We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. 카페 분석 참고 : 실험 유리 병, 특정 뚜껑과 마이크로 모세 혈관 : 분석법은 세 가지 구성 요소로 구성되어 있습니다. 커버 플라스틱 상자가 제조 된 튜브를 운반하고보다 효율적으로 습도를 제어하기 위해 사용된다. <ol><li> 분석을위한 튜브로 초파리 melanogaster의 문화 플라스틱 병 (옵션 8cm 높이 3.3 cm 직경)를 사용합니다. </li><li> O 링 (도 1A, 1B)를 포함하는 제조 플렉시 유리 뚜껑 유리 병을 밀봉합니다. 로드 눌러 나 또한 공기 순환 및 물 공급을 가능하게 뚜껑의 중앙 개구 (0.9 cm 직경)를 통해 취관과 파리, 그리고 스폰지 마개로 구멍을 닫습니다. 여섯 작은 원추형 개구 (0.4 cm 상부 직경 0.3 cm의 내경)의 중앙 구멍을 둘러싸 2 피펫 팁 적합 - 대신에 모세관을 유지하도록 20 μL 볼륨. (뚜껑의 기술적 인 세부 사항에 대한 보충 수치를 참조하십시오.) 참고 : 사용대신에 우리의 원고에 사용되는 사용자 정의 만든 뚜껑의 모세 혈관에 대한 개구부 스폰지 스토퍼 가능하다. 우리의 사용자 정의 뚜껑 모세 혈관이 떨어지는 위험을 최소화 제조 된 유리 병의 안전한 취급을 할 수 있습니다. </li><li> 액체 음식을 제공하기 위해, 1 μL 마크 5 μL의 마이크로 캐 필러를 사용합니다. 구멍 (빨간색 가장자리로 표시된 그림 1B)에 팁을 20 μL 피펫 팁과 삽입 - 2의 상단을 차단하여 뚜껑의 원추형 구멍의 모세 혈관을 놓습니다. 같은 구멍에 20 μL 피펫 팁 - 탈출 파리를 방지하기 위해, 포경 (2)를 삽입합니다. </li><li> 안전하게, 여러 준비 튜브를 처리 그리드 화 인레이 (그림 2A)와 플라스틱 상자에 그들을 배치합니다. </li></ol> 파리 2. 준비 <ol><li> 25 ° C, 상대 습도 60 %와 12 시간 / 12 시간 명암주기에 표준 음식에 파리를 유지합니다. </li><li> 사육 조건을 제어 (35) 처녀 여성을 소개하는50 ㎖를 포함하는 플라스틱 배양 병에 각 실험 그룹 D (15) 남성 (9.8 cm 높이 4.8 cm 직경) 음식을 비행. 파리 후 성인이 신선한 음식 튜브 (으)로 운항하는 항공사로 전송하고이 두 개 더 일 동안 알을 낳는하자, 처음 3 일 동안 알을 낳기 할 수 있습니다. 이 후 다시 전송을 반복합니다. 취소 성인 2 일 이상 후 파리. </li><li> 음식 섭취 플라이 크기에 의존하기 때문에, 3 일된 어른 2- 마취 100 파리의 그룹의 중량을 결정하는 공동이 플라이 패드를 사용하고, 1.5 mL의 플라스틱 튜브로 수집하고, 표준 측정 날아 실험실 규모. 성별 (표 1)에 의해 분류 적어도 네 개의 독립 플라이 군의 습윤 중량을 결정하고; 플라이 밀리그램 당 μL 음식 소비를 계산하는 가중치를 사용한다. 단일 플라이는 실험 당 사료 식품의 양을 결정하고, 피드백함으로써 모세관 비우는 않도록 따라서 음식으로 채워진 모세관의 수를 조정하는 값을 사용한다. <ol><li> 3 시간 분석, 사용20 파리와이 가득 모세 혈관. 장기간 실험 (&gt; 3 시간 및면 9 일)의 경우, (신뢰할 수있는 결과를 설명하는 조건으로 8 개 미만의 파리 얻을 수 없다) 네 채워진 모세관 공급 8 개의 파리의 그룹을 사용한다. </li></ol></li><li> CO 2 노출에서 무게를 측정 한 후 그룹 (8 또는 20 파리)에 별도의 파리. 진정 CO 2에서 48 시간 동안 이전 실험을 복구 할 수 있도록 (15 mL를 표준 식품을 포함한) 새로운 식품 바이알 그룹 전송. 카페 분석을 위해 4 ~ 6 일 된 파리를 사용합니다. </li><li> 비 - 고갈 야생형 파리 그나마 피드로 19, 21, 프리 굶주 리기 3 시간 공급 실험 날아간다. 식품 소비가 며칠 동안 모니터링 할 때 어떤 금식이 필요하지 않습니다. 금식의 경우, 전송은 부드럽게 ~ 0.5 mL의 DDH 적신 만 45 mm 직경 접힌 종이 필터를 포함하는 유리 병에 그들을 활용하여 시험을하기 전에 16 ~ 20 시간을 날아2 O (증류수를 두 번)와 연결 CAFE 분석 뚜껑을 닫습니다. </li></ol> 액체 식품의 3. 준비 <ol><li> 100 mL의 DDH 2 O. 피펫 3 μL, 33 μL, 333 μL, 3.3 mL의 6.6 mL로 102.6 g 자당 (C 12 H 22 O 11)을 작성하여 (w / v를 10 %) 크로스 원액을 3 M 준비 15 mL의 플라스틱 튜브에 원액; 2 mL의 음식 색상의 추가 (적색 : 코치 닐 [E124] 청색 : 인디고 카민 [E132]) 및 DDH 2 O. 10 mL를 채우기 결과 농도는 0.001, 0.01, 0.1, 1, 2 M 자당 있습니다 . 주 : 식품 색소는 쉽게 메 니스 커스를 시각화 허용한다. 그러나, 염료는 음식물 섭취에 영향을 미칠 수있다. 염료에 음식 염료를 분배 또는 실험 및 그룹 중 음식 샘플에 염료의 사용을 무작위로 인한 바이어스를 방지합니다. </li><li> 알코올 환경 피펫을 위해 15 ML의 플라스틱 튜브에 3 M 자당 원액 333 μL를 테스트합니다.100 %의 EtOH (에탄올) 1.5 ㎖ (2.3 ml)에 추가 15 % (0.25 밀리미터) 및 23 % (0.39 mM)을 작동하는 솔루션 발생하는 10 ㎖까지 DDH 2 O를 추가합니다. </li><li> 4 ° C에서 스톡 -20 ° C에서 솔루션과 작업 솔루션을 계속; 일주일 내 사용합니다. </li><li> 모세관 력에 의해, 착색 음식물 용액과 동시에 열 모세관까지 채운다. 자당 용액 (용액에 45 ° 각도로 모세 혈관을 들고)로 모세 혈관의 끝을 삽입합니다. 액체가 최고 모세관 (5 μL) 마크에 도달하면 중지하고 휴지와 외부와 내부를 초과 솔루션을 제거합니다. </li></ol> 4. 조립 및 모세관 공급 분석을 수행 <ol><li> 금식이 필요하지 않은 경우, 눌러 또는 블로우 파이프에 의해 분석에 대한 실험 파리를 전송합니다. 증발을 정량화 파리없이 세 가지 제어 튜브를 포함해야합니다. </li><li> 외부 오프닝의 하나를 닫는 - (20 μL 볼륨 2) 조심스럽게 피펫 팁을 제거GS, 먼저 채워진 유리 모세관, 하단 끝을 삽입합니다. 다시 옆에있는 모세관에 피펫 팁을 배치하여 모세관을 고정합니다. 몇몇 식품 용액이 테스트되는 경우, 따라서,이 절차를 반복한다. </li><li> 장소 모세관 음식 소스가 서로 다른 높이에 위치 된 경우 발생할 수있는 바이어스 방지하기 위해 동일한 수준의 모든 유리 병 안에 종료 (3 - 뚜껑 4 센티미터); 실수 필터 종이 식품 소스 상이한 점도를 터치하여 누설 모세관 않도록 여과지까지의 거리를 유지한다. </li><li> 마커 펜 (시작 마크)를 사용하여 착색 된 액체의 상단부 라벨. 그들 개별적 색 스트라이프 또는 코드를 사용하여 라벨, 상이한 모세관 식별 할 수 있도록한다. </li><li> 그리드 화 속지와 플라스틱 상자 안에 여러 준비 CAFE 분석을 놓고 실험실 조건에서 또는 온도 -, 라이트 - 습도 조절 CLIM에서 안전한 위치로 (그림 2A) 상자를 전송실험 기간 (예 : 3 시간 또는 일)에 대한 : 챔버 (25 ° C, 상대 습도 60 %, 12 시간 / 12 시간 명암주기 매개 변수)를 먹었다. </li><li> 분석은 몇 일 동안 수행되는 경우 아래 필터 종이 밖으로 건조 된 바와 같이, 스폰지 마개 (100 μL)를 통해 매일 24 시간이 분석의 내부 습도를 일정하게 유지하기 위해 신선한 물을 적용합니다. 습도 장치로 30 ㎖ DDH 2 O 가득 네 개의 분리 된 유리 병 (8 cm 높이 3.3 cm 직경)를 사용하고 플라스틱 상자에 CAFE 분석 옆에 배치합니다. 실험 (그림 2A) 중에 습도 제어 환경을 만들기 위해 플라스틱 상자 커버를 사용합니다. 참고 : 넓은 다양성은 실험실 조건에서 발생; 그러나, (a 교실 예.)을 실온에서 카페 분석을 수행 가능하다. (플라스틱 상자 물 튜브와 커버를 충전 또는 젖은 스폰지 마개없이 여과지) 가습 장치의 사용은 고도의 (증발을 감소 권장 <st룽&gt; 그림 2B). </li><li> 장기 실험을 매 24 시간 동안 갓 채워진 사람과 모세 혈관을 교체합니다. 각 24 시간 간격 전에 죽은 파리의 메모를 확인하고 다음 기간 동안 비행 당 소비를 계산하는 라이브 파리의 수를 사용합니다. 메 니스 커스의 감소 (5.1 참조) 측정 후 이전의 모세 혈관을 폐기하십시오. 참고 : 우리는 거의 죽은 파리를 볼 수없는 3 시간의 실험이 진행되는 동안. 3 죽은 파리 - 4 일 연구 기간 동안 우리는 일반적으로 하나를 찾을 수 있습니다. </li><li> 카페 분석이 직립 위치에있는 동안 분석 또는 모세관을 교체하기 전에 끝에서, 마커 펜으로 모세관 (마크 끝)의 하부 메 니스 커스 (meniscus)를 표시합니다. 마크 단부 (개시 마크) 초기 마크 아래가 아닌 경우 데이터를 버린다. 이 메 니스 커스 변경 될 수 있습니다로, 뚜껑을 제거하지 마십시오. </li><li> 조심스럽게 분석에서 모세 혈관을 제거하고 데이터 수집을 위해 저장합니다. discar 않을 경우 모세관 내의 액체가 하부 끝에 도달하는지 확인D 데이터, 음식이 파리에 액세스 할 수 없습니다 있다는 사실. 그룹으로 바이알 당 모든 모세 혈관을 수집합니다. 탈출 파리를 방지하기 위해 모든 입구에 포경 피펫 팁을 삽입합니다. 설치를 해체하고 더 사용하기 위해 실온에서 비누 목욕 및 건조 하룻밤에 유리 병, 뚜껑 및 스폰지 마개를 씻는다. 주 : 파리 더 분석 한 후 분석 될 수있다. 눈으로 또는 해부 현미경으로 음식 섭취를 확인합니다. </li><li> 적어도 세 가지 다른 일에 동일한 유전자형과 반복 실험. </li></ol> 5. 데이터 수집 및 분석 <ol><li> 캘리퍼스 또는 통치자를 사용하여 모세관에 마크 시작과 마크 끝 사이의 거리를 측정한다. 스프레드 시트에 직접 데이터를 전송하는, 디지털 캘리퍼스 (도 1E)에 접속 된 USB (범용 직렬 버스)를 사용한다. 측정 후 모세 혈관을 폐기하십시오. </li><li> 모세관 크기에 대한 계정 음식 섭취 또는 증발을 계산합니다. 예를 들면, 캡을 고려길이 73mm 인 음식 솔루션의 5 μL를 포함 illary. 메 니스 커스에서 14.6 mm의 감소는 1 μL 솔루션의 흡수를 반영한다. 다음 식을 사용하여 음식물 섭취량을 계산한다 : 식품 섭취 (μL) = 측정 거리 (mm) / 14.6 mm </li><li> 음식 섭취에 증발의 효과를 제외하려면, 파리없이 세 (최소) 제어 튜브의 증발을 의미 계산합니다. 파리에 의해 식품 소비에 대해 얻은 값에서이 평균 값을 뺍니다. </li><li> 비행 당 총 소비량을 확인하려면 다음 수식을 사용하여 식품 소비 (μL) = (식품 섭취 [μL] - 증발 손실 [μL]) / 유리 병에 파리의 총 수입니다. 장기적 실험은 24 시간주기의 시작 전에 살아있는 파리의 수를 사용한다. </li><li> 이러한 암수 파리와 같은 신체 크기의 차이를 설명하기 위해, 체중 먹이 섭취량 (식품 μL / mg의 플라이)을 정상화. </li><li> 데이터 분석을위한 통계 소프트웨어를 사용합니다. 규범에 대한동맹 분산 된 데이터를 사용 학생의 T의 -tests 두 비행 그룹 간의 차이를 결정하고, 두 개 이상의 그룹에 대한 사후 Tukey에 크레이머 테스트와 ANOVA (분산 분석)를 사용합니다. 선택의 상황에서, 비모수 하나의 샘플 기호 테스트를 사용하여 임의의 선택이 차이점을 분석한다. </li></ol>

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저자는 공개 아무것도 없어.

이 보고서는 기술 설치 및 실험실에서의 성공적인 성능에 초점을 맞추고, 단계별 방식으로 CAFE 분석에 대해 설명합니다. 단순하기 때문에,이 분석은 학교 교육적 실험으로 사용될 수있다. 예제는 분석이 짧고 긴 기간 (일 시간)을 통해 초파리 melanogaster의 음식 감지, 환경 및 소비의 조사를 할 수 있음을 보여준다. 카페 분석은 식품 의약품 소비 중독 에너지 항상성 및 공급 (16)?...

식사는 필수적이다; 그러나, 폭식증, 거식증 또는을 강요을 과식하는 일반적인 경향과 같은 섭식 장애의 결과로 음식 섭취의 규제 완화는 개인과 사회 1, 2, 3의 요금으로 제공됩니다. 본 연구의 목적은 음식 섭취의 조절 메커니즘을 밝히기 위해서 무질서 형성을 회피하기위한 전략을 제공하는 것이다. 포유 동물 유기체 모델을 사용하여 많은 연구 장애 4,5,6 먹는 회로 및 신호 시스템의 역할에 새로운 통찰력을 제공했다. 그럼에도 불구하고, 이러한 질환의 기초가되는 신경 세포 및 분자 기지에 대한 우리의 지식은 완전한에서 멀리 남아있다. 최근 몇 년 동안, 과일 초파리 melanogaster의이 metabolis의 규제에 기본 기계적인 통찰력을 탈피하기위한 가치있는 모델 시스템이되었다 비행m 7, 8, 9. 노랑 초파리의 모세관 공급 장치 (CAFE) 분석은 검정 파리 10, 11 Dethier에 의해 이전 작품에서 영감을 2007 년 모어 Benzer의 실험실에서 설립되었다. 카페 분석은 가능한 직접 초파리에서 음식 섭취를 측정하기 위해 만든. 이 행동 테스트 시스템에서, 파리는 유리 병 내부에 배치 그레이드 유리 모세관에서 제공하는 액체 음식을 먹고. 모세관 메 니스 커스의 감소는 증발 및 음식 소비를 통해 음식 용액의 손실을 나타낸다. 파리없이 튜브에 의해 증착 속도를 결정하는 것은 음식 섭취의 정확한 정량을 허용한다. 카페 분석은 초파리에서 먹이를 측정하는 데 사용되는 여러 행동 패러다임 중 하나이며 연구자들은 특정에 가장 적합한 하나를 선택해야문제. 다음과 같은 점을 고려해야 특정 분석법을 사용하도록 결정 : 제공된 식품의 성질; 공급 조건; 섭취 또는 영양소의 흡수 및 조사 식품 소비 식품에 대한 응답의 측정. 이 보고서에 설명 된대로 CAFE 분석은 직립 공급 조건에서 액체 음식 소스의 음식 섭취를 다음에 이상적이다. 또는 음식 섭취는 유리 병이나 접시에 색깔의 음식 소스에 비행 그룹에 대해 측정 할 수있다. 파리 정상적으로 죽거나 마취 먹이 섭취 후 염료의 양은 분석법 또는 염색 복부 육안으로 판정한다. 파리는 30 분 섭취 후 섭취 한 음식을 배설하기 시작, 따라서이 방법은 지속적으로 더 이상 공급의 분석을 위해 사용하기 어려운 13, 12 행동들. 반면 파리는 때 흡수 염료 그대로 유지된다방사성 트레이서들과 사용되며 동위 원소들의 소비 섬광 계수기 (14), (15)에서 획득된다. 플라이 소화 시스템에 의해 방사성 표지의 흡수는 장기적으로 음식 섭취 측정이 가능하게하지만, 때문에 비 흡수 및 배설 추적 분자의 소비의 과소 평가로 이어질 수 있습니다. 또 다른 방법은 melanogaster의 일반적으로 음식 섭취 (16)에 대해 발생하는 코 확장 응답 (PER)이며, 초파리의 음식에 대한 반응을 측정합니다. 이 우아한 방법은 음식의 자극에 대한 초기 반응을 측정하지만, 섭취의 양을 기록하지 않습니다. 음식 섭취를 동적으로 공급 (17) (18)의 조절에 중요한 여러 포스트 소화 피드백 신호를 이용하여 공급 중에 조절된다. 몇 번의 시도는 PER 분석에서 반 자동화 데이터 수집에 최근되었습니다 <s클래스 = &quot;외부 참조&quot;&gt; 19, 20입니다. 당은 전기 패드 또는 전극의 조합에 의해 감지되고 컴퓨터를 통해 계산됩니다. 방사성 동위 원소의 흡수와 PER 분석을 결합하면이 분석은 양 먹이의 차이 (18)를 검출하는 낮은 감도에 의해 제한되는 것으로 나타났습니다. 비행은 유리 모세관을 사용하여 수동으로 공급하는 수동 급지 분석 (MAFE) (21)는, 최근에 고정화 한 즉석 식품 섭취량을 측정하기 위해 개발되었다. MAFE 분석은 개시 꼴 및 공급의 간섭을 제거하고, PER의 시간 (초)의 해상도 및 개시가 있고 음식 소비 분석 독립적으로 모니터링 할 수있다. 그러나 상기 방법은 상기 플라이 고정화 (예 운동 동기)이 아직 조사해야 급전 동작의 특정 측면에 영향을 미친다. 초파리 나 음식 소비를 측정하기위한 다른 분석의 우수한 비교 후기lanogaster은하고, 가장 적합한 하나를 찾는 연구에 도움 데쉬와 마르크스하여 보고서를 볼 수 있습니다 13, 22. 카페 분석은 위에서 설명한 다른 분석의 단점 중 일부를 방지하고 음식 섭취의 신뢰성있는 측정과 사용의 단순성을 결합한다. 여기서, 카페 분석의 상세한 설명을 제공하고, 우리는 증발을 감소시키기 위해 간단한 설정 변경을 보여준다. 두 음식 선택 분석 (단기 및 장기)과 파리의 설탕 섭취를 포함하는 대표적인 결과가 증명된다. 토론에서 우리는 CAFE 분석을 수행하고 잠재적 인 한계를 강조하기 위해 다른 방법으로 우리의 기술 방법을 비교한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

승 1118 유전자형의 파리는 분석이 수행되는 방법을 설명하는 데 사용됩니다. 승 1118 돌연변이는 일반적으로 트랜스 제닉 라인들을 생성하고, 도입 유전자의 유전 적 배경에 흰색 유전자 표시 제어하기 위해 사용된다. 일반적으로, 행동 실험을 위해, 모든 유전자 변형 라인은 실험 대조군으로 사용되는 것과 동일한 w 1,118 ...

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The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

모세관 공급 분석은 식품 섭취를 측정<em&gt; 노랑 초파리</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K 조회수.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

비디오: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

를 사용하여 화합물 Bioactivity위한 이점 Nanoinjection 및 화면에 대한 전기 생리학 분석 Drosophila melanogaster 거대 섬유 시스템

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

의 중추 신경계에 단일 세포의 라벨<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

의 이스케이프 문제의 Optogenetic의 자극<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

의 자발적인 운동 활성의 결정<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

사회 회피의 정량화에 대한 간단한 분석<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

사회적 공간에 영향을 미치는 조건<em&gt; 초파리</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

의 Mechanosensation에 대한 행동 분석 클론의 MARCM은 기반<em&gt; 초파리</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

높은 처리량 분석은 개인의 알을 낳는 환경 설정을 검사합니다<em&gt; 노랑 초파리</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

사용 보상 추구 행동의 변화를 측정하는 간단한 방법<em&gt; 노랑 초파리</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

모세관 공급 분석은 식품 섭취를 측정

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