して監視することができます。しかし、摂食行動の特定の側面（ 例えば運動、モチベーション）に影響を与えるハエのどの固定化方法はまだ調査する必要があります。 ショウジョウバエ私の中で食物消費を測定するための異なるアッセイの優れた比較レビュー用lanogasterとデシュパンデとマルクスの報告を参照して、最も適切なものを見つけるの研究者を支援します 13、22。 CAFEアッセイは、上述の他のアッセイの欠点の一部を回避し、食物摂取の信頼できる測定を使用するシンプルさを兼ね備えました。ここで、CAFEアッセイの詳細な説明が提供され、我々は、蒸発を減少させるための簡単な設定の変更を示します。 2食品の選択アッセイ（短期・長期）とハエのショ糖の取り込みを含む代表的な結果が示されています。議論では、CAFEアッセイを実行するための別の方法で私たちの説明した方法を比較し、潜在的な限界を強調表示します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

ワット1118の遺伝子型のハエは、アッセイが行われる方法を示すために使用されています。 W 1118変異体は、一般的にトランスジェニック系統を生成し、導入遺伝子の遺伝的背景が白の遺伝子でマーク制御するために使用されます。通常、行動実験のために、すべてのトランスジェニック系統は、実験対照として使用されているのと...

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The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

キャピラリーフィーダーアッセイにおいて食物摂取を測定します<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K ビュー.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

ビデオ: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

用いて、化合物の生理活性をスクリーニングするためのペアNanoinjectionと電気生理学的アッセイキイロショウジョウバエジャイアントファイバシステム

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

の中枢神経系における単一細胞のラベリング<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

における自発運動量の測定<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

社会回避での定量化のための簡単​​なアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

で社会空間に影響を与える条件<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

個々の産卵環境を調べるために、ハイスループットアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

使用して報酬を求める行動の変化を測定するための簡単な方法<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...